Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Обострение ишемии миокарда при воздействии твердых частиц на атеросклероз животной модели

1.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63184

⸱

10 декабря 2021 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1China Academy of Chinese Medical Sciences

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает композитную модель животных с воздействием твердых частиц (ТЧ), которые усугубляют ишемию миокарда атеросклерозом.

Аннотация

Проблемам со здоровьем, вызванным загрязнением воздуха (особенно загрязнением твердыми частицами), уделяется все больше внимания, особенно среди пациентов с сердечно-сосудистыми заболеваниями, что усугубляет сложные расстройства и вызывает плохой прогноз. Простая модель воздействия ишемии миокарда (ИМ) или твердых частиц (ТЧ) непригодна для таких исследований заболеваний с несколькими причинами. Здесь описан способ построения композитной модели, сочетающей воздействие ТЧ, атеросклероз и ишемию миокарда. Мышей ApoE−/− кормили диетой с высоким содержанием жиров в течение 16 недель для развития атеросклероза, трахеальную инстилляцию стандартной суспензии ТЧ проводили для имитации легочного воздействия ТЧ, а левую переднюю нисходящую коронарную артерию перевязывали через неделю после последнего воздействия. Трахеальная инстилляция ТЧ может имитировать острое воздействие легких при значительном снижении стоимости эксперимента; классическая перевязка левой передней нисходящей артерии с неинвазивной интубацией трахеи и новое вспомогательное расширительное устройство могут обеспечить выживаемость животного и снизить сложность операции. Эта животная модель может разумно имитировать патологические изменения инфаркта миокарда пациента, усугубленные загрязнением воздуха, и служить ориентиром для построения моделей животных, связанных с исследованиями, связанными с заболеваниями с несколькими причинами.

Введение

Загрязнение воздуха было связано с высокой смертностью от всех причин и способствовало значительному бремени болезней больше, чем сумма загрязнения воды, загрязнения почвы и профессионального воздействия1. Доклад ВОЗ показал, что загрязнение наружного воздуха вызвало 4,2 миллиона преждевременных смертей как в городах, так и в сельских районах во всем мире в 2016году2. 91% людей во всем мире живут в местах, где качество воздуха превышает рекомендуемые ВОЗ пределы2. Кроме того, тонкодисперсные твердые частицы (ТЧ) (диаметр ≤2,5 мкм, ТЧ2,5) признаны наиболее значительной угрозой загрязнения воздуха для глобального общественногоздравоохранения3, особенно для людей, проживающих в городах стран с низким и средним уровнем дохода.

Неблагоприятное воздействие загрязнения воздуха на сердечно-сосудистые заболевания заслуживает большего внимания. Предыдущие исследования показали, что ТЧ приводит к повышенному риску сердечно-сосудистых заболеваний (ССЗ)4. Воздействие высоких концентраций ультрадисперсных частиц в течение нескольких часов может привести к повышению смертности от инфаркта миокарда. Для людей с инфарктом миокарда в анамнезе воздействие ультрадисперсных частиц может значительно увеличить риск рецидива5. Кроме того, общепризнано, что воздействие ТЧ ускоряет прогрессирование атеросклероза6.

Для медицинских исследований крайне важно выбрать подходящую модель животного. Простой атеросклероз животных модели7, ишемия миокарда животных модели8 и воздействие ТЧ на животных модели9 уже существуют. Мышь ApoE−/− (выбитый аполипопротеин Е) является традиционной моделью мыши, используемой в исследованиях атеросклероза. Способность очищать липопротеины плазмы у мышей ApoE−/− сильно нарушена. Диета с высоким содержанием жиров вызовет тяжелый атеросклероз, напоминающий диетическую зависимость от атеросклеротической болезни сердца, наблюдаемую у людей7. Перевязка левой передней нисходящей коронарной артерии (LAD) является классическим методом индуцирования ишемического события 8,10. Инфузия трахеи использовалась во многих исследованиях и выделяется из моделей воздействия11,12 из-за ее лучшего моделирования и более низкой стоимости.

Тем не менее, животные модели одного заболевания имеют значительные ограничения в научных исследованиях. Ишемия миокарда, вызванная просто лигированием LAD, не моделируется в реальной ситуации. В естественном состоянии ишемия миокарда обычно вызвана разрывом бляшек и закупоркой коронарных артерий13. Пациенты с ишемической кардиомиопатией обычно имеют атеросклеротические основные поражения13. Существуют также нарушения липидного обмена и воспалительные реакции в организме14. Поэтому ишемия, вызванная физическими факторами или в естественных условиях, имеет разные патологические проявления. Существующие исследования показали, что инфаркт и воспаление в моделях ишемии миокарда при атеросклерозе более тяжелые15,16. Воздействие ПМ может еще больше усугубить атеросклероз и ишемию миокарда, вызывая воспаление и окислительный стресс1. Три фактора обычно сосуществуют в естественном состоянии, поэтому фактическую ситуацию можно лучше смоделировать с помощью сложной модели.

Этот протокол описывает разработку животной модели ишемии миокарда (ИМ), сочетающей атеросклероз (АС) и острое воздействие ТЧ. Мышей ApoE−/− кормили диетой с высоким содержанием жиров, чтобы вызвать атеросклероз. Легочное воздействие ТЧ имитировалось капанием суспензии ТЧ через трахею. Лигирование LAD у мышей использовалось для индуцирования ишемии миокарда. Эти методы были объединены и оптимизированы для лучшего моделирования болезненного состояния и улучшения выживаемости животных. Не требуется большой экспозиционный блок или аппарат для газовой анестезии, что делает эксперимент простым в выполнении. Эта модель может быть использована для изучения влияния воздействия ТЧ в загрязнении воздуха на атеросклероз и ишемическую кардиомиопатию и проведения исследований новых препаратов, разработанных для лечения заболеваний с такими сложными факторами.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все виды деятельности животных, описанные здесь, были одобрены Комитетом по этике животных Института китайской Материи Медики Китайской академии китайских медицинских наук. Для исследования использовались самцы мышей ApoE−/− (фон C57BL/6) в возрасте 6-8 недель.

1. Экспериментальная подготовка

  1. Готовят анестетики трибромэтанола (15 мг/мл): растворяют 0,75 г трибромэтанола в 1 мл трет-амилового спирта (см. Таблицу материалов). После полного растворения разбавляют его до 50 мл стерильным физиологическим раствором. Храните раствор при 4 °C в стерильном контейнере и избегайте воздействия света.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе трибромэтанол использовался из-за оптимального времени восстановления анестезии и выживаемости животных. Следуйте рекомендациям местного комитета по этике животных при выборе режима анестезии.
  2. Приготовить суспензию ПМ: измерьте 5 мг ДПМ ( твердых частиц дизельного топлива, см. Таблицу материалов) в 10 мл центрифужных трубок. Добавьте 5 мл обычного физиологического раствора и переверните трубку вверх дном, чтобы хорошо перемешать. Используйте парафиновую пленку для герметизации трубки, а затем поместите ее в ультразвуковой очиститель на 2-3 ч (40 кГц, 80 Вт) для ультразвукового разрыва.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Суспензия должна быть однородной и свободной от частиц агломератов. Хорошо встряхните перед употреблением.

2. Индукция атеросклероза у мышей

  1. Кормите мышей с высоким содержанием жиров (порошок яичного желтка 10%, сало 10%, стерин 1%, поддерживающий корм 79%, см. Таблицу материалов) в течение 12 недель.
  2. Чтобы оценить прогресс атеросклероза, случайным образом выберите 2-3 мышей и проверьте, есть ли бляшка в дуге аорты, путем ультразвуковой визуализации или прямого анатомического наблюдения17.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для анатомического наблюдения животных отбирали путем случайной выборки и усыпляли после обезболивания. Затем их грудная полость была открыта, и кровеносные сосуды были непосредственно визуализированы. Анатомическое наблюдение обычно более надежно, потому что ультразвуковая визуализация может не обнаружить все бляшки.
  3. После того, как атеросклероз сформировался, подготовьте мышей к следующему шагу.

3. Оротрахеальная интубация и острое воздействие твердых частиц

ПРИМЕЧАНИЕ: PM будет подвергаться воздействию один раз в неделю в течение 4 недель после 12 недель кормления с высоким содержанием жиров и постоянно получать диету с высоким содержанием жиров.

  1. Подготовьте рассеченную доску (см. Таблицу материалов) резинкой, закрепляющей 1,5 см от верхнего края. Закрепите рассечение под углом 60° от плоскости стола.
  2. Обезболить мышь с помощью трибромэтанола анестетика путем внутрибрюшинной инъекции (0,1 мл на каждые 10 г массы тела). Через 2-3 мин переверните мышь, чтобы проверить, есть ли корректирующий рефлекс. Выполните защемление пальца ноги, чтобы подтвердить седацию. Нанесите стерильную смазку на глаза.
  3. Продезинфицируйте рассечение спиртовыми салфетками.
  4. Поместите обезболенную мышь в лежачее положение на доске и прикрепите верхние резцы к резинке.
  5. Используйте небольшой светодиодный прожектор (см. Таблицу материалов) с гибкой трубой. Сфокусируйте свет на трахее, которая находится примерно в средней точке подмышечной линии.
  6. Положите небольшой стерильный ватный тампон в рот мыши, затем сверните тампон, чтобы высунуть язык.
  7. Держите язык и осторожно подтяните его вверх, чтобы сделать ротовую полость, глоток и трахею в том же продольном направлении. Голосовая щель, которая является входом в трахею, будет показана как яркое пятно, которое открывается и закрывается с каждым вдохом.
  8. Продолжайте осторожно держать язык. Вставьте канюлю (22 г) в трахею мыши, целясь в голосовую щель, вытащив сердцевину иглы после того, как канюля будет вставлена в трахею.
  9. Используйте пипетку с небольшим количеством обычного физиологического раствора, чтобы проверить, правильно ли находится трубка в ласке. Если трубка находится в правильном положении, столб жидкости в пипетке будет подпрыгивать с каждым вдохом.
  10. Опустите 50 мкл суспензии ДПМ (подготовленной на этапе 1.2) в трубку с помощью пипетки. Суспензия будет естественным образом вдыхаться в легкие мыши, когда она дышит.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы обеспечить плавное дыхание, лучше давать мыши в два раза больше суспензии DPM (25 мкл на один раз), на расстоянии 10 с друг от друга.
  11. Удалите внутреннюю иглу для домашних животных после воздействия ПМ. Подождите, пока мышь останется на грелках, пока она не придет в сознание (10-20 мин), а затем поместите обратно в домашнюю клетку.

4. Перевязка коронарных артерий

ПРИМЕЧАНИЕ: Операция моделирования ишемии миокарда (перевязка коронарной артерии) проводится на16-й неделе.

  1. Подготовьте хирургические инструменты. После автоклавирования храните все хирургические инструменты в герметичном ящике для инструментов. Замочите их в 75% спирте за 20-30 мин до операции.
  2. Постройте хирургическую платформу. Для достижения правильного наклона платформы используйте крышку чашки для клеточной культуры (150 мм х 25 мм). Сложите 0-0 шелка (длиной 10-15 см) пополам и прикрепите концы нити к верхней части наклонной платформы с помощью ленты для создания подвесной петли.
  3. Обезболивание мышей в соответствии с процедурой, описанной в шаге 3.2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Между каждым введением трибромэтанола должен быть обеспечен интервал в 1 неделю.
  4. Продезинфицируйте платформу спиртовыми салфетками.
  5. Поместите мышь в лежачее положение на интубационной платформе и зацепите верхние резцы за петлю подвески, описанную на этапе 4.2. Заклейте хвост, конечности и усы.
  6. Удалите волосы левой груди и часть прилегающей правой груди кремом для удаления волос перед операцией.
  7. Выполните оротрахеальную интубацию у мышей, следуя процедуре, описанной в шагах 3.4-3.8.
  8. Свяжите иглу для домашних животных с вентилятором животного (см. Таблицу материалов). Настройка вентилятора: частота дыхания - 120 раз/мин; соотношение ингаляция/дыхание - 1:1,1; приливный объем - 1,7 мл.
  9. Протрите кожу йодофором и спиртом для дезинфекции.
  10. Обнажите сердце. Сделайте разрез кожи на 0,5-1 см офтальмологическими ножницами и подтяжите мышцы (грудную поверхностную мышцу и зазубренную переднюю мышцу), чтобы обнажить ребра. Зажмите ребро офтальмологическим пинцетом (крючками) и затем сделайте небольшой разрез в третьем межреберном пространстве (см. Таблицу материалов). Сделайте рабочее окно с помощью самодельных инструментов для открывания сундука.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Порез кожи расположен примерно на одной трети мечевидного отростка и подмышечной линии.
  11. Разорвать мембраны перикарда. Затем можно завязать LAD, выполнив шаги 4.11-4.14.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если легочные доли блокируют обзор, протолкните его за сердце, используя небольшой стерильный ватный тампон.
  12. Сначала найдите LAD.
  13. Проведите стерильный 6-0 шелковый шов иглой с помощью микрососудистых гемостатических щипцов (см. Таблицу материалов). Пропустите шелк через миокард шириной 2 мм в область, где расположена коронарная артерия.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не пытайтесь лигировать только LAD, что может вызвать серьезное интраоперационное кровоизлияние.
  14. Поместите короткий кусочек стерильного шелка 5-0 между лигатурой и тканями миокарда, чтобы предотвратить разрыв ткани.
  15. Плотно свяжите LAD и небольшой пучок миокарда вокруг него. Перевязка считается успешной, когда передняя стенка левого желудочка (LV) бледнеет; Подъем сегмента ST можно наблюдать одновременно, если подключен аппарат для электрокардиограммы.
  16. Осторожно выдавите воздух из груди. Швы межреберных мышц и кожи последовательно стерильным 5-0 шелком.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы выдавить воздух из грудной клетки, закройте грудную клетку в момент расширения легких и используйте указательный и средний пальцы, чтобы осторожно сжать грудную клетку посередине и позволить воздуху выйти из-за пределов последнего шва. Шприцы также могут быть использованы для извлечения грудного газа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется простой прерванный шов, так как мыши могут грызть шелк, когда они бодрствуют.

5. Восстановление

  1. Очистите все пятна крови после операции, иначе мышь подвергнется нападению других.
  2. Поместите мышь на грелку в боковое лежачее положение. Непрерывно контролируйте признаки мышей в течение 5-20 минут, пока они не восстановятся после анестезии. Время наблюдения зависит от состояния организма.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши дышат легче в боковом лежачем положении.
  3. Как только корректирующий рефлекс будет восстановлен, переведите мышей в чистые клетки восстановления на грелке с бутылкой с едой и водой. Продолжайте наблюдение в течение 15-30 мин, чтобы обеспечить выживание мыши. Держите мышь подальше от других, прежде чем она сможет двигаться полностью автономно.
  4. Для предотвращения раневой инфекции вводят пенициллин натрия внутримышечно в соответствии с желаемой дозой (1 000 000-1 50 000 Ед/кг). Для получения подробной информации, пожалуйста, обратитесь к маркировке препарата для преобразования дозировки.
  5. Поместите мышь обратно в домашнюю клетку. Продолжайте мониторинг в течение следующих 24 часов до сбора проб. Вводят анальгетики для длительных экспериментов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мышей усыпляли через 24 часа после перевязки коронарной артерии, а кровь собирали после анестезии. Мышей анестезировали трибромэтанолом (согласно шагу 3.2), а образец крови собирали из ретроорбитального синуса. Сердце было собрано, а степень ишемии исследовали путем окрашивания 2,3,5-трифенилтетразолия хлорида (TTC) (рисунок 1).. Нормальные ткани становятся красными, когда TTC реагирует с сукцинатдегидрогеназой, в то время как ишемизированные ткани остаются бледными из-за сн...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Создание составной животной модели несколько отличается от модели одного ИМ. Поддержание высокой выживаемости является сложной задачей при разработке композитной модели. Тяжесть атеросклероза у мышей ApoE−/− станет более тяжелой с продлением времени кормления с высоким содержанием жиров7, а слабость мышей приводит к повышенной смертности. Поэтому необходимо постоянно следить за состоянием мышей во время эксперимента и корректировать время индуцирования атеросклероза в соответствии с пот...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конкурирующих финансовых интересов, которые можно было бы декларировать.

Благодарности

Эта модель была разработана при поддержке Национального фонда естественных наук Китая (Nos. 81673640, 81841001 и 81803814) и Главной национальной научно-технической программы Китая по инновационным лекарственным средствам (2017ZX09301012002 и 2017ZX09101002001-001-3).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
2,2,2-трибромэтанолSigma-AldrichT48402
75% спиртовое дезинфицирующее средство
Аппарат искусственной вентиляции легких для животныхShanghai Alcott BiotechALC-V8S
Ватные палочкиСтерильные
Ватные палочки для младенцевСтерильные, Примерно 3 мм в диаметре
Чашкадля культивированияCorning430597150 мм x 25 мм
Дизельное топливо Твердые частицыНациональный институт стандартовтехнологии 1650b
Доскаоколо 25 x 17 см. Доска для препарирования может быть заменена на деревянную доску того же размера
Диета с высоким содержанием жира для мышейРецепт: порошок яичного желтка 10%, сало 10%, стерол 1%, поддерживающий корм 79%
Йодофор дезинфицирующее светодиодное
прожектор5 В, 3 Вт, со шлангами и зажимами
Медицинский шелковый пряжа ШарикШанхайская медицинская фабрика игл для швов Co., Ltd.-0-0
Медицинская лента3M1527C-0
Микрососудистые кровоостанавливающие щипцыShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Фабрика хирургических инструментовW40350
ИглодержателиShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Фабрика хирургических инструментовJC32010
физиологическом растворе
Офтальмологические ножницыShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Фабрика хирургических инструментовY00040
Офтальмологический пинцет, 10 см, изогнутый, с крючкамиShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Фабрика хирургических инструментовJD1080
Офтальмологический пинцет, 10 см, изогнутый, с зубцамиShanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Фабрика хирургических инструментовJD1060
Наконечники для дозаторовAxygenT-200-Y-R-S0-200 μ L
Пипеткаeppendorf3121000074100 мкл
Безопасная булавкаПримерно 4,5 см в длину, для изготовления инструментов для открытия грудной клетки
Small Animal I.V. CannulasBaayen healthcare suzhouBAAN-322025I.V КАТЕТЕР 22FG x 25 MM
Шовная игла с нитьюShanghai Medical Suture Needle Factory Co., Ltd.-6-0,Нейлоновая линия
Шовная игла с нитьюJinHuan MedicalF5035-0
Шприц1 мл
Трет-амиловый спирт
Zoom-стерео микроскопMshotMZ62
для вскрытия

Ссылки

  1. Al-Kindi, S. G., Brook, R. D., Biswal, S., Rajagopalan, S. Environmental determinants of cardiovascular disease: lessons learned from air pollution. Nature Reviews: Cardiology. 17 (10), 656-672 (2020).
  2. WHO. Ambient (outdoor) Air Pollution. WHO. , Available from: https://www.who.int/news-room/fact-sheets/detail/ambient-(outdoor)-air-quality-and-health (2021).
  3. Kim, K. H., Kabir, E., Kabir, S. A review on the human health impact of airborne particulate matter. Environment International. 74, 136-143 (2015).
  4. Rajagopalan, S., Al-Kindi, S. G., Brook, R. D. Air pollution and cardiovascular disease: JACC State-of-the-Art Review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (17), 2054-2070 (2018).
  5. Wolf, K., et al. Associations between short-term exposure to particulate matter and ultrafine particles and myocardial infarction in Augsburg, Germany. International Journal of Hygiene and Environmental Health. 218 (6), 535-542 (2015).
  6. Sun, Q., Hong, X., Wold, L. E. Cardiovascular effects of ambient particulate air pollution exposure. Circulation. 121 (25), 2755-2765 (2010).
  7. Emini Veseli, B., et al. Animal models of atherosclerosis. European Journal of Pharmacology. 816, 3-13 (2017).
  8. Reichert, K., et al. Murine Left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353(2017).
  9. Lei, J., et al. The acute effect of diesel exhaust particles and different fractions exposure on blood coagulation function in mice. International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (8), 4136(2021).
  10. Gao, E., et al. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circulation Research. 107 (12), 1445-1453 (2010).
  11. Pei, Y. H., et al. LncRNA PEAMIR inhibits apoptosis and inflammatory response in PM2.5 exposure aggravated myocardial ischemia/reperfusion injury as a competing endogenous RNA of miR-29b-3p. Nanotoxicology. 14 (5), 638-653 (2020).
  12. Jia, H., et al. PM2.5-induced pulmonary inflammation via activating of the NLRP3/caspase-1 signaling pathway. Environmental Toxicology. 36 (3), 298-307 (2021).
  13. Vogel, B., et al. ST-segment elevation myocardial infarction. Nature Reviews Disease Primers. 5 (1), 39(2019).
  14. Libby, P. The changing landscape of atherosclerosis. Nature. 592 (7855), 524-533 (2021).
  15. Zhou, Z., et al. Excessive neutrophil extracellular trap formation aggravates acute myocardial infarction injury in Apolipoprotein E deficiency mice via the ROS-dependent pathway. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2019, 1209307(2019).
  16. Pluijmert, N. J., Bart, C. I., Bax, W. H., Quax, P. H. A., Atsma, D. E. Effects on cardiac function, remodeling and inflammation following myocardial ischemia-reperfusion injury or unreperfused myocardial infarction in hypercholesterolemic APOE*3-Leiden mice. Scientific Reports. 10 (1), 16601(2020).
  17. Centa, M., Ketelhuth, D. F. J., Malin, S., Gistera, A. Quantification of atherosclerosis in mice. Journal of Visualized Experiments. (148), e59828(2019).
  18. Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Research. 1116 (1), 159-165 (2006).
  19. Mehlem, A., Hagberg, C. E., Muhl, L., Eriksson, U., Falkevall, A. Imaging of neutral lipids by oil red O for analyzing the metabolic status in health and disease. Nature Protocols. 8 (6), 1149-1154 (2013).
  20. Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. Journal of Visualized Experiments. (157), e60844(2020).
  21. Zheng, Z., et al. Exposure to fine airborne particulate matters induces hepatic fibrosis in murine models. Journal of Hepatology. 63 (6), 1397-1404 (2015).
  22. Bai, N., van Eeden, S. F. Systemic and vascular effects of circulating diesel exhaust particulate matter. Inhalation Toxicology. 25 (13), 725-734 (2013).
  23. Furuyama, A., Kanno, S., Kobayashi, T., Hirano, S. Extrapulmonary translocation of intratracheally instilled fine and ultrafine particles via direct and alveolar macrophage-associated routes. Archives of Toxicology. 83 (5), 429-437 (2009).
  24. Brunekreef, B., Holgate, S. T. Air pollution and health. Lancet. 360 (9341), 1233-1242 (2002).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

ApoEOil Red O
Обострение ишемии миокарда при воздействии твердых частиц на атеросклероз животной модели
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.