Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Создание ксенотрансплантатов, полученных от пациентов с рыбками данио, из рака поджелудочной железы для тестирования на химиочувствительность

2.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63744

⸱

12 мая 2023 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Pisa, 2General Surgery Unit, Department of Translational Research and New Technologies in Medicine and Surgery, University of Pisa

В этой статье

Краткое содержание

Доклинические модели направлены на расширение знаний о биологии рака и прогнозирование эффективности лечения. В этой статье описывается генерация ксенотрансплантатов пациента (zPDX) на основе рыбок данио-рерио с фрагментами опухолевой ткани. Лечение zPDX проводили химиотерапией, терапевтический эффект которой оценивали с точки зрения клеточного апоптоза трансплантированной ткани.

Аннотация

Рак является одной из основных причин смерти во всем мире, и заболеваемость многими видами рака продолжает расти. Значительный прогресс был достигнут с точки зрения скрининга, профилактики и лечения; Тем не менее, доклинические модели, которые предсказывают профиль химиочувствительности онкологических больных, все еще отсутствуют. Чтобы восполнить этот пробел, была разработана и проверена модель ксенотрансплантата, полученная от пациента in vivo . Модель была основана на эмбрионах рыбок данио-рерио (Danio rerio) через 2 дня после оплодотворения, которые использовались в качестве реципиентов ксенотрансплантатных фрагментов опухолевой ткани, взятых из хирургического образца пациента.

Также стоит отметить, что биоптические образцы не были переварены или дезагрегированы, чтобы сохранить микроокружение опухоли, что имеет решающее значение с точки зрения анализа поведения опухоли и ответа на терапию. В протоколе подробно описан метод получения ксенотрансплантатов пациента (zPDX) на основе рыбок данио-рерио после хирургической резекции первичной солидной опухоли. После скрининга у анатомопатолога образец препарируют с помощью лезвия скальпеля. Некротизированная ткань, сосуды или жировая ткань удаляются, а затем измельчаются на кусочки размером 0,3 мм x 0,3 мм x 0,3 мм.

Затем кусочки флуоресцентно маркируют и ксенотрансплантируют в перивителлиновое пространство эмбрионов рыбок данио. Большое количество эмбрионов может быть обработано с низкими затратами, что позволяет проводить высокопроизводительный анализ in vivo химиочувствительности zPDX к нескольким противоопухолевым препаратам. Конфокальные изображения обычно получаются для обнаружения и количественной оценки уровней апоптоза, вызванных химиотерапией, по сравнению с контрольной группой. Процедура ксенотрансплантата имеет значительное преимущество во времени, поскольку она может быть завершена за один день, что обеспечивает разумное временное окно для проведения терапевтического скрининга для совместных клинических испытаний.

Введение

Одна из проблем клинических исследований рака заключается в том, что рак – это не отдельное заболевание, а множество различных заболеваний, которые могут развиваться с течением времени, требуя специфических методов лечения в зависимости от особенностей самой опухолии пациента1. Следовательно, задача состоит в том, чтобы перейти к исследованиям рака, ориентированным на пациента, чтобы определить новые персонализированные стратегии для раннего прогнозирования результатов лечения рака2. Это особенно актуально для аденокарциномы протоков поджелудочной железы (PDAC), поскольку она считается трудно поддающимся лечению раком с 5-летней выживаемостью 11%3.

Поздняя диагностика, быстрое прогрессирование и отсутствие эффективных методов лечения остаются наиболее актуальными клиническими проблемами PDAC. Таким образом, основная задача состоит в том, чтобы смоделировать пациента и определить биомаркеры, которые могут быть применены в клинике, чтобы выбрать наиболее эффективную терапию в соответствии с персонализированной медициной 4,5,6. Со временем были предложены новые подходы к моделированию раковых заболеваний: органоиды, полученные от пациента (PDO), и ксенотрансплантаты, полученные от пациентов от мышей (mPDX), происходят из источника опухолевой ткани человека. Они были использованы для воспроизведения заболевания для изучения ответа и резистентности к терапии, а также рецидива заболевания 7,8,9.

Аналогичным образом, возрос интерес к моделям ксенотрансплантатов, полученных из пациентов (zPDX) на основе рыбок данио, благодаря их уникальным и многообещающим характеристикам10, представляющим собой быстрый и недорогой инструмент для исследования рака11,12. Модели zPDX требуют лишь небольшого размера выборки опухоли, что делает возможным высокопроизводительный скрининг химиотерапии13. Наиболее распространенный метод, используемый для моделей zPDX, основан на полном переваривании образца и имплантации первичных клеточных популяций, что частично воспроизводит опухоль, но имеет недостатки в виде отсутствия микроокружения опухоли и перекрестных помех между злокачественными и здоровыми клетками14.

Эта работа показывает, как zPDX могут быть использованы в качестве доклинической модели для определения профиля химиочувствительности пациентов с раком поджелудочной железы. Ценная стратегия облегчает процесс ксенотрансплантата, поскольку нет необходимости в расширении клеток, что позволяет ускорить химиотерапевтический скрининг. Сила модели заключается в том, что все компоненты микроокружения сохраняются в том виде, в каком они находятся в раковой ткани пациента, поскольку, как известно, поведение опухоли зависит от их взаимодействия15,16. Это очень выгодно по сравнению с альтернативными методами в литературе, поскольку можно сохранить гетерогенность опухоли и способствовать улучшению предсказуемости исхода лечения и рецидива в зависимости от конкретного пациента, что позволяет использовать модель zPDX в совместных клинических испытаниях. В этой рукописи описываются этапы, связанные с созданием модели zPDX, начиная с фрагмента резекции опухоли пациента и его лечения для анализа ответа на химиотерапию.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Министерство здравоохранения Италии одобрило все описанные эксперименты на животных в соответствии с Директивой 2010/63/ЕС об использовании животных и уходе за ними. Местный этический комитет одобрил исследование под регистрационным номером 70213. Информированное согласие было получено от всех вовлеченных субъектов. Перед запуском следует подготовить все растворы и оборудование (раздел 1) и скрестить рыбу (раздел 2).

1. Приготовление растворов и оборудования

ПРИМЕЧАНИЕ: В таблице 1 приведены решения и среды, которые необходимо подготовить.

  1. Агарозная гелевая поддержка
    1. Взвесьте порошок агарозы в колбе для микроволновой печи и растворите его в заданном объеме среды рыбок данио-рерио E3, чтобы получился 1% гель. Нагревайте в микроволновой печи до полного растворения агарозы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не перекипятите раствор.
    2. Вылейте растопленную агарозу в чашку Петри и дождитесь, пока гель полностью застынет.
    3. Сделайте небольшие агарозные цилиндры (высотой ~5 мм) с помощью пластиковой пипетки Пастера с отрезанным наконечником. После приготовления хранить в чашке Петри при температуре 4 °C, завернутой в алюминиевую фольгу.
  2. Стеклянные микроиглы
    1. Потяните за капилляры боросиликатного стекла с помощью съемника, чтобы получить тонкие иглы (настройки: HEAT 990, PULL 550).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Из одного капилляра можно получить две тонкие иглы с диаметром кончика 10 мкм.

2. Скрещивание рыбы и сбор яиц

  1. Переведите взрослых рыб в резервуары для разведения за 3 дня до имплантации ткани, как описано Avdesh et al.17.
  2. ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется соотношение мужчин и женщин 1:1 или 2:3. Плотность рыбы должна составлять максимум пять рыб на литр воды. Держите самцов и самок отдельно барьером на ночь.
  3. На следующий день снимите барьер и дайте рыбкам спариться.
  4. Извлеките рыбу из резервуаров для разведения и верните ее в резервуары для содержания.
  5. Вылейте воду из емкости для разведения через мелкоячеистую сетку. Переложите оплодотворенные яйца в чашку Петри со средой для рыбок данио-рерио E3.
  6. Проверьте чашку Петри стереомикроскопом и выбросьте мутные яйца. Храните оплодотворенные яйца в свежей среде для рыбок данио-рерио E3 при температуре 28 °C.

3. Сбор образцов

ПРИМЕЧАНИЕ: Автоклавные щипцы и ручка скальпеля.

  1. Немедленная обработка
    1. Соберите хирургический образец опухоли в 10 мл опухолевой среды при 4 ° C (образец опухоли от 5 мм до 10 мм в диаметре). Перенесите образец при температуре 4 °C из нужного места для немедленной обработки.
  2. Хранение на ночь (опционально)
    1. Соберите образец хирургической опухоли в 10 мл опухолевой среды и храните образец в течение ночи при температуре 4 ° C.
  3. Хранение при температуре -80 °C (опционально, не рекомендуется)
    1. Хранят образец при -80 °C в криогенном флаконе с опухолевой средой с добавлением 5% диметилсульфоксида (ДМСО).

4. Обработка образцов

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги под вытяжкой ламинарного потока стерильной культуры тканей.

  1. Промойте всю опухолевую ткань 5 мл свежей опухолевой среды, пипеткой вверх и вниз 10 раз с помощью пластиковой пипетки Пастера. Аспирируйте и выбросьте моющее средство. Повторите этот шаг 3 раза.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте аспирации опухолевой ткани, так как она может оставаться прикрепленной к пластиковой пипетке Пастера.
  2. Перенесите образец в чашку Петри и погрузите его в 1-2 мл свежей опухолевой среды. Разрезают образец опухоли на мелкие кусочки (1-2мм3) с помощью лезвия скальпеля и помещают их в стерильную пластиковую пробирку объемом 5 мл с опухолевой средой.
  3. Установите измельчитель тканей McIlwain на толщину 100 мкм. Поместите фрагменты образца на круглый пластиковый стол измельчителя и измельчите их. Поверните стол на 90° и повторите измельчение.
  4. Центрифугируют фрагменты при 300 × г в течение 3 мин. Затем осторожно аспирируйте надосадочную жидкость и выбросьте ее.
  5. Инкубируйте фрагменты с помощью флуоресцентного трекера клеток, CM-DiI (конечная концентрация 10 мкг/мл в фосфатном буферном физиологическом растворе Dulbecco [DPBS]), Deep Red (конечная концентрация 1 мкл/мл в DPBS) или CellTrace (конечная концентрация 5 мкМ в DPBS) в течение 30 мин, помещая пробирку на водяную баню с температурой 37 °C.
  6. Ресуспендируйте фрагменты, осторожно пипетируя вверх и вниз каждые 10 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В случае CellTrace добавьте среду, содержащую не менее 1% белка, в конце инкубации в соответствии с инструкциями производителя.
  7. Центрифугу при 300 х г в течение 3 мин и выбросьте надосадочную жидкость. Повторите этот шаг 3 раза с 1 мл DPBS, чтобы удалить неинкорпорированный краситель.
  8. Суспендировать фрагменты в 5 мл DPBS в чашке Петри диаметром 60 мм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, чтобы ткань не пересыхала.

5. Создание zPDX

ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните шаги под вытяжкой ламинарного потока стерильной культуры тканей.

  1. Анестезируют эмбрионы через 2 дня после оплодотворения (АКДФ) 0,16 мг / мл трикаина в среде рыбок данио-рерио E3.
  2. Поместите три агарозных цилиндра (шаг 1.1.3) в чашку Петри и положите эмбрион рыбки данио-рерио на цилиндр, обнажив одну сторону. Удалите излишки раствора, чтобы сохранить эмбрион в тонкой пленке.
  3. Перенесите кусочек окрашенной ткани стерильными щипцами из чашки Петри в 1%-ную агарозную подложку, где лежит эмбрион. Возьмите ткань, положите ее поверх желтка эмбриона, а затем протолкните ее в перивителлиновое пространство с помощью термовытянутой стеклянной микроиглы (шаг 1.2.1).
  4. Аккуратно добавьте несколько капель E3 1% пенициллин-стрептомицин (Pen-Strep) к эмбриону, чтобы вернуть его в жидкость.
  5. Повторите шаги 5.2-5.4 для всех эмбрионов и, наконец, снимите агарозные подложки с чашки Петри и инкубируйте эмбрионы при 35 ° C.
  6. Проверьте эмбрионы на наличие правильных ксенотрансплантатов (положительное окрашивание) через 2 ч после имплантации с помощью флуоресцентного стереомикроскопа. Отбрасывают эмбрионы с опухолевыми фрагментами, которые не полностью находятся внутри перивителлинового пространства, а также мертвые эмбрионы. Случайным образом распределите эмбрионы по шести многолуночным планшетам (максимум n = 20 эмбрионов в лунку), поровну разделенных на группы в соответствии с планом эксперимента (например, контрольная группа и FOLFOXIRI).

6. Лечение

  1. Разбавьте препарат (например, 5-фторурацил, оксалиплатин, иринотекан) в E3 1% Pen-Strep, тщательно перемешав, пипеткой вверх и вниз несколько раз. Как было предложено Usai et al.12, используют пятикратное разведение препарата в рыбной воде по отношению к эквивалентной концентрации в плазме (EPC).
  2. Смешайте препараты для приготовления коктейля (например, FOLFOXIRI).
  3. Извлеките носитель из каждой лунки и добавьте лекарственный коктейль через 2 ч после имплантации.
  4. Обрабатывайте эмбрионы в течение 3 дней. Обновляйте лекарственный коктейль каждый день.

7. Цельное иммунофлюоресцентное окрашивание

ПРИМЕЧАНИЕ: Перед началом работы поместите ацетон при -20 ° C и приготовьте растворы, перечисленные в таблице 1.

  1. День 1:
    1. Зафиксируйте личинки 1 мл 4% параформальдегида в стеклянных флаконах при температуре 4 ° C на ночь.
  2. День 2:
    1. Вымойте личинок 3 раза 5 мин 1 мл PBS, осторожно перемешивая на коромысле лабораторной платформы (400 об/мин).
    2. Хранить в 1 мл 100% метанола при температуре -20 °C в течение ночи (или для длительного хранения).
    3. Регидратируйте 3 x 10 мин с 1 мл PTw (0,1% tween в PBS), осторожно перемешивая на коромысле лабораторной платформы (400 об/мин).
    4. Пермеабилизируют 1 мл 150 мМ Tris-HCl при рН 8,8 в течение 5 мин при RT с последующим нагреванием в течение 15 мин при 70 °C.
    5. Промывайте 2 раза 10 мин 1 мл PTw, осторожно перемешивая на коромысле лабораторной платформы (400 об/мин).
    6. Промывайте 2 x 5 мин 1 мл dH2O, осторожно перемешивая на коромысле лабораторной платформы (400 об/мин).
    7. Пермеабилизировать 1 мл ледяного ацетона в течение 20 мин при -20 °C.
    8. Промывайте 2 x 5 мин 1 мл dH2O, осторожно перемешивая на коромысле лабораторной платформы (400 об/мин).
    9. Промыть 2 x 5 мин 1 мл PTw, осторожно перемешивая на коромысле лабораторной платформы (400 об/мин).
    10. Инкубируют личинок в 1 мл блокирующего буфера в течение 3 ч при 4 °C, осторожно перемешивая на коромысле лабораторной платформы (400 об/мин).
    11. Поместите личинок в луночные пластины, разделенные по группам следующим образом: 10 личинок в 50 мкл объема/лунка в 96-луночном планшете или 20 личинок в 100 мкл объема/лунки в 48-луночном планшете.
    12. Откажитесь от блокирующего буфера, инкубируйте личинки раствором первичных антител (например, расщепленной каспазой-3 кролика против человека, 1:250), разведенным в инкубационном буфере на ночь при 4 ° C в темноте, и осторожно покачайте на шейкере (400 об/мин). Рекомендуемые тома см. в шаге 7.2.11.
  3. День 3:
    1. Вымойте личинок последовательно 3 х 1 ч с 1 мл PBS-TS (10% козьей сыворотки, 1% Triton X-100 в PBS), а затем через 2 x 10 мин с 1 мл PBS-T (1% Triton X-100 в PBS) и 2 x 1 ч с 1 мл PBS-TS. При каждой стирке аккуратно перемешивайте пластины с личинками на шейкере (400 об/мин).
    2. Инкубируйте личинок с конъюгированными флуоресцентными красителями вторичными антителами (например, перекрестно-адсорбированным вторичным антителом козьего антикролика IgG [H+L], Alexa Fluor 647, 1:500) и 100 мкг/мл Hoechst 33258, разведенным в инкубационном буфере в темноте в течение ночи при 4 °C, при осторожном перемешивании на шейкере (400 об/мин). Рекомендуемые объемы раствора вторичных антител см. в шаге 7.2.11.
  4. День 4:
    1. Промыть 3 x 1 ч с 1 мл PBS-TS и 2 x 1 ч с 1 мл PTw при осторожном перемешивании на шейкере (400 об/мин).
    2. Создайте круговой слой эмали (толщиной ~0,5-1 мм) на предметных стеклах микроскопа. Дайте эмали высохнуть и поместите личинки в центр круглого слоя, обнажив сторону ксенотрансплантата.
    3. Высушите излишки раствора и установите на стекло покровное стекло водорастворимой нефлуоресцирующей монтажной средой.

8. Визуализация

  1. Получение изображений под конфокальной микроскопией с 40-кратным объективом. Используйте следующие параметры сбора данных: разрешение 1024 x 512 пикселей с шагом по оси Z 5 мкм.

9. Анализ апоптоза с помощью ImageJ

  1. Загрузите (Фиджи просто) программное обеспечение ImageJ (https://imagej.net/Fiji/Downloads) и откройте образ файла Z-stack (нажмите «Файл» | Открытый). Во всплывающем окне выберите Stack viewing/Hyperstack и нажмите OK.
  2. Наложите различные каналы, выбрав «Изображение» | Цвет | Сделайте композитный.
  3. Перетащите полосу Z в нижней части изображения, чтобы просмотреть изображение Z-стека и определить область ксенотрансплантата (клетки, которые являются положительными для флуоресцентного трекера клеток. См. шаг 4.5) в перивителлийном пространстве рыбок данио.
  4. Выберите инструмент «Точка» и подсчитайте количество апоптотических клеток человека (от положительного до флуоресцентного трекера клеток и расщепленной каспазы-3), как показано в дополнительном видео S1.
  5. Дважды щелкните значок Point Tool , измените счетчик и подсчитайте общее количество ядер клеток человека (ядер CM-DiI-положительных клеток).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Этот протокол описывает экспериментальный подход к установлению zPDX из первичной аденокарциномы поджелудочной железы человека. Образец опухоли собирали, измельчали и окрашивали с использованием флуоресцентного красителя, как описано в разделе протокола 4. Затем zPDX были успешно установлены путем имплантации фрагмента опухоли в перивителлиновое пространство 2 эмбрионов рыбок данио-рерио, как описано в разделе 5 протокола. Как описано в разделе 6 протокола, zPDX были дополнительно проверены для выявления профилей чувстви...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Модели in vivo в исследованиях рака предоставляют бесценные инструменты для понимания биологии рака и прогнозирования ответа на лечение рака. В настоящее время доступны различные модели in vivo , например, генетически модифицированные животные (трансгенные и нокаутные мыши) или ксенотрансплантаты, полученные пациентами из первичных клеток человека. Несмотря на множество оптимальных функций, каждый из них имеет различные ограничения. В частности, в вышеупомянутых моделях отсутствует надежный способ имити...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликтов интересов, о которых можно было бы заявить.

Благодарности

Эта работа финансировалась Фондом Пизы (проект 114/16). Авторы хотели бы поблагодарить Раффаэле Гаэту из отделения гистопатологии Azienda Ospedaliera Pisana за отбор образцов пациентов и поддержку патологии. Мы также благодарим Алессию Галанте за техническую поддержку в экспериментах. Эта статья основана на работе COST Action TRANSPAN, CA21116, при поддержке COST (Европейское сотрудничество в области науки и техники).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
5-фторурацилTeva Pharma AGSMP 1532755
48 многолуночная пластинаSarstedt83 3923
96 многолуночная пластинаSarstedt82.1581.001
АцетонMerck179124
Агарозный порошок MerckA9539
АмфотерицинThermo Fisher Scientific15290018
антиядерное антитело, клон 235-1MerckMAB1281 Разведение 1:200
Сетка для аквариума QN6Penn-plax0-30172-23006-6
BSAMerckA9418
CellTraceThermo Fisher ScientificC34567
CellTracker CM-DiI Thermo Fisher ScientificC7001
CellTracker Deep Red Thermo Fisher ScientificC34565
Расщепленная каспаза-3 (Asp175) (5A1E) Технология передачи сигналов мАТ-клеток кролика9661S1:250 разведение
диметилсульфоксида (ДМСО) PanReac AppliChem ITW РеактивыA3672,0250
Дюмон #5 щипцыWorld Precision Instruments501985
фолиевой кислотой -  LederfolinPfizer
Стеклянные капилляры, 3,5 дюймаDrummond Scientific Company3-000-203-G/XВнешний диаметр = 1,14 мм. Внутренний диаметр = 0,53 мм.
Стеклянные флаконы VWR InternationalWHEAW224581
козий антикролик  IgG  (Н+Л) Перекрестно-адсорбированное вторичное антитело, Alexa Fluor 647Thermo Fisher ScientificA-21244   Разведение 1:500
Козья сывороткаThermo Fisher Scientific31872
Hoechst 33342Thermo Fisher ScientificH3570
ИринотеканHospira
Низкотемпературная морозильная камераVWR International479-1220
McIlwain Tissue ChopperWorld Precision Instruments
Микропланшетный миксерSCILOGEX822000049999
оксалиплатинTeva
параформальдегидMerckP6148-500G
PBSThermo Fisher Scientific14190094
пенициллин-стрептомицин Thermo Fisher Scientific15140122
чашка Петри 100 ммSarstedt83 3902500
Чашка Петри 60 ммSarstedt83 3901
Пластиковая пипетка ПастераSarstedt86.1171.010
Poly-MountTebu-bio18606-5
Йодид пропидияMerckP4170
RPMI-1640 среднийThermo Fisher Scientific11875093
Лезвие скальпеля No 10 Стерильная нержавеющая стальVWR InternationalSWAN3001
Ручка скальпеля #3World Precision Instruments500236
Трикейн MerckE10521
Triton X-100 MerckT8787
Tween 20MerckP9416
Вертикальный съемник микропипетокИнструмент для спуска затвораP-30 

Ссылки

  1. Rubin, H. Understanding cancer. Science. 219 (4589), 1170-1172 (1983).
  2. Krzyszczyk, P., et al. The growing role of precision and personalized medicine for cancer treatment. Technology. 6 (3-4), 79-100 (2018).
  3. Siegel, R. L., Miller, K. D., Fuchs, H. E., Jemal, A. Cancer statistics, 2022. CA Cancer Journal for Clinicians. 72 (1), 7-33 (2022).
  4. Trunk, A., et al. Emerging treatment strategies in pancreatic cancer. Pancreas. 50 (6), 773-787 (2021).
  5. Moffat, G. T., Epstein, A. S., O'Reilly, E. M. Pancreatic cancer-A disease in need: Optimizing and integrating supportive care. Cancer. 125 (22), 3927-3935 (2019).
  6. Sarantis, P., Koustas, E., Papadimitropoulou, A., Papavassiliou, A. G., Karamouzis, M. V. Pancreatic ductal adenocarcinoma: Treatment hurdles, tumor microenvironment and immunotherapy. World Journal of Gastrointestinal Oncology. 12 (2), 173-181 (2020).
  7. Marshall, L. J., Triunfol, M., Seidle, T. Patient-derived xenograft vs. organoids: a preliminary analysis of cancer research output, funding and human health impact in 2014-2019. Animals. 10 (10), 1923(2020).
  8. Li, Y., Tang, P., Cai, S., Peng, J., Hua, G. Organoid based personalized medicine: from bench to bedside. Cell Regeneration. 9 (1), 21(2020).
  9. Jung, J., Seol, H. S., Chang, S. The generation and application of patient-derived xenograft model for cancer research. Cancer Research and Treatment. 50 (1), 1-10 (2018).
  10. Rizzo, G., Bertotti, A., Leto, S. M., Vetrano, S. Patient-derived tumor models: a more suitable tool for pre-clinical studies in colorectal cancer. Journal of Experimental & Clinical Cancer Research. 40 (1), 178(2021).
  11. Usai, A., et al. Zebrafish patient-derived xenografts identify chemo-response in pancreatic ductal adenocarcinoma patients. Cancers. 13 (16), 4131(2021).
  12. Usai, A., et al. A model of a zebrafish avatar for co-clinical trials. Cancers. 12 (3), 677(2020).
  13. Chen, X., Li, Y., Yao, T., Jia, R. Benefits of zebrafish xenograft models in cancer research. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 9, 616551(2021).
  14. Miserocchi, G., et al. Management and potentialities of primary cancer cultures in preclinical and translational studies. Journal of Translational Medicine. 15 (1), 229(2017).
  15. Baghban, R., et al. Tumor microenvironment complexity and therapeutic implications at a glance. Cell Communication and Signaling. 18 (1), 59(2020).
  16. Albini, A., et al. Cancer stem cells and the tumor microenvironment: interplay in tumor heterogeneity. Connective Tissue Research. 56 (5), 414-425 (2015).
  17. Avdesh, A., et al. Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: an introduction. Journal of Visualized Experiments. (69), e4196(2012).
  18. Quail, D. F., Joyce, J. A. Microenvironmental regulation of tumor progression and metastasis. Nature Medicine. 19 (11), 1423-1437 (2013).
  19. Tavares Barroso, M., et al. Establishment of pancreatobiliary cancer zebrafish avatars for chemotherapy screening. Cells. 10 (8), 2077(2021).
  20. Kopetz, S., Lemos, R., Powis, G. The promise of patient-derived xenografts: the best laid plans of mice and men. Clinical Cancer Research. 18 (19), 5160-5162 (2012).
  21. Xing, F., Saidou, J., Watabe, K. Cancer associated fibroblasts (CAFs) in tumor microenvironment. Frontiers in Bioscience. 15 (1), 166-179 (2010).
  22. Strähle, U., et al. Zebrafish embryos as an alternative to animal experiments-a commentary on the definition of the onset of protected life stages in animal welfare regulations. Reproductive Toxicology. 33 (2), 128-132 (2012).
  23. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: an emerging platform for translational cancer research. Cancer Discovery. 4 (9), 998-1013 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Ксенотрансплантат на личинках Danio rerioксенотрансплантат из опухоли пациентамодель рака поджелудочной железымикроокружение опухолифлуоресцентное мечениеконфокальная микроскопияимплантация фрагмента опухолискрининг лекарственных препаратованализ апоптоза
Создание ксенотрансплантатов, полученных от пациентов с рыбками данио, из рака поджелудочной железы для тестирования на химиочувствительность
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.