Хемотаксис важен для колонизации ризобактерий, способствующих росту растений (PGPR) на корнях и для понимания взаимодействия растений и микробов1. Класс низкомолекулярных соединений (хемоаттрактанты) в экссудатах корней растений индуцирует хемотаксическое движение PGPR в ризосферу2. Яблочная кислота, лимонная кислота и другие компоненты в корневых экссудатах стимулируют хемотаксис штаммов Bacillus3. Например, глюкоза, лимонная кислота и фумаровая кислота в экссудатах корня кукурузы рекрутируют бактерии на поверхность корня4. D-галактоза, которая получена из корневых экссудатов, индуцирует хемотаксис Bacillus velezensis SQR95. Органические кислоты, в том числе фумарат, яблочная кислота и сукцинат, влияют на хемотаксис и колонизацию различных PGPR в системе cajanus cajan - Zea mays intercropping6. Олеаноловая кислота в экссудатах корня риса, действует как химиоаттрактант для штамма FP357. Другие растительные экссудаты (включая гистидин, аргинин и аспартат) могут играть решающую роль в хемотаксическом ответе бактерий8. Экссудаты растений функционируют как сигнал для направления движения бактерий, что является первым шагом во время колонизации ризосферы. Колонизация растений с помощью PGPR является процессом огромной важности, так как PGPR полезны для хозяина растения.
Многие методы были использованы для анализа бактериального хемотаксиса. Метод плавательной пластины является одним из методов, описанных ранее9. При этом способе пластины изготавливали из полутвердой среды. К пластине добавляли хемотаксический буфер, содержащий агар (1,0%, мас./об.). Буфер нагревают, а затем смешивают с химиоаттрактантом. Затем 8 мкл суспензии бактерий добавляли по каплям к середине пластины и пластину помещали в инкубатор при 28 °C. Пластину регулярно наблюдали и фотографировали. Однако экспериментальный цикл метода плавательной пластины был очень длинным. В капилляроподобном способе10 наконечник пипетки служит камерой для хранения 100 мкл бактериальной суспензии. В качестве капилляра использовалась игла шприца объемом 1 мл. Шприцевую иглу, содержащую химиоаттрактанты с различными градиентами концентрации, вставляли в наконечник пипетки объемом 100 мкл. После инкубации при комнатной температуре в течение 3 ч шприцевую иглу удаляли, содержимое разбавляли и наносили на среду. Бактериальное накопление в шприце было представлено колониеобразующими единицами (КОЕ) в пластинах. Тем не менее, экспериментальная ошибка в репликах для капилляроподобного метода была большой. Другим методом использовалось микрофлюидное устройство SlipChip11. Вкратце, раствор бычьего сывороточного альбумина (BSA) вводили во все каналы и удаляли с помощью вакуума. Растворы, содержащие различные хемоаттрактанты (концентрация 1 мМ только для качественного обнаружения), бактериальные клетки, взвешенные в фосфатно-буферном физиологическом растворе и фосфатно-буферном солевом буфере (отрицательный контроль), добавляли в верхнюю, среднюю и нижнюю микролунки соответственно. Затем инкубацию проводили в темной среде при комнатной температуре в течение 30 мин. Затем бактериальные клетки были обнаружены в микролунках. Микрофлюидное устройство SlipChip, однако, было дорогим. Поэтому каждый из описанных выше способов имел свои преимущества и недостатки.
Мы установили улучшенный анализ хемотаксиса для быстрой идентификации ризобактериальных химиоаттрактантантов в корневых экссудатах с использованием стерильных стеклянных слайдов без сложных этапов. В этом исследовании, благодаря многократным сравнениям экспериментальных результатов, метод преодолел многочисленные недостатки традиционных методов бактериального хемотаксиса. Метод уменьшил погрешность подсчета пластин и сократил экспериментальный цикл. Поэтому, если использовать для выявления химиоаттрактантного вещества, этот новый метод позволяет сэкономить 2-3 дня и удешевить экспериментальные материалы.