Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Естественная трансформация, экспрессия белка и криоконсервация нитевидной цианобактерии Phormidium lacuna

2.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63470

⸱

1 февраля 2022 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Botanical Institute, Karlsruhe Institute of Technology KIT, 2Institute for Biological Interfaces 5 (IBG 5), Karlsruhe Institute of Technology KIT, 3Institut für Technische Mikrobiologie, Hochschule Mannheim

В этой статье

Краткое содержание

Phormidium lacuna представляет собой нитевидную цианобактерию, которая была выделена из морских скальных бассейнов. В данной статье описывается выделение нитей из природных источников, экстракция ДНК, секвенирование генома, естественная трансформация, экспрессия sfGFP, криоконсервация и методы подвижности.

Аннотация

Цианобактерии находятся в центре внимания фундаментальных исследований и биотехнологических проектов, в которых солнечная энергия используется для производства биомассы. Phormidium lacuna представляет собой недавно выделенную нитевидную цианобактерию. В этой статье описывается, как новые нитевидные цианобактерии могут быть выделены из морских скальных бассейнов. В нем также описывается, как ДНК может быть извлечена из нитей и как геномы могут быть секвенированы. Хотя трансформация устанавливается для многих одноклеточных видов, она реже регистрируется для нитевидных цианобактерий. Здесь описан упрощенный метод естественного превращения P. lacuna. P. lacuna является единственным членом отряда Oscillatoriales, для которого установлена естественная трансформация. В этой статье также показано, как естественная трансформация используется для экспрессии суперпапки зеленого флуоресцентного белка (sfGFP). Эндогенный промотор cpcB индуцировал примерно в 5 раз более сильную экспрессию, чем промоторы cpc560, A2813 или psbA2 от Synechocystis sp. PCC6803. Далее установлен способ криоконсервации P. lacuna и Synechocystis sp.CPP 6803, описаны методы оценки подвижности в жидкой среде и на агаровой и пластической поверхностях.

Введение

Цианобактерии являются прокариотическими организмами, которые используют фотосинтез в качестве источника энергии 1,2. Исследования все больше фокусируются на видах цианобактерий. Несколько цианобактерий могут быть преобразованы с помощью ДНК3. Гены могут быть выбиты или переэкспрессированы у этих видов. Тем не менее, трансформация ограничена несколькими видами 4,5,6,7,8,9,10,11, и может быть трудно установить трансформацию в штаммах из коллекций культур или диких8. Штаммы нитевидных видов Phormidium lacuna (рисунок 1) были выделены из морских скальных бассейнов, в которых условия окружающей среды, такие как концентрации соли или температура, колеблются с течением времени. Эти нитчатые цианобактерии могут быть использованы в качестве модельных организмов для отряда Oscillatoriales12, к которому они принадлежат.

В ходе испытаний, тестирующих перенос генов электропорацией13,14, было установлено, что P. lacuna может быть преобразована естественной трансформацией15. В этом процессе ДНК естественным образом поглощается некоторыми клетками. По сравнению с другими методами преобразования 16,17, естественное преобразование имеет то преимущество, что не требует дополнительных инструментов, которые могли бы усложнить процедуру. Например, электропорация требует правильных кювет, неповрежденных проводов и выбора правильного напряжения. P. lacuna в настоящее время является единственным членом Oscillatoriales, восприимчивым к естественной трансформации. Поскольку оригинальный протокол основан на протоколах электропорации, он по-прежнему включал в себя несколько этапов промывки, которые могут быть ненужными. Различные подходы были протестированы для упрощения протокола, что привело к протоколу преобразования, представленному здесь.

Последовательность генома необходима для дальнейших молекулярных исследований, основанных на нокауте гена или сверхэкспрессии. Хотя последовательности генома могут быть получены с помощью машин секвенирования следующего поколения в течение коротких периодов времени, извлечение ДНК может быть затруднено и зависит от вида. С P. lacuna было протестировано несколько протоколов. Затем был установлен модифицированный метод на основе цетилтриметиламммония бромида (CTAB), что привело к приемлемой чистоте ДНК и выходам ДНК каждого цикла очистки для продолжения работы в лаборатории. Геном пяти штаммов может быть секвенирован с помощью этого протокола. Следующим логическим этапом трансформации было установление экспрессии белка в P. lacuna.

SfGFP, используемый в качестве маркерного белка в этом протоколе, может быть обнаружен с помощью любого флуоресцентного микроскопа. Все промоторы, которые были протестированы, могут быть использованы для экспрессии P. lacuna sfGFP. Увеличение числа штаммов, возникающих в результате трансформации, привело к необходимости метода хранения культур. Такие методы установлены для кишечной палочки и многих других бактерий18. В стандартных протоколах глицериновые культуры готовят, переносят в жидкий азот и хранят при -80 °C. Этот метод требует всего нескольких шагов и является высоконадежным для тех видов, для которых он установлен. Стандартный протокол был неосуществим для P. lacuna, поскольку живые клетки не могли быть восстановлены во всех случаях. Однако, когда глицерин был удален после оттаивания, клетки всех испытаний выжили. Представлены простые методы анализа подвижности P. lacuna, которые можно комбинировать с нокаутным мутагенезом для исследования пили IV типа или роли фоторецепторов. Эти анализы отличаются от анализов одноклеточных цианобактерий 19,20,21 и также могут быть полезны для других Осцилляторий.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Изоляция от природной среды

ПРИМЕЧАНИЕ: Зеленые водоросли, диатомовые водоросли, нитчатые цианобактерии и другие микроводоросли могут быть выделены. Протокол может быть использован для любых видов микроводорослей из скальных бассейнов, растущих в лабораторных условиях. Нитевидные цианобактерии, принадлежащие к Oscillatoriales, можно легко узнать по их движению и нитевидной форме. Вид может быть идентифицирован в получистом состоянии путем секвенирования генома или секвенирования 16S рРНК.

  1. Передавайте образцы жидкой морской воды из морских скальных бассейнов (т.е. полостей на скалистом побережье) в колбы по 50 мл. Для каждой колбы обратите внимание на точное место или координаты природного источника. Если возможно, отфильтруйте содержимое через сети 50 мкм, чтобы уменьшить количество зоопланктона. Храните образцы при температуре 4 °C до тех пор, пока они не станут субкультурными.
  2. Переложить 1 мл культур на 10 см чашки Петри, содержащие 3% бакто-агара в f/2 среде22,23 (см. Таблицу материалов). Подготовьте до 20 тарелок. Культивируют при белом свете 50 мкмоль м-2 с-1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для выращивания может использоваться более высокая интенсивность света. Интенсивность до 400 мкмоль m-2 s-1 может быть использована для P. lacuna, хотя другие виды могут быть более светочувствительными.
  3. Через неделю перенесите нужные клетки на свежие агаровые пластины с помощью стерильных щипцов. Изолируйте клетки под бинокулярным микроскопом в стерильных условиях. Храните старую агаровую пластину при 4 °C до тех пор, пока клетки не появятся и не вырастут на новой агаровой пластине.
  4. Повторяйте этот шаг переноса каждую неделю, чтобы устранить загрязнение. Используйте невооруженный глаз для обнаружения сильного загрязнения и микроскоп с 400-кратным увеличением для дополнительных проверок на загрязнение.
  5. Если образец кажется свободным от загрязнения, проверьте бактериальное или грибковое загрязнение на агаровых пластинах. Переложите часть культуры с помощью прививочной петли на агаровую пластину LB24 (диаметром 10 см), держите пластину при комнатной температуре и проверяйте рост загрязнений в течение 1-3 дней.
  6. Если получен стерильный нитевидный вид цианобактерий, используют его для дальнейшей культуральной работы. Культивировать P. lacuna в жидкости или на бакто-агаровых пластинах. Используйте колбы объемом 250 мл с 50 мл среды f/2 или среды f/2+ для жидкой культуры.

2. Извлечение ДНК

ПРИМЕЧАНИЕ: Этот метод принят из 25 26

  1. Приготовьте две колбы с 50 мл среды f/2. Инокулируют каждый ~ 1 мл нитей P. lacuna из других растущих культур. Хранить культуры в течение 7 дней или дольше при перемешивании (горизонтальном вращении) при 50 об/мин при белом свете (50 мкмоль м-2 с-1) при 25 °C.
  2. Обработайте культуру ультразвуком (см. Таблицу материалов) в течение 2 мин с полной энергией. Измерение OD при 750 нм; Проверьте, чтобы он был ~0,5. Продолжайте выращивать культуры, если ОД слишком низкая.
  3. Соберите нити накаливания по 5000 × г, центрифугирование 20 мин. Удалите супернатант. Перенесите нити с остаточной жидкостью в камеру френч-пресса27. Установите давление френч-пресса на 20 000 фунтов на квадратный дюйм и извлеките ячейки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Французская пресса будет лизировать все клетки и высвобождать ДНК; сильные силы сдвига будут производить 1 500 фрагментов ДНК bp.
  4. Центрифугируйте образец в течение 10 мин при 10 000 × г и удалите супернатант.
  5. Добавьте к грануле 400 мкл лизизного буфера (4 М мочевины, 0,1 М Трис/Cl, рН 7,4) и 50 мкл протеиназы К (10 мг/мл). Нагревайте образец до 55 °C в течение 60 мин с встряхиванием при 550 об/мин.
  6. Добавьте 1 мл буфера экстракции ДНК (3% CTAB, 1,4 M NaCl, 10 мМ ЭДТА, 0,1 М Трис/Cl, 1% Саркозил, 0,1 М DTT, рН 8) и инкубируйте в течение 60 мин при 55 °C и 550 об/мин. Переложите растворы в центрифугирующие трубки и добавьте два объема хлороформа/изоамилового спирта (24/1).
  7. После встряхивания центрифугируют образец в течение 5 мин при 9000 × г. Переведите верхнюю, водную фазу во флаконы реакции и добавьте 1 мл ледяного этанола и 50 мкл 3 М ацетата натрия.
  8. Вихрьте образец и поместите его при -20 °C в течение 1 ч или дольше.
  9. Центрифугу в течение 5 мин при 10 000 × г (4 °C) и выбросьте супернатант. Промыть гранулу 70% этанолом.
  10. Снова центрифугируйте образец. Удалите супернатант и высушите гранулы в течение ночи. Растворите ДНК в воде, свободной от нуклеаз. Измерьте спектр ДНК, чтобы проверить, находится ли OD 260 нм / OD 280 нм между 1,6 и 1,9.
  11. Проанализируйте размер ДНК на агарозном электрофорезном геле28.
  12. Секвенировать геномную ДНК путем секвенирования следующего поколения в течение 300 циклов с парной настройкой и длиной считывания 150 оснований (см. Таблицы материалов).
  13. Выполнить сборку с помощью соответствующей компьютерной программы; см. пример, приведенный в Таблице материалов.
  14. Отправьте проект генома на сервер RAST для аннотации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Загрузите последовательности ДНК, чтобы получить полную аннотацию в течение нескольких минут.

3. Естественная трансформация и выражение GFP

ПРИМЕЧАНИЕ: Трансформация основана на плазмидном векторе, распространяемом в E. coli; pGEM-T или pUC19 могут использоваться в качестве магистральных векторов. Методы клонирования внедрены во многих лабораториях; см. также стандартные протоколы28 и статьи о векторах трансформации для P. lacuna15,29. Примеры векторов для выражения sfGFP описаны в разделе репрезентативных результатов. Подробная информация о четырех еще не опубликованных векторах приведена в дополнительном файле 1.

  1. Выполняйте все этапы с использованием стерильного материала в стерильных лабораторных условиях (чистый стенд, стерильная стеклянная посуда).
  2. Инокулировать 2 х 50 мл жидкой среды f/2 в две колбы по 250 мл 2 х 1 мл нитей P. lacuna из бегущей культуры. Культивируют в белом свете (50 мкмоль м-2 с-1) при перемешивании (горизонтальное вращение, 50 об/мин) в течение ~5 суток при 25 °C.
  3. Подготовьте ~200 мкг ДНК вектора трансформации с помощью набора midi prep (см. Таблицу материалов) в соответствии с инструкциями производителя.
  4. Гомогенизировать 100 мл суспензии клеток P. lacuna (см. Таблицу материалов) при 10 000 об/мин в течение 3 мин. Измерьте OD при 750 нм (желаемое значение = 0,35).
  5. Центрифугируют клеточную суспензию в течение 15 мин при 6000 × г. Удалите супернатант и суспендируйте гранулу в 800 мкл (общий объем, включая остаточную жидкость и нити) оставшейся жидкости и дополнительной среды f/2+ .
  6. Возьмите восемь f/2+ бакто-агаровых пластин (диаметр 10 см), содержащих 120 мкг/мл канамицина. Пипетка 10 мкг ДНК в середину каждой агаровой пластины. Сразу же пипетка 100 мкл клеточной суспензии попадает в середину каждой агаровой пластины (поверх ДНК).
  7. Держите агаровую пластину без крышки на чистой скамье, чтобы дать лишней жидкости испариться. Закройте тарелку и культивируйте ее при белом свете при 25 °C в течение 2 дней.
  8. Распределите нити каждой агаровой пластины с помощью петли инокуляции на несколько свежих f/2+ бакто-агаровых пластин, содержащих 120 мкг/мл канамицина. Культивируйте пластины в белом свете при 25 °C и регулярно проверяйте культуры под микроскопом.
  9. Выявляют живые, трансформированные нити через 7-28 дней под микроскопом. Ищите здоровые зеленые нити (рисунок 2), которые отличаются от других нитей. Если эти зеленые нити могут быть идентифицированы, перейдите к следующему шагу; в противном случае держите тарелку еще 7 дней.
  10. Используйте щипцы для переноса этих идентифицированных живых нитей в 50 мл жидкой среды f/2+ с 250 мкг/мл канамицина. Культивируйте в белом свете при 25 °C на шейкере (горизонтальное вращение, 50 об/мин). Наблюдайте за ростом до четырех недель.
  11. Перенесите нити обратно в агаровую среду, содержащую 250 мкг/мл канамицина, и дождитесь роста нитей. Через несколько дней переносят одиночные нити на свежую агаровую пластину с более высокой концентрацией канамицина, например, 500 мкг/мл. Сохраните оригинальную пластину.
  12. Убедитесь, что нити размножаются в высокой концентрации канамицина в жидкой культуре или на агаре. Снова увеличьте концентрацию канамицина, чтобы ускорить сегрегацию.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Трансформированная P. lacuna вырастает до 10 000 мкг/мл канамицина. Другие виды могут не переносить такие высокие концентрации.
  13. Если резистентные клетки выращиваются и широко распределяются по пластине, протестируйте интеграцию вставки в геном P. lacuna , выполнив ПЦР с внешними и внутренними праймерами.
    1. Используйте грунтовки, которые были предназначены для клонирования вставки в качестве внутренних грунтовок.
    2. Для проектирования внешних праймеров выбирают последовательности, которые составляют 5' и 3' предполагаемого места вставки в геноме P. lacuna , но вне вставки.
    3. Для реакций ПЦР используйте внутренние праймеры и наружные праймеры. Используйте устойчивые штаммы и дикий тип.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Внутренние грунтовки указывают на то, что вставка присутствует; внешние грунтовки показывают, что вставка вставлена в правильный локус.
  14. Для каждой реакции ПЦР поместите ~ 10 мг нитей непосредственно в пробирки ПЦР и выполните ПЦР в соответствии со стандартными протоколами24. Если продукт не получен, измените температуру отжига и промойте нити водой.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В ПЦР может быть использовано много различных полимераз. Стандартные полимеразы, такие как Taq-полимераза, имеют более высокую частоту ошибок, чем полимеразы, проверяющие ошибки, которые стоят дороже. Эта аналитическая ПЦР не требует какой-либо полимеразы с проверкой ошибок. Тем не менее, полимераза, проверяющая ошибки, должна быть проверена, если продукт ПЦР не получен со стандартной полимеразой.
  15. Анализ продуктов ПЦР резистентной линии на агарозномэлектрофорезе 24.
    1. Сравните положения полосы с маркером и сравните дикий тип и трансформант. С внутренней и внешней грунтовками ищите большую полосу для трансформанта, чем дикий тип (из-за вставки кассеты сопротивления) или две полосы для трансформанта: одну с размером полосы дикого типа и большую. Поскольку последний случай указывает на неполную сегрегацию, продолжают культивирование с высокими концентрациями канамицина.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для получения более подробной информации о ПЦР и электрофорезе см.15,24 или другую стандартную литературу.
  16. Для экспрессии GFP: наблюдать одиночные нити с помощью флуоресцентного микроскопа (см. Таблицу материалов) при увеличении поставленной цели в 40x или 63x. Захват изображения яркого поля и флуоресцентного изображения. Используйте следующие настройки для GFP: полоса пропускания 470 нм для возбуждения, полоса пропускания 525 нм для излучения и разветвитель пучка 495 нм, начальное время экспозиции 500 мс.
  17. Отрегулируйте время экспозиции для четких флуоресцентных сигналов, избегая интенсивности насыщения. Попробуйте использовать один и тот же параметр для всех примеров.
  18. Поскольку нити дикого типа также будут отображать флуоресценцию, захватывайте изображения с теми же настройками, что и выше для этой фоновой флуоресценции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Штамм, экспрессирующий GFP, должен иметь более высокий сигнал; в противном случае он не выражает GFP.
  19. Основываясь на времени экспозиции и интенсивности пикселей флуоресцентных изображений, рассчитайте и сравните содержание GFP в различных нитях.

4. Криоконсервация

ПРИМЕЧАНИЕ: P. lacuna и одноклеточные цианобактерии Synechocystis sp. Используются PCC 6803. Настоящий метод лучше работает для P. lacuna.

  1. Культивируют P. lacuna или Synechocystissp PCC 6803 в течение не менее 10 дней в 10 мл среды f/2+ или BG-11, соответственно, при белом свете (50 мкмоль m-2 s-1) при 25 °C при перемешивании (горизонтальные вращения, 50 об/мин).
  2. Гомогенизировать культуру P. lacuna (см. Таблицу материалов) при 10 000 об/мин в течение 3 мин или ультразвуковым аппаратом (см. Таблицу материалов) в течение 2 мин при полной энергии. Определите OD 750 нм любого языка и региональных параметров, чтобы проверить, находится ли значение в диапазоне от 1 до 7.
  3. Собирают клетки центрифугированием при 6000 × г в течение 15 мин. Удалите супернатант.
  4. Суспендировать ячейку гранулы в 800 мкл среды f/2+ или BG-11 (конечный объем) и перевести в криовиал 2 мл. Добавьте 800 мкл 50% раствора глицерина в клеточную суспензию. Закройте флакон и перемешайте путем повторного инвертирования.
  5. Переведите криовиал в жидкий азот и храните его в криобоксе в морозильной камере при температуре -80 °C. Обратите внимание на положение коробки внутри морозильной камеры и координаты образца внутри коробки.
  6. Для восстановления клеток выньте криовиальную и разморозьте содержимое при комнатной температуре. Перенесите содержимое в реакционную трубку объемом 2 мл.
  7. Дважды вымойте образец. Для1-й промывки центрифугу на 6000 × г в течение 5 мин. Удалите супернатант и повторно суспендируйте гранулу в 2 мл среды f/2+ или BG-11. Для2-й промывки рестрифугируют при 6000 × г в течение 5 мин, удаляют надосадочное вещество и суспендируют гранулу в 2 мл среды f/2+ или BG-11.
  8. Чтобы проверить целостность этих клеток, готовых к культивированию, перекладывают гранулы в 9 мл среды и культивируют их в белом свете (50 мкмоль м-2 с-1) при перемешивании (55 об/мин). Сравните OD 750 нм культуры в первый день и через 1 неделю.

5. Подвижность лакуны Phormidium

ПРИМЕЧАНИЕ: Будут описаны три различных анализа. Во всех случаях используется один и тот же язык и региональные параметры.

  1. Культивируют P. lacuna в среде f/2 при горизонтальном перемешивании (50 об/мин) в белом свете (50 мкмоль m-2 s-1) в течение ~5 дней, пока расчетный OD 750 нм не составит 0,35. Храните образец при температуре 4 °C до использования.
  2. Гомогенизировать нити накаливания (см. Таблицу материалов) при 10 000 об/мин в течение 3 мин или ультразвуком (см. Таблицу материалов) в течение 1 мин при максимальной мощности и цикле 1. Измерение OD 750 нм. Если выше 0,35, разбавьте фракцию средой f/2. Используйте это решение в анализах подвижности на шагах 5.3, 5.4 и 5.5.
  3. Анализ на движение в жидкой среде
    1. Для непосредственного наблюдения за подвижностью переложите 8 мл среды, содержащей P. lacuna (со стадии 5.2), в чашку Петри 6 см. Подождите несколько минут, пока образец не достигнет комнатной температуры. Накройте чашку Петри целлофановой фольгой.
    2. Поместите слайд микроскопа на стол x-y стандартного микроскопа с камерой. Включите свет микроскопа. В идеале всегда используйте одни и те же электрические и оптические настройки для освещения. Переместите 4-кратный или 10-кратный объектив на траекторию света.
    3. Поместите чашку Петри на горку. Отрегулируйте одиночные нити или пучки нитей по движениям x, y и z стола.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Из-за трехмерного расположения только часть соответствующего раздела может быть в фокусе. Целлофановая фольга позволяет регулировать фокус без ограничений.
    4. Наблюдайте за движениями одиночных нитей или пучков. Убедитесь, что объектив не касается жидкости. Записывайте движения нитей с помощью стандартной камеры микроскопа (см. Дополнительное видео S1).
  4. Анализ на движение по поверхности
    1. Для наблюдения подвижности нитей на поверхностях агара готовят чашки Петри 6 см с f/2 бакто-агаром. Убедитесь, что агар достаточно высок, чтобы объектив приблизился к поверхности агара. В качестве альтернативы, подготовьте слой агара толщиной ~ 3 мм и запишите нити через агар (держите пластину вверх ногами или используйте перевернутый микроскоп).
    2. Пипетка 0,5 мл раствора, содержащего P. lacuna (из стадии 5.2) на бактоагаровую поверхность чашки Петри размером 6 см. Позвольте жидкости проникнуть на поверхность. Закройте чашку Петри и наблюдайте за движением нитей на поверхности с помощью объектива 4x или 10x.
    3. Убедитесь, что одни и те же электрические и оптические настройки микроскопа используются на протяжении всей записи и в последующих записях.
    4. Снимайте покадровые записи с помощью глазной камеры и миникомпьютерной системы. Убедитесь, что временной интервал между последующими изображениями составляет 5 с-1 мин. Запрограммируйте Linux-скрипт миникомпьютера для управления покадровой записью. См. Дополнительный файл 2 для примера сценария и Дополнительное видео S2 в качестве примера.
  5. Анализ на фототаксис
    1. Для экспериментов с фототаксисом подготовьте светодиодные (LED) держатели (здесь, с помощью 3D-принтера), в которые смонтированы выбранные 5 мм светодиоды для облучения площади 20мм2 снизу вверх (рисунок 3). При необходимости используйте несколько светодиодных держателей параллельно, подключая каждый светодиод электрически через резистор и потенциометр к регулируемому источнику питания. Измерьте и отрегулируйте интенсивность светодиодов в зависимости от эксперимента. Убедитесь, что вся обстановка находится в темной комнате или закрытом темном контейнере.
    2. Поместите 8 мл среды, содержащей P. lacuna (из стадии 5.2), в чашку Петри 6 см. Отрегулируйте интенсивность света светодиода. Закройте чашку Петри крышкой и поместите ее на светодиодный держатель так, чтобы светодиод находился в центре чашки Петри.
    3. По истечении желаемой продолжительности (обычно 2 дня) сделайте снимок чашки Петри с помощью камеры смартфона, направленной непосредственно на положение световой обработки. Используйте белую светодиодную панель для облучения образца. Используйте ручные настройки камеры; избегать отражений света; всегда корректируйте, чтобы получить одинаковое расстояние между объективом камеры и образцом. Убедитесь, что настройки экспозиции дают изображение, пригодное для последующего анализа с помощью ImageJ.
    4. Количественно оцените диаметр центрального круга нитей с помощью программного обеспечения ImageJ.
      1. Откройте ImageJ, нажмите на файл | Откройте, выберите нужный файл и нажмите кнопку Ввод.
      2. Нажмите кнопку Прямая (с прямой линией). Нажмите левую кнопку мыши, чтобы провести линию от одного конца чашки Петри до противоположного конца. Убедитесь, что линия проходит через центр круга нитей.
      3. Нажмите Ctrl+K на клавиатуре или нажмите кнопку Анализировать | Профиль печати в меню ImageJ. Найдите окно x-y с интенсивностью пикселей по сравнению с расстоянием - 1D-профиль чашки Петри. Убедитесь, что самая низкая интенсивность пикселей немного выше 0, а самое высокое значение ниже 255.
      4. Оцените среднее значение интенсивности пикселей за пределами круга и другое среднее значение интенсивности пикселей в круге. В положении y между этими значениями оцените значения x обеих сторон круга, наведя указатель мыши на эти позиции. Запишите оба значения и рассчитайте разницу.
      5. Получите наибольшее значение x, наведя указатель мыши на ось Y справа. Обратите внимание, что это значение e представляет диаметр чашки Петри. Если этот диаметр составляет 5 см, рассчитайте диаметр центрального круга нити накала как d/e × 5 см.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Следуя вышеупомянутым методам, 5 различных штаммов P. lacuna были выделены из скальных бассейнов и секвенированы (рисунок 1 и таблица 1). Все культуры были стерильными после ~ 1 года субкультуры, за исключением P. lacuna HE10JO. Этот штамм все еще загрязнен Marivirga atlantica, морской бактерией. Во время последующих экскурсий по Гельголанду из скальных бассейнов были выделены другие нитевидные цианобактерии, которые отличаются от P. lacuna

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Хотя многие штаммы цианобактерий доступны из коллекций культур 32,33,34,35,36, все еще существует спрос на новые цианобактерии из дикой природы, потому что эти виды адаптированы к конкретным свойствам. P. lacuna была собрана из скальных бассейнов и адаптирована к изменениям концентрации соли и температуры30. Штаммы этого вида б...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов для раскрытия.

Благодарности

Работа была поддержана Технологическим институтом Карлсруэ.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Culture media
Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Автоклав 3870 ELVTuttnauer3870 ELV
BactoAgar OttoNorwald214010
BG-11 Пресноводный растворSigma AldrichC3061
BG-11 среднийMerck73816-250ML
Борная кислотаMerck10043-35-3H3BO3
Дигидрат хлорида кальцияCarl Roth10035-04-8CaCl2 · 2 H2O
Колбы для клеточных культур Cellstar с фильтрующей крышкой, стерильные, 250 млGreiner658190
Колбы для клеточных культур Cellstar с фильтрующей крышкой, стерильные, 50 млGreiner601975
центрифуга LYNX 4000Thermo Scientific75006580и ротор
Центрифуга Microstar 17VWR InternationalN/Aдля до 13 000 об/мин
Бромид цетилтриметиламмония (CTAB)PanReac AppliChem57-09-0C19H42BrN
Хлороформ: изоамиловый спирт 24 : 1PanReac AppliChem
A1935
Гексагидрат хлорида кобальта(II)Merck7791-13-1CoCl2 · 6 H2O
Пентагидрат сульфата меди(II)Merck7758-99-8  CuSO4 · 5 H2O
D(+)-биотинКарл Рот58-85-5  C10H16N2O3S
DNA ladder 1 kbNew England BiolabsN3232
DNA ladder 100 bpNew England BiolabsN3231
Электрическая помощь в пипетировании accujet-pro SBrand GmbH26360для пипетирования 1-25 мл
этанолаVWR64-17-5C2H6O
Этилендиамин тетрауксусная кислота дигидрат соли дигидрат КарлРот6381-92-6EDTA-Na2 · 2 H2O
Флуоресцентный микроскоп ApoTomeZeiss
Флуоресцентный микроскоп Axio Imager 2Zeiss
Французский пресс для ячеек высокого давленияAmerican Instrument CompanyN/A
Система гелевого докумирования Saffe ImageInvitrogen
Gelelctrophoresis system Mupid-One/-exuADVANCED
Glassware, различный
глицеринCarl Roth56-81-5C3H8O3
Iron(III) хлорид гексагидратMerck10025-77-1  FeCl3 · 6 H2O
КанамицинSigma-Aldrich25389-94-0
Канамицина сульфатКарл Рот25389-94-0C18H36N4O11 · H2SO4
Lauroylsarcozin, Sodium Salt (Sarcosyl)Sigma Aldrich137-16-6C15H28NO3 · Na
LB Broth (Lennox)Carl RothX964.4
Источник света, люминесцентная трубка L18W/954 дневной светOSRAMвыращивание цианобактерий
Источник света, светодиодная панель XL 6500K 140 ВтBloom StarN/Aвыращивание цианобактерий, до 1,000 &; mol m-2 s-1
Магния хлорид гексагидратCarl Roth7791-18-6MgCl2 · 6 H2O
Тетрагидрат хлорида марганца(II)Serva13446-34-9MnCl2 · 4 H2O
Микроскоп DM750Zeiss
Набор для экстракции плазмид NucleoBond Xtra Midi kitMacherey-NAGEL GmbH & Co. KGREF740410.50
Миникомпьютер Raspberry Pi 4 +Conrad Electronics2138863-YDдля цейтраферной съемки
Окулярная камера EC3Leicaдля непрерывной записи до 30 с
Окулярная камера MikrOkular Full HDBresserдля цейтраферной записи, сопряженный с миникомпьютером Raspberry Pi
чашки Петри полистирол, 100 мм x 20 ммMerckP5606-400EA
чашки Петри полистирол, 60 мм x 15 ммMerckP5481-500EA
Фотометр Nanodrop ND-1000Peqlab Биотехнологический
фотометр Uvikon XSGoebel Instrumentelle Analytik GmbH
Pipetman 100-1,000 & LGilsonАртикул: FA10006M
Pipetman 10-100 & LGilsonАртикул: FA10004M
Пластиковые пипетки 10 мл, стерильныеGreiner607107
Пластиковая трубка, стерильная, 15 млGreiner188271
Пластиковая трубка, стерильная, 50 млGreiner227261
Бромид калияCarl Roth7758-02-3KBr
Хлорид калияCarl Roth7447-40-7KCl
Блок питания Statron 3252-1Statron Gerä tetechnik GmbH
Блок питания Voltcraft PPS 16005Conrad Electronicsдля светодиодной
протеиназы KPromegaMC500Cот Maxwell 16 miRNA Tissue Kit AS1470
Q5 полимеразаNew England BiolabsM0491S
Набор для секвенирования NextSeq 500/550 v2.5Система
NextSeq 550 SY-415-1002Шейкер Illumina
Unimax 2010Heidolph Инструментыдля выращивания
ацетата натрия КарлРот127-09-3NaCH3COO
Хлорид натрия КарлРот7647-14-5NaCl
Моногидрат дигидрофосфата натрия КарлРот10049-21-52PO4 · H2O
Фторид натрияКарл Рот7681-49-4NaF
Гидрокарбонат натрияКарл Рот144-55-8NaHCO3
Натрия молибдата дигидратServa10102-40-6Na2MoO4 · 2 H2O
Нитрат натрияMerck7631-99-4NaNO3
Sodium sulphateCarl Roth7757-82-6Na2SO4
Strontium chloride гексагидратRoth10025-70-4SrCl2 · 6 H2O
Thiamine hydrochlorideMerck67-03-8C12H17ClN4OS · HCl
TRISCarl Roth77-86-1C4H11NO3
Ультразвуковой аппарат UP100H с сонотродом MS3Hielscher Ультразвуковая технологияUP100H
Ultraturrax Silent Crusher MHeidolph Instrumentsгомогенизатор
мочевиныCarl Roth57-13-6CH4N2O
Витамин B12Sigma68-19-9C63H88CoN14O14P
Витаминный раствор0,3 &; M тиамин-гидрохлорид, 2,1 нМ биотин, 0,37 нМ цианокобаламин
Водные перегонные кубы, ВодоподготовкаVEOLIA водные технологииELGA_21001
Гептагидрат сульфата цинкаSigma7446-20-0ZnSO4 · 7 H2O
software, URL
gatb-minia программа для сборкиДНКhttps://github.com/GATB/gatb-minia-pipelineсоздает большие каркасы из коротких прочтений ДНК,
для обработки иммажа (интенсивность пикселей, диаметр круга)
>
Искусственная морская вода0,41 М NaCl, 53 мМ MgCl<суб>2,28 мМ Na<суб>2SO<суб>4, 10 мМ CaCl<суб>2 , 9 мМ  KCl, 2,4 мМ NaHCO3 ,0,84 mM KBr, 0,49 мМ H3BO3, 90 µ M SrCl2, 72 µ M NaF
f/2 - жидкая средаискусственная морская вода, 0,1 % (v/v) раствор микроэлемента, 0,05 % (v/v) раствор витамина, 0,88 мМ NaNO3, 36 & микро; M2PO4 
f/2+ жидкая средаf/2-среда, с увеличенным в 10 раз NaNO3 и2PO4 (0,88 мМ NaNO3, 36 &; M2PO4
f/2+-агар3 % (w/v) бактоагар, искусственная морская вода, 0,1 % (v/v) раствор микроэлемента, 0,05 % (v/v) витаминный раствор, 8,8 мМ NaNO3, 0,36 мМ2PO4
f/2-агар3 % (v/v) бактоагар, искусственная морская вода, 0,1 % (v/v) раствор микроэлемента, 0,05 % (v/v) витаминный раствор, 0,88 мМ NaNO3, 36 & микро; M2PO4
Микроэлемент раствор0,36 мМ2PO4, 12 & микро; M Na2EDTA, 39 nM CuSO4, 26 nM Na2MoO4, 77 nM ZnSO4, 42 nM CoCl2, 0,91 & микро; M MnCl2
Vitamin раствор0,3 &микро; M тиамин-гидрохлорид, 2,1 нМ биотин, 0,37 нМ цианокобаламин
секвенирования Illumina Carl программное обеспечение ImageJ на базе Linuxсервер аннотаций RAST https://rast.nmpdr.org ввод: последовательность ДНК генома, обнаруживает открытые рамки считывания, перечисляет белковые последовательности и их функции

Ссылки

  1. Brasil, B., de Siqueira, F. G., Salum, T. F. C., Zanette, C. M., Spier, M. R. Microalgae and cyanobacteria as enzyme biofactories. Algal Research-Biomass Biofuels and Bioproducts. 25, 76-89 (2017).
  2. Gundolf, R., Oberleitner, S., Richter, J. Evaluation of New Genetic Toolkits and Their Role for Ethanol Production in Cyanobacteria. Energies. 12 (18), 3515(2019).
  3. Wendt, K. E., Pakrasi, H. B. Genomics approaches to deciphering natural transformation in cyanobacteria. Frontiers in Microbiology. 10, 1259(2019).
  4. Tandeau de Marsac, N., et al. A new approach for molecular cloning in cyanobacteria: cloning of an Anacystis nidulans met gene using a Tn901-induced mutant. Gene. 20 (1), 111-119 (1982).
  5. Porter, R. D. Transformation in cyanobacteria. Critical Reviews in Microbiology. 13 (2), 111-132 (1986).
  6. Joset, F. Transformation in Synechocystis PCC 6714 and 6803: preparation of chromosomal DNA. Methods in Enzymology. 167, 712-714 (1988).
  7. Tsinoremas, N. F., Kutach, A. K., Strayer, C. A., Golden, S. S. Efficient gene transfer in Synechococcus sp strains PCC-7942 and PCC-6301 by interspecies conjugation and chromosomal recombination. Journal of Bacteriology. 176 (21), 6764-6768 (1994).
  8. Matsunaga, T., Takeyama, H. Genetic engineering in marine cyanobacteria. Journal of Applied Phycology. 7 (1), 77-84 (1995).
  9. Frigaard, N. U., Sakuragi, Y., Bryant, D. A. Gene inactivation in the cyanobacterium Synechococcus sp. PCC 7002 and the green sulfur bacterium Chlorobium tepidum using in vitro-made DNA constructs and natural transformation. Methods in Molecular Biology. 274, 325-340 (2004).
  10. Iwai, M., Katoh, H., Katayama, M., Ikeuchi, M. Improved genetic transformation of the thermophilic cyanobacterium, Thermosynechococcus elongatus BP-1. Plant and Cell Physiology. 45 (2), 171-175 (2004).
  11. Vioque, A. Transformation of cyanobacteria. Transgenic Microalgae as Green Cell. Leon, R., Galvan, A., Fernandez, E. , Springer. 12-22 (2007).
  12. Nies, F., Mielke, M., Pochert, J., Lamparter, T. Natural transformation of the filamentous cyanobacterium Phormidium lacuna. Plos One. 15 (6), 0234440(2020).
  13. Ravindran, C. R. M., Suguna, S., Shanmugasundaram, S. Electroporation as a tool to transfer the plasmid pRL489 in Oscillatoria MKU 277. Journal of Microbiological Methods. 66 (1), 174-176 (2006).
  14. El Semary, N. A. Optimized electroporation-induced transformation in Microcystis aeruginosa PCC7806. Biotechnologie Agronomie Societe et Environnement. 14 (1), 149-152 (2010).
  15. Nies, F., Mielke, M., Pochert, J., Lamparter, T. Natural transformation of the filamentous cyanobacterium Phormidium lacuna. PLoS One. 15 (6), 0234440(2020).
  16. Sode, K., Tatara, M., Takeyama, H., Burgess, J. G., Matsunaga, T. Conjugative gene-transfer in marine cyanobacteria - Synechococcus Sp, Synechocystis Sp and Pseudanabaena Sp. Applied Microbiology and Biotechnology. 37 (3), 369-373 (1992).
  17. Stucken, K., Ilhan, J., Roettger, M., Dagan, T., Martin, W. F. Transformation and conjugal transfer of foreign gGenes into the filamentous multicellular cyanobacteria (Subsection V) Fischerella and Chlorogloeopsis. Current Microbiology. 65 (5), 552-560 (2012).
  18. Bellali, S., Khalil, J. B., Fontanini, A., Raoult, D., Lagier, J. C. A new protectant medium preserving bacterial viability after freeze drying. Microbiological Research. 236, 126454(2020).
  19. Wallner, T., Pedroza, L., Voigt, K., Kaever, V., Wilde, A. The cyanobacterial phytochrome 2 regulates the expression of motility-related genes through the second messenger cyclic di-GMP. Photochemical & Photobiological Sciences. 19 (5), 631-643 (2020).
  20. Wilde, A., Fiedler, B., Borner, T. The cyanobacterial phytochrome Cph2 inhibits phototaxis towards blue light. Molecular Microbiology. 44 (4), 981-988 (2002).
  21. Bhaya, D., Takahashi, A., Grossman, A. R. Light regulation of type IV pilus-dependent motility by chemosensor-like elements in Synechocystis PCC6803. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (13), 7540-7545 (2001).
  22. Guillard, R. R., Ryther, J. H. Studies of marine planktonic diatoms. I. Cyclotella nana Hustedt, and Detonula confervacea (cleve) Gran. Canadian Journal of Microbiology. 8, 229-239 (1962).
  23. Kester, D. R., Duedall, I. W., Connors, D. N., Pytkowicz, R. M. Preparation of artificial seawater. Limnology and Oceanography. 12 (1), 176-179 (1967).
  24. Sambrook, J., Russell, D. W. Molecular Cloning. A Laboratory Manual. 3rd edition. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (2001).
  25. Cold Spring Harbor Protocols. CTAB DNA extraction buffer. Cold Spring Harbor Protocols. 2009 (3), (2009).
  26. Singh, S. P., Rastogi, R. P., Häder, D. -P., Sinha, R. P. An improved method for genomic DNA extraction from cyanobacteria. World Journal of Microbiology & Biotechnology. 27, 1225-1230 (2011).
  27. French, C. S., Milner, H. W. Disintegration of bacteria and small particles by high-pressure extrusion. Methods in Enzymology. 1, 64-67 (1955).
  28. Sambrook, J., Fritsch, E. F., Maniatis, T. Molecular cloning, a laboratory manual. 2nd ed. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. (1989).
  29. Lamparter, T., et al. The involvement of type IV pili and phytochrome in gliding motility, lateral motility and phototaxis of the cyanobacterium Phormidium lacuna. bioRxiv. , (2021).
  30. Nies, F., et al. Characterization of Phormidium lacuna strains from the North Sea and the Mediterranean Sea for biotechnological applications. Process Biochemistry. 59, 194-206 (2017).
  31. Kachel, B., Mack, M. Engineering of Synechococcus sp. strain PCC 7002 for the photoautotrophic production of light-sensitive riboflavin (vitamin B2). Metabolic Engineering. 62, 275-286 (2020).
  32. Lukavsky, J., Cepak, V., Komarek, J., Kasparkova, M., Takacova, M. Catalogue of algal and cyanobacterial strains of culture collection of autotrophic organisms at Trebon. Algological Studies. 63, 59-112 (1992).
  33. Philbrick, J. B., Diner, B. A., Zilinskas, B. A. Construction and characterization of cyanobacterial mutants lacking the manganese-stabilizing polypeptide of photosystem-ii. Journal of Biological Chemistry. 266 (20), 13370-13376 (1991).
  34. Pinevich, A. V., Veprritskii, A. A., Gromov, B. V., Krautvald, K., Titova, N. N. Cellular and cultural properties and characterization of the pigment in Nostoc sp, a cyanobacterium unusually rich in c-phycoerythrin. Microbiology. 63 (5), 481-485 (1994).
  35. Schlosser, U. G., Friedl, T. Additions to the culture collection of algae at Gottingen since 1997. Nova Hedwigia. 71 (1-2), 243-262 (2000).
  36. Takano, H., Arai, T., Hirano, M., Matsunaga, T. Effects of intensity and quality of light on phycocyanin production by a marine cyanobacterium Synechococcus sp. 042902. Applied Microbiology and Biotechnology. 43 (6), 1014-1018 (1995).
  37. Carrer, H., Hockenberry, T. N., Svab, Z., Maliga, P. Kanamycin resistance as a selectable marker for plastid transformation in tobacco. Molecular and General Genetics: MGG. 241 (1-2), 49-56 (1993).
  38. Kaulen, H., Schell, J., Kreuzaler, F. Light-induced expression of the chimeric chalcone synthase-NptII gene in tobacco cells. EMBO Journal. 5 (1), 1-8 (1986).
  39. Cotlet, M., Goodwin, P. M., Waldo, G. S., Werner, J. H. A comparison of the fluorescence dynamics of single molecules of a green fluorescent protein: One- versus two-photon excitation. Chemphyschem. 7 (1), 250-260 (2006).
  40. Taton, A., et al. The circadian clock and darkness control natural competence in cyanobacteria. Nature Communications. 11 (1), 1688(2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Нитчатые цианобактерииметод криоконсервацииэкстракция ДНКфлуоресцентная микроскопияанализ подвижностиустойчивость к канамицинусравнение промоторов
Естественная трансформация, экспрессия белка и криоконсервация нитевидной цианобактерии Phormidium lacuna
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.