Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Обнаружение и количественная оценка туннельных нанотрубок с использованием изображений 3D Volume View

3.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/63992

⸱

31 августа 2022 г.

 ,  , 
1Manipal Institute of Regenerative Medicine, Manipal Academy of Higher Education, India

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Туннельные нанотрубки (TNT) представляют собой в основном открытые F-актиновые мембранные нанотрубки, которые соединяют соседние клетки, облегчая межклеточную связь. Примечательной характеристикой, которая отличает ТНТ от других клеточных выступов, является парящая природа нанотрубок между клетками. Здесь мы характеризуем TNT, создавая 3D-объемное представление конфокальных изображений z-стека.

Аннотация

Недавние открытия показали, что клетки выполняют прямой, дальний, межклеточный перенос через наноразмерные, актин-мембранные каналы, а именно «туннельные нанотрубки» (TNT). ТНТ определяются как открытые, липидные двухслойные мембранные расширения, которые опосредуют непрерывность между соседними клетками диаметром от 50 нм до 1 мкм. ТНТ были продемонстрированы первоначально в нейрональных клетках, но последовательные исследования выявили существование ТНТ в нескольких типах клеток и заболеваниях, таких как нейродегенеративные заболевания, вирусные инфекции и рак. В нескольких исследованиях упоминались близкие, электрически связанные мембранные наноструктуры между соседними клетками как TNT или TNT-подобные структуры.

Выяснение ультраструктуры с точки зрения непрерывности мембраны в конечной точке является технически сложной задачей. Кроме того, исследования клеточно-клеточной коммуникации являются сложными с точки зрения характеристики ТНТ с использованием обычных методов из-за отсутствия специфических маркеров. ТНТ в первую очередь определяются как открытые мембранные протрузии на основе F-актина. Однако одним из основных ограничений является то, что F-актин присутствует во всех типах выступов, что затрудняет дифференциацию ТНТ от других выступов. Одной из примечательных характеристик ТНТ на основе F-актина является то, что эти структуры парят между двумя клетками, не касаясь субстрата. Таким образом, различные F-актин-окрашенные ТНТ можно удобно отличить от других выступов, таких как филоподии и нейриты, на основе их парения между клетками.

Недавно мы показали, что интернализация олигомерного амилоид-β1-42 (oAβ) через актин-зависимый эндоцитоз стимулирует активированную р21-активированную киназу-1 (PAK1), которая опосредует образование F-актин-содержащих ТНТ, совместно экспрессируемых с фосфо-PAK1 между нейрональными клетками SH-SY5Y. Этот протокол описывает метод 3D-объемного анализа для идентификации и характеристики ТНТ по захваченным z-стековым изображениям F-актин- и фосфо-PAK1-иммуноокрашенных мембранных протрузий в нейронных клетках, обработанных oAβ. Кроме того, ТНТ отличаются от развивающихся нейритов и нейрональных выростов на основе F-актин- и β-III тубулин-иммуноокрашенных мембранных каналов.

Введение

Туннельные нанотрубки (ТНТ) основаны на F-актинах, в первую очередь на открытых мембранных каналах и играют жизненно важную роль в межклеточном переносе груза и органелл1. Уникальной характеристикой ТНТ является то, что они соединяют соседние клетки без какого-либо контакта с субстратом; они имеют длину более 10-300 мкм, а их диаметр колеблется от 50 нм до 1 мкм 2,3. ТНТ являются переходными структурами, и их срок службы длится от нескольких минут до нескольких часов. ТНТ были впервые продемонстрированы в нейронных клетках PC121; позже многочисленные исследования показали их существование в нескольких типах клеток in vitro и in vivo 4,5. Несколько исследований выявили патологическое значение ТНТ в различных моделях заболеваний, таких как нейродегенеративные заболевания, рак и вирусные инфекции 6,7,8.

Структурные неоднородности ТНТ были продемонстрированы несколькими исследованиями в различных клеточных системах9. Различия основаны на составе цитоскелета, механизме образования и10 передаваемых типах грузов. Прежде всего, открытая, F-актин-положительная мембранная непрерывность, которая парит между двумя соседними клетками и переносит органеллы, считается состоящей из TNT11. Однако отсутствие ясности или разнообразия, наблюдаемое при формировании ТНТ, усугубляет трудности в разработке маркеров, специфичных для тротила. Таким образом, трудно идентифицировать тротиловые структуры обычными методами обнаружения и различать мембранные нанотрубки с точки зрения открытых и закрытых выступов12. Тем не менее, характеристику ТНТ для парения в виде протрузий F-актиновой мембраны между двумя клетками относительно легче и более осуществимо идентифицировать с помощью обычных методов визуализации. Другие клеточные протрузии на основе актина, такие как филоподия и дорсальная филоподия, не могут парить между двумя отдаленными клетками, особенно когда клетки фиксированы. Следует отметить, что закрытые, электрически связанные, развивающиеся нейриты часто называют тротилоподобными структурами13.

Известно, что F-актин играет важную роль в образовании тротила, и несколько исследований показали, что ингибитор F-актина цитохалазин D ингибирует образование ТНТ14,15. Напротив, ингибиторы микротрубочек не оказывают никакого влияния на образование тротила16. За последние 2 десятилетия было несколько сообщений о значительной роли, которую ТНТ играют в распространении патологии и резистентности опухолей и терапии17. Поэтому существует бесконечный спрос на более совершенные методы характеристики тротила.

Отсутствие специфических маркеров ТНТ и разнообразие морфологии и состава цитоскелета затрудняют разработку уникального метода характеризации. В некоторых исследованиях использовались автоматизированные методы обнаружения изображений и количественной оценки тротила18,19. Тем не менее, есть несколько преимуществ нынешнего метода ручного анализа объема 3D перед автоматическим анализом изображений для обнаружения и количественной оценки ТНТ. Часто обученные человеческие глаза могут обнаружить эти парящие наноструктуры легче, чем автоматизированный метод обнаружения изображений. Кроме того, автоматические методы обнаружения может быть трудно реализовать в лабораториях, не имеющих опыта работы с алгоритмами. Настоящий метод может быть широко принят исследователями из-за его точности и воспроизводимости.

В недавнем исследовании мы показали, что oAβ способствует биогенезу ТНТ в нейронных клетках через PAK1-опосредованный, актин-зависимый, эндоцитозный механизм12. oAβ-индуцированные ТНТ также экспрессируют активированный PAK1 (или фосфо-PAK1). Мы разработали метод реконструкции изображения 3D-объемного вида для различения oAβ-индуцированных, F-актин- и фосфо-PAK1-иммуноокрашенных TNT. β-III тубулин-положительные, развивающиеся нейриты часто напоминают ТНТ-подобные парящие структуры20. Следовательно, мы дополнительно различали ТНТ на основе F-актина от β-III тубулин-положительных нейритов и других ТНТ-подобных протрузий. 3D-изображения с объемным видом были использованы для идентификации ТНТ на основе их характеристик зависания над субстратом и поддержания связи между двумя соседними ячейками. В данной работе описывается идентификация и обнаружение актинсодержащих мембранных трубопроводов или ТНТ с использованием конфокальных изображений z-стека и, наконец, ручная количественная оценка идентифицированных структур из 3D-изображений реконструкции объемного вида. Представленный метод не может отличить открытые собственные ТНТ от закрытых тротилоподобных структур; этот метод помогает идентифицировать ТНТ в 2D-культуре клеток in vitro на плоском субстрате. Однако метод прост в реализации и воспроизведении и может широко использоваться для точной количественной оценки только ТНТ на основе актина и для их отличия от нейритов и β-тубулин-положительных тротилоподобных структур.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Клетки SH-SY5Y, культивируемые в средах DMEM/F-12, дифференцировали 10 мкМ ретиноевой кислоты в течение 7 дней и обрабатывали 1 мкМ oAβ олигомерами в течение 2 ч при 37 °C (5% CO2). После лечения клетки фиксировали фиксирующим раствором Карновского и двойным иммуноокрашиванием фосфо-PAK1 (Thr423)/PAK2 (Thr402) антителом и F-актин-связывающим фаллоидином. Позже конфокальные изображения z-стека были сделаны с использованием конфокального лазерного сканирующего микроскопа. TNT были количественно определены методом ручного подсчета и отличались от других нейритов / протрузий клеток путем построения 3D-изображений объемного вида и идентификации структур по их характеристике парения между двумя клетками, не касаясь субстрата (рисунок 1).

1. Клеточная культура и дифференцировка

  1. Культивируйте нейрональные клетки SH-SY5Y в среде DMEM/F12 (Ham's) 1:1 с 10% фетальной бычьей сывороткой (FBS) и 1% смесью пенициллин-стрептомицин-неомицин (PSN). Засейте клетки в 35-миллиметровую тарелку для визуализации с 14 мм, хорошо состоящей из крышки No 1,5 в центре тарелки, прикрепленной к дну. Посейте клетки на тарелке для визуализации в концентрации 12 000 клеток/см2 и проведите эксперименты при слиянии 60%-70%.
  2. Частично дифференцируют клетки с 10 мкМ ретиноевой кислоты (РА) из стокового раствора 100 мМ (5 мг РА в 15 мл диметилсульфоксида [DMSO]). Затем инкубируют клетки в течение 7 дней при 37 °C (5% CO2) для дифференцировки с изменением среды каждые 2 дня.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны с поддержанием слияния (60%-70%) клеток (как недифференцированных, так и частично дифференцированных клеток). Плотность клеток может влиять на образование ТНТ между клетками.

2. Получение олигомеров амилоид-β1-42 (oAβ) для лечения нейрональных клеток

  1. Растворить Aβ 1-42 (1 мг) в 200 мкл 1,1,1,3,3,3-гексафтор-2-пропанола и разделить раствор на 20 аликвот, каждая из которых содержит 0,05 мг пептидов. Лиофилизируйте и храните аликвоты при −20 °C для последующего использования.
  2. Готовят исходный раствор (5 мМ) лиофилизированного Aβ 1-42 в ДМСО путем добавления 2,2 мкл ДМСО к 0,05 мг лиофилизированного пептида. Чтобы тщательно растворить пептиды, вихрьте раствор и протрите ультразвуком в течение 2 мин на водяной бане.
  3. Разбавляют стоковый раствор до концентрации 100 мкМ в ДМЭМ, рН 7,4 и вихря для превращения пептидов в мономеры с последующей инкубацией при 4°С в течение 24 ч для получения олигомеров Aβ 1-42 (oAβ)12,21,22.
  4. Охарактеризовали oAβ до экспериментов, как сообщалось ранее21,22 с помощью просвечивающей электронной микроскопии визуализации.
  5. Обрабатывайте частично дифференцированные клетки SH-SY5Y 1 мкМ oAβ. Удалите среду перед процедурами и добавьте свежий DMEM без FBS. После изменения среды добавляют ранее приготовленный oAβ (100 мкМ) в среду до конечной концентрации 1 мкМ. Инкубируют клетки с 1 мкМ oAβ в течение 2 ч при 37 °C (5% CO2). Включите отрицательный контроль в виде необработанных клеток.

3. Иммуноокрашивание F-актина и активированного PAK1 для характеристики ТНТ

  1. Выполняют дифференциальное иммуноокрашивание с использованием антител фосфо-PAK1 (Thr423)/PAK2 (Thr402) и F-актин-связывающего фаллотоксина фаллотоксина.
  2. Промывайте контрольные и обработанные oAβ клетки 1x фосфат-буферным физиологическим раствором (PBS) в течение 2 x 2 мин перед фиксацией. Готовят фиксаторный раствор Карновского с использованием 2% формалинового фиксатора и 2,5% глутаральдегида, растворенного в 0,1 М фосфатного буфера, рН 7,2. Затем зафиксируйте клетки в тарелке для визуализации, добавив фиксирующий раствор Карновского (достаточно, чтобы покрыть клетки) в течение 45 мин при комнатной температуре.
  3. Промыть неподвижные клетки 2 х 2 мин с помощью инкубационного буфера. Готовят инкубационный буфер (20x), растворяя 0,1 г сапонина в 5 мл FBS и разбавляя до 1x, добавляя 95 мл 1x PBS.
  4. После фиксации добавляют первое антитело против phopho-PAK1 в разведении 1:250 в инкубационном буфере и инкубируют на ночь при 4 °C в темной влажной камере.
  5. На следующий день, после 24 ч инкубации промыть клетки 2 х 2 мин с инкубационным буфером; затем добавляют вторичные антитела, конъюгированные с Alexa Fluor 488 (разведение 1:1000) и фаллоидином 555 (разведение 1:1000). Инкубируют клетки в темной влажной камере в течение 1,5 ч при комнатной температуре.
  6. После инкубации промыть клетки 2 х 2 мин инкубационным буфером. Окрашивают ядро добавлением 4',6-диамидино-2-фенилиндола (DAPI) в разведении 1:2000 и инкубируют в течение 5 мин до 10 мин при комнатной температуре в темноте.
  7. Приготовьте монтажную среду DABCO, используя 25 мг DABCO в 90% глицерине и 10% в 1x PBS. Чтобы раствориться должным образом, отрегулируйте рН до 8,6 с помощью спектрофотометрического класса, разбавьте HCl (разбавленное 1:20 водой) и держите раствор на коромысле для смешивания.
  8. В качестве антиотбеливающего агента добавьте монтажную среду DABCO непосредственно на тарелку для визуализации, содержащую крышку внизу. Подождите не менее 1-2 ч и непосредственно приступайте к выполнению конфокальной визуализации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для фиксации обшивки не требуется никаких клеев.

4. Иммуноокрашивание F-актина и тубулина β-III для отличия ТНТ от нейритов

  1. Выполняют дифференциальное иммуноокрашивание антителом к тубулину β-III и F-актин-связывающим фаллотоксином фаллотоксином фаллоидином.
  2. Промыть обработанные oAβ клетки в 2 раза 1x PBS перед добавлением фиксаторного раствора Карновского. Инкубировать клетки в течение 45 мин при комнатной температуре и промыть клетки 2 х 2 мин с инкубационным буфером.
  3. После фиксации добавляют антитело против тубулина β-III (TUBb3) в разведении 1:250 в инкубационном буфере и инкубируют при 4 °C на ночь в темной влажной камере.
  4. На следующий день промыть клетки инкубационным буфером (2 х 2 мин) и добавить вторичные антитела, конъюгированные с Alexa Fluor 488 (разведение 1:1000) и фаллоидином 555 (разведение 1:1000) вместе в одну и ту же посуду. Затем инкубируют клетки в течение 1,5 ч при комнатной температуре в темной влажной камере.
  5. Промыть клетки 2 раза инкубационным буфером и добавить ядерный окрашивающий DAPI в разведении 1:2000 в течение 5-10 мин при комнатной температуре в темноте.
  6. Добавьте антиотбеливающее средство DABCO в монтажную среду, как упоминалось выше, и подождите 2 часа перед визуализацией.

5. Визуализация с помощью конфокальной микроскопии

  1. Чтобы идентифицировать ТНТ, захватите z-стековые изображения иммуноокрашенных клеток с помощью конфокального лазерного сканирующего микроскопа. Делайте снимки с помощью объектива 40x/1.40 Oil DIC с фильтрами DAPI, флуоресцеина изотиоцианата (FITC) и тетраметилродамина (TRITC).
  2. Сначала выберите каналы, последовательно щелкнув необходимые лазеры в окнах Track 1, Track 2 и Track 3 в конфокальном программном обеспечении. Щелкните опцию T-PMT под окном Track 1, чтобы получить изображения дифференциального интерференционного контраста (DIC) с флуоресцентными каналами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Изображения DIC захватываются другим детектором, помеченным как T-PMT.
  3. Выберите вкладку приобретения программного обеспечения, нажмите на вкладку Z-stack и дождитесь открытия окна. Затем щелкните динамическое сканирование , чтобы сфокусировать ячейки в нижней части тарелки. Выберите это сфокусированное изображение в качестве первого стека. Затем сфокусируйтесь вверх, чтобы увидеть самую верхнюю часть ячейки, и выберите ее в качестве последнего стека. Остановите сканирование в реальном времени и щелкните число рядом с оптимальной вкладкой, чтобы зафиксировать размер шага стеков. Размер шага определяет количество фрагментов и интервалы в зависимости от толщины ячеек.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Размер шага будет выбран на основе выборки Найквиста, чтобы взять достаточное количество срезов и убедиться, что между двумя стеками нет зазоров. Выборка Найквиста определяется на основе объектива и длин волн огней23.
  4. Делайте последовательные изображения трех каналов DAPI, FITC и TRITC с помощью лазеров 405 нм, 488 нм и 561 нм и делайте снимки со временем выдержки пикселя 1,02 мкс. Захват изображений в DIC-канале с флуоресцентными каналами для наблюдения за границей ячейки.
  5. Захват стопки изображений с размерами x: 224,92 мкм и y: 224,92 мкм, с каждым пикселем размером 220 нм2 и z-масштабированием 415 нм.
  6. Делайте снимки, захватывая несколько z-стеков (15-22 стека) снизу вверх ячеек. Получите не менее 10 изображений из случайного поля чашки культуры, чтобы получить в общей сложности ~200-300 клеток.
  7. Анализ захваченных изображений в автономном режиме для идентификации ТНТ с помощью анализа 3D-представления объема

6. Анализ конфокальных изображений z-стека для идентификации и количественной оценки ТНТ

  1. Откройте для анализа конфокальные изображения, сохраненные в формате данных .czi в программном обеспечении Фиджи.
  2. Выберите параметр Hyperstack , чтобы просмотреть каждый z-стек и канал изображения. Найдите гиперстеки z-стеков и каналов, которые открываются в одном окне, как показано на рисунке 2. Прокрутите полосы прокрутки канала (обозначены красными и зелеными стрелками) и z-стека (обозначены синими стрелками), чтобы выбрать точный стек конкретного интересующего канала.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В неподвижных ячейках, поскольку парящие ТНТ или мембранные каналы остаются над поверхностью, структуры не видны в нижних частях z-стеков. Однако в фиксированных клетках нейриты лежат на поверхности и обнаруживаются в нижних частях z-стеков (z = от 0 до 2). Шаги идентификации см. на рисунке 2 .
  3. Как показано на рисунке 2, сначала выберите канал, окрашенный F-актином (обозначенный красными стрелками), прокрутив полосу канала. Затем вручную прокрутите z-стеки (обозначенные синими стрелками), чтобы увидеть каждый стек по одному. Идентифицируйте структуры, окрашенные F-актином, которые, по-видимому, соединяют клетки, видны в нижних частях z-стеков и находятся близко к поверхности тарелки для визуализации (z = 2) как нейриты (обозначенные белыми стрелками).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Большинство нейритов легко идентифицировать, поскольку они выглядят как расширенные выступы (обозначенные розовыми стрелками).
  4. Идентифицируйте TNT, F-актин-положительные, парящие межклеточные каналы, прокручивая z-стеки вверх (от z = 4 на рисунке 2; обозначены желтыми стрелками). Ищите нейриты вблизи нижних частей z-стеков к поверхности и наблюдайте, что они начинают исчезать с прокруткой z-стеков к вершине (при z = 6 на рисунке 2; нейриты не видны четко).
  5. Идентифицировать фосфо-PAK1-положительные ТНТ аналогично F-актин-положительным ТНТ путем анализа парящей природы каналов из z-стеков. Поскольку окрашивание фосфо-PAK1 слабее, чем окрашивание F-актином, ищите окрашенные phopho-PAK1 TNT при z = 4 (слабо видимые) и при z = 6 (заметные).
  6. Кроме того, наблюдайте изображения ДВС-синдрома, чтобы убедиться, что окрашенные F-актин- и фосфо-PAK1-окрашенные тротиловые структуры являются мембранными проводниками между клетками (рисунок 3). Кроме того, объединяют F-актиновые (красные) и фосфо-ПАК1 (зеленые) каналы, чтобы убедиться, что идентифицированные ТНТ являются структурами F-актина и фосфо-ПАК1 (рисунок 3).
  7. Чтобы количественно оценить ТНТ, подсчитайте общее число ячеек и идентифицированные ТНТ вручную и представьте числа в процентах.
  8. Чтобы отличить F-актин-положительные ТНТ и β-III тубулин(TUBb3)-положительные, ТНТ-подобные парящие каналы от z-стековых изображений, объединяют F-актиновые (красный) и TUBb3 (зеленый) каналы (рисунок 4). Затем проанализируйте z-стеки объединенных изображений.
    1. Ищите исключительно окрашенные F-актином TNT, которые слабо видны при z = 3 и заметны при z = 6 и z = 9 (желтые стрелки). Аналогичным образом, идентифицируйте F-актин и β-III тубулин (TUBb3) двойные положительные, тротилоподобные парящие каналы при z = 6 и z = 9 (голубые стрелки). Идентификация других F-актин- и β-III тубулиновых, ненависающих выступов из нижних частей z-стеков (белые стрелки).
  9. Измерьте диаметр ТНТ с помощью линейного инструмента на Фиджи. Проверьте масштаб измерения, щелкнув Анализировать | Установите масштаб таким образом, чтобы «расстояние в пикселях» автоматически устанавливалось из изображений .czi. Измерьте диаметры ТНТ в xy-плоскости.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Большинство диаметров составляют от 1 до 4 пикселей (т.е. 220-880 нм); каждый пиксель равен 220 нм. См. рисунок 5 для краткого описания протокола для анализа конфокальных изображений z-стека.

7.3D реконструкция изображений z-стека для характеристики ТНТ

  1. Используйте плагин для просмотра томов на Фиджи, который позволяет выполнять 3D-перерисовку и 3D-визуализацию с пороговой поддержкой (рисунок 6).
  2. Разделите изображения z-стека на отдельные каналы. Затем обрежьте одноканальные (F-актиновый канал) изображения z-стека, чтобы использовать 3D-режим реконструкции для выделения одного или двух ТНТ или нейритов одновременно. Включите подключаемый модуль представления громкости для визуализации представлений xy, yz и xz.
  3. Закрепите один тротил или нейрит в плоскости xy (белые стрелки представляют нейриты на рисунке 6A; желтые стрелки представляют TNT на рисунке 6B) и отметьте поперечные сечения осей xz (красный) и yz (зеленый). Наблюдайте за нейритами в нижней части плоскости xz в плоскостях xz и yz (белые стрелки, рисунок 6A) и TNT в верхних z-стеках (желтые стрелки, рисунок 6B).
  4. Выберите отдельный тротил или нейрит, чтобы реконструировать 3D-вид объема в плоскости xz (рисунок 6C, D). В 3D-реконструкции наблюдайте нейриты в нижней части z-плоскости (белые стрелки, рисунок 6C) и ТНТ, появляющиеся в виде парящих структур, соединяющих две ячейки, не касаясь нижней z-плоскости (желтые стрелки, рисунок 6D).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Здесь мы идентифицируем и характеризуем oAβ-индуцированные TNT в нейронных клетках SH-SY5Y путем построения 3D-объемных представлений из конфокальных изображений z-стека (рисунок 1). Клетки были дважды иммуноизолированы F-актином и фосфо-PAK1. Конфокальные изображения z-стека иммуноокрашенных клеток были проанализированы для идентификации ТНТ (рисунок 2). Кроме того, изображения ДВС-синдрома были проанализированы, чтобы убедиться, что F-актин- и фосфо-PAK1-окраш...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Несколько исследователей в течение последних 2 десятилетий пытались понять и охарактеризовать структуру TNT18. Отсутствие специфических маркеров препятствует прогрессу, и существует растущий спрос на удобный, стандартизированный метод, который можно использовать для идентификации, характеристики и количественной оценки ТНТ. ТНТ определяются как мембранные каналы на основе F-актина, которые парят между двумя клетками. Исследования показали, что β-тубулин-положительные, близкие, развивающиеся нейрит...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов для раскрытия.

Благодарности

D.K.V и A.R благодарят Академию высшего образования Манипал за стипендию TMA Pai. Мы благодарим Совет по научным и инженерным исследованиям Индии за SERB-SRG (#SRG/2021/001315), а также Индийский совет медицинских исследований Индии (#5/4-5/Ad-hoc/Neuro/216/2020-NCD-I) и Очный фонд Академии высшего образования Манипал, Манипал, Индия. Мы благодарим конфокальный центр JNCASR (Центр перспективных научных исследований Джавахарлала Неру, Индия) и Б. Суму за конфокальную микроскопию в JNCASR.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Чашка 35 мм с размером лунки 14 мм изготовлена из защитного стекла #1.5CellvisD35-14-1.5-NЧашка для визуализации, используемая для посева клеток для экспериментов по окрашиванию
Aβ (1-42) 1 мгAnaSpec#64129Олигомеры бета-амилоида для обработки клеток
Alexa flour 488 Goat Anti-rabbit IgG (H+L)InvitrogenA11070Вторичное антитело к фосфо-PAK1
Шкаф биологической безопасностиThermo Scientific (MSC Advantage)51025411Обеспечить оптимальные условия для выращивания клеточных культур
CO2 ИнкубаторThermo Electron Corporation (Heraeus Hera Cell 240)51026556Для выращивания клеток при температуре тела или близкой к ней
Конфокальный лазерный сканирующий микроскопZEISS (Carl Zeiss)LSM 880Способен генерировать трехмерные изображения крупных образцов со сверхвысоким разрешением
DABCO [октановое число 1,4-диазобицикло-(2,2,2)]Merck8034560100реагент против отбеливания
DAPI (4′,,6-диамидино-2-фенилиндол)SigmaD9542-1MGкраситель
Neuclear DMEM mediaGibco11965092Используется для получения 100 мкМ A&бета; (1-42)
  DMEM/F12 (смесь DMEM и ветчины 1:1) s F12)Gibco12500062Питательные среды для SH-SY5Y DMSO
(диметилсульфид) Сорт клеточной культурыКриопурCP-100Сорт клеточной культуры используется в качестве растворителя ретиноевой кислоты
ДМСО (диметилсульфид) Молекулярный сортHimediaMB058Используется в качестве одного из растворяющих агентов для лиофилизированного A&бета; (1-42)
Фетальная бычья сывороткаGibco16000044  Основная добавка для питательных сред (происхождение из США)
Фиксатор формалина (нейтральный буферный 10%)Компонент Sigma AldrichHT5014-120MLв растворе фиксатора Карновского
Глутаральдегид (Grade I, 25% в H2O)SigmaG5882Компонент в растворе фиксатора Карновского
HFIP (1,1,1,3,3,3-гексафтор-2-пропанол) растворTCIH024Используется для растворения Aβ (1-42) 1 мг
Программное обеспечение для обработки/анализа изображений: FIJI (ImageJ)Национальный институт здравоохранения (NIH)Используется для обработки/анализа изображений и дифференциации тротиловых нейтрализаторов от нейритов с помощью своего плагина под названием "volume viewer".
ЛиофилизаторХристос, Альфа2,4 ЛДплюс0,05 мг аликвоты А и бета; (1-42) может храниться при температуре -20 °°; C после лиофилизации только
смесь пенициллин-стрептомицин-неомицин Thermofisher Scientific15640055Смесь антибиотиков
Phalloidin-iFlor 555Abcamab176756F-актин-связывающий краситель
Phospho-PAK1 (Thr423) /PAK2 (Thr402) [Rabbit]CST#2601Первичное антитело
Поликлональное антитело к тубулину бета 3 (TUBb3)Клон облакаPAE711Hu01Первичное антитело
Ретиноевая кислотаSigma-AldrichR2625-50MGДифференцирующий реагент
СапонинMerck8047-15-2Моющее средство, используемое в инкубационном буфере при иммуноокрашивании
Ультразвуковой банный ультразвуковой аппарат (Quart, Дренажный клапан Нагреватель)Ультразвуковой очиститель3,0 л/3,2Ультразвуковой аппарат, используемый для растворения Aβ (1-42) бульон, после добавления в него ДМСО во время приготовления 100&мкм; М А&бета; (1-42)
Программное обеспечение ZEN для микроскопииZEISS (Carl Zeiss)Программное обеспечение для получения изображений конфокальной микроскопии с интеллектуальной автоматизацией

Ссылки

  1. Rustom, A., Saffrich, R., Markovic, I., Walther, P., Gerdes, H. H. Nanotubular highways for intercellular organelle transport. Science. 303 (5660), 1007-1010 (2004).
  2. Desir, S., et al. Chemotherapy-induced tunneling nanotubes mediate intercellular drug efflux in pancreatic cancer. Scientific Reports. 8, 9484(2018).
  3. Cordero Cervantes, D., Zurzolo, C. Peering into tunneling nanotubes-The path forward. The EMBO Journal. 40 (8), 105789(2021).
  4. Dieriks, B. V., et al. α-synuclein transfer through tunneling nanotubes occurs in SH-SY5Y cells and primary brain pericytes from Parkinson's disease patients. Scientific Reports. 7, 42984(2017).
  5. Chen, J., Cao, J. Astrocyte-to-neuron transportation of enhanced green fluorescent protein in cerebral cortex requires F-actin dependent tunneling nanotubes. Scientific Reports. 11, 16798(2021).
  6. Mittal, R., et al. Cell communication by tunneling nanotubes: Implications in disease and therapeutic applications. Journal of Cellular Physiology. 234 (2), 1130-1146 (2019).
  7. Polak, R., de Rooij, B., Pieters, R., den Boer, M. L. B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia cells use tunneling nanotubes to orchestrate their microenvironment. Blood. 126 (21), 2404-2414 (2015).
  8. Panasiuk, M., Rychlowski, M., Derewonko, N., Bienkowska-Szewczyk, K. Tunneling nanotubes as a novel route of cell-to-cell spread of herpesviruses. Journal of Virology. 92 (10), 00090(2018).
  9. Austefjord, M. W., Gerdes, H. H., Wang, X. Tunneling nanotubes: Diversity in morphology and structure. Communicative & Integrative Biology. 7 (1), 27934(2014).
  10. Han, X., Wang, X. Opportunities and challenges in tunneling nanotubes research: How far from clinical application. International Journal of Molecular Sciences. 22 (5), 2306(2021).
  11. Zurzolo, C. Tunneling nanotubes: Reshaping connectivity. Current Opinion in Cell Biology. 71, 139-147 (2021).
  12. Dilna, A., et al. Amyloid-beta induced membrane damage instigates tunneling nanotube-like conduits by p21-activated kinase dependent actin remodulation. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)- Molecular Basis of Disease. 1867 (12), 166246(2021).
  13. Chang, M., et al. Formation of cellular close-ended tunneling nanotubes through mechanical deformation. Science Advances. 8 (13), (2022).
  14. Bukoreshtliev, N. V., et al. Selective block of tunneling nanotube (TNT) formation inhibits intercellular organelle transfer between PC12 cells. FEBS Letters. 583 (9), 1481-1488 (2009).
  15. Zhang, J., et al. Direct observation of tunneling nanotubes within human mesenchymal stem cell spheroids. The Journal of Physical Chemistry B. 122 (43), 9920-9926 (2018).
  16. Hanna, S. J., et al. The role of Rho-GTPases and actin polymerization during Macrophage Tunneling Nanotube Biogenesis. Scientific Reports. 7, 8547(2017).
  17. Raghavan, A., Rao, P., Neuzil, J., Pountney, D. L., Nath, S. Oxidative stress and Rho GTPases in the biogenesis of tunnelling nanotubes: Implications in disease and therapy. Cellular and Molecular Life Sciences. 79, 36(2021).
  18. Abounit, S., Delage, E., Zurzolo, C. Identification and characterization of tunneling nanotubes for intercellular trafficking. Current Protocols in Cell Biology. 67, 11-21 (2015).
  19. Hodneland, E., et al. Automated detection of tunneling nanotubes in 3D images. Cytometry A. 69 (9), 961-972 (2006).
  20. Wang, X., Bukoreshtliev, N. V., Gerdes, H. H. Developing neurons form transient nanotubes facilitating electrical coupling and calcium signaling with distant astrocytes. PLoS One. 7 (10), 47429(2012).
  21. Nath, S., et al. Spreading of neurodegenerative pathology via neuron-to-neuron transmission of beta-amyloid. Journal of Neuroscience. 32 (26), 8767-8777 (2012).
  22. Domert, J., et al. Spreading of amyloid-beta peptides via neuritic cell-to-cell transfer is dependent on insufficient cellular clearance. Neurobiology of Disease. 65, 82-92 (2014).
  23. Pawley, J. B. Points, Pixels, and Gray Levels: Digitizing Image Data. Handbook Of Biological Confocal Microscopy. Pawley, J. B. , Springer. New York, NH. 59-79 (2006).
  24. Pontes, B., et al. Structure and elastic properties of tunneling nanotubes. European Biophysics Journal. 37 (2), 121-129 (2008).
  25. Haimovich, G., Gerst, J. E. Detection of mRNA transfer between mammalian cells in coculture by single-molecule fluorescent in situ hybridization (smFISH). Methods in Molecular Biology. 2038, 109-129 (2019).
  26. Janardhan, K. S., Jensen, H., Clayton, N. P., Herbert, R. A. Immunohistochemistry in investigative and toxicologic pathology. Toxicologic Pathology. 46 (5), 488-510 (2018).
  27. Qin, Y., et al. The combination of paraformaldehyde and glutaraldehyde is a potential fixative for mitochondria. Biomolecules. 11 (5), 711(2021).
  28. Graham, R. C., Karnovsky, M. J. The histochemical demonstration of monoamine oxidase activity by coupled peroxidatic oxidation. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 13 (7), 604-605 (1965).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Трехмерная объемная визуализацияконфокальная микроскопияокрашивание F-актинаокрашивание фосфо-PAK1Z-стек визуализациямембранные выступынейрональные клеткиклеточная коммуникацияпрограммное обеспечение Fiji
Обнаружение и количественная оценка туннельных нанотрубок с использованием изображений 3D Volume View
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.