Методическая статья

Топографическая ЭЭГ-запись визуальных вызванных потенциалов у мышей с использованием многоканальных тонкопленочных электродов

DOI:

10.3791/64034

⸱

23 июня 2022 г.

 ,  , 
1Institute for Audioneurotechnology, Department of Experimental Otology, Hannover Medical School, 2Institute for Endocrinology and Diabetes, Center of Brain, Behavior and Metabolism, University of Lübeck

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В настоящем протоколе описана простая процедура получения и анализа топографии эпикраниальных зрительных вызванных потенциалов с помощью 32-многоканальных тонкопленочных электродов у мыши.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Зрительные вызванные потенциалы (VEP) позволяют охарактеризовать зрительную функцию в доклинических моделях мышей. Существуют различные методы измерения VEP у мышей, от неинвазивной ЭЭГ, подкожных одиночных электродов и ЭКоГ до полностью инвазивных внутрикортикальных многоканальных записей зрительной коры. Может быть полезно получить глобальную топоографическую характеристику визуальных реакций на уровне ЭЭГ до локальных измерений интракортикальных микроэлектродов в условиях острых экспериментов. Например, одним из вариантов использования является оценка глобальных кросс-модальных изменений в топографии VEP в моделях глухоты перед изучением ее влияния на локальном внутрикорковом уровне. Многоканальная эпикраниальная ЭЭГ является надежным методом получения такого обзорного показателя зрительной активности коры головного мозга. Многоканальная эпикраниальная ЭЭГ обеспечивает сопоставимые результаты благодаря стандартизированному, последовательному подходу, например, для выявления кросс-модальных, патологических или возрастных изменений зрительной функции коры головного мозга. В настоящем исследовании представлен метод получения топографического распределения вспышко-вызванных ВЭП с 32-канальной тонкопленочной электродной матрицей ЭЭГ у мышей под наркозом. В сочетании с анализом во временной и частотной областях этот подход позволяет быстро охарактеризовать и экранировать топографию и основные визуальные свойства зрительной функции коры головного мозга мыши, которые могут сочетаться с различными острыми экспериментальными условиями.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мыши являются доклинической моделью дегенеративных процессов зрения и офтальмологических заболеваний 1,2,3,4. Зрительные вызванные потенциалы (ВЭП) обычно используются для измерения зрительной функции коры головного мозга и, например, для оценки зрительной дегенерации в патологических моделях 5,6. Латентность VEP, время проводимости, амплитуда, мультифокальные характеристики или пространственная острота корковых зрительных вызванных потенциалов предоставляют диагностическую информацию о функциональной целостности зрительной системы 7,8,9.

У мышей корковые зрительные вызванные потенциалы могут быть измерены в различных пространственных масштабах с помощью методов различной сложности: от неинвазивной ЭЭГ, подкожных игольчатых электродов и винтов, имплантированных в череп, до полностью инвазивных внутричерепных вмешательств с эпикортикальной ЭКоГ, до внутрикортикальных электродных записей 10,11,12,13,14,15,16,17. Эти методы имеют разные сильные и слабые стороны. Например, небольшое количество электродов дает лишь ограниченную информацию о кортикальном распределении VEP, в то время как подкожные игольчатые электроды часто не могут обеспечить постоянное место записи. Кроме того, имплантированные винты или полностью инвазивные методы требуют повреждения, проникновения или удаления черепа и часто предоставляют только местную информацию.

В острых экспериментах часто требуется получить первый глобальный обзор зрительной функции коры головного мозга, за которым в конечном итоге следуют дальнейшие экспериментальные шаги и сравнение с локальными внутрикортикальными записями. Например, один из потенциальных вариантов использования сначала используется для изучения эффектов визуальной кросс-модальной реорганизации зрительной кросс-модальной реорганизации глухоты или потери слуха на топографию ЗЭП и кортикальную зрительную активность18,19 на уровне ЭЭГ, а затем изучает влияние на локальном интракортикальном уровне.

Многоканальная запись ЭЭГ с помощью тонкопленочных многоэлектродных матриц может обеспечить систематизированную топографию ВЭП из черепа мыши 20,21,22,23,24. Такие эпикраниальные записи могут иметь преимущества по сравнению с записями ЭКоГ, оставляя целостность черепа нетронутой и избегая прямых манипуляций с поверхностью коры головного мозга. Кроме того, тонкопленочные многоэлектроды обеспечивают стандартизированную конфигурацию электродов, позволяющую сравнивать визуальную вызванную пространственно-временную активность мозга между экспериментами, аналогичными стандартизированной системе ЭЭГ у людей25. Стандартизированная структура также облегчает использование общих наборов инструментов для анализа ЭЭГ (например, Fieldtrip, Chronux, EEGLAB и ERPLAB) для анализа ЭЭГ мыши во временной и частотной области или в терминах связности 26,27,28,29,30,31.

В настоящем протоколе описана процедура топографической записи VEP у мышей с использованием 32-канального тонкопленочного электрода. Это может быть использовано в рамках острых экспериментов с последующими дополнительными экспериментальными шагами, такими как запись внутрикортикальных микроэлектродов из определенных областей мозга. В статье показано, как надежно регистрировать вызванные эпикраниальными вспышками ВЭП с помощью 32-канальных тонкопленочных электродов от мыши. Кроме того, представлен примерный анализ топографических записей VEP во временной и частотной областях.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все животные обрабатывались и размещались в соответствии с немецкими (TierSchG, BGBl. I S. 1206, 1313) и Европейским союзом (ETS 123; Директива 2010/63/EU) руководящих принципов по исследованиям на животных. Эксперименты на животных были одобрены государственными органами Германии (Управление по защите прав потребителей и безопасности пищевых продуктов Нижней Саксонии, LAVES) и контролировались университетским инспектором по защите животных. Для настоящего исследования был использован 3-месячный самец мыши C57BL/6J.

1. Данные о животных

  1. Проведите измерения VEP на мышах, адекватных конкретному исследовательскому вопросу.
  2. Помните об особенностях физиологии мышиной линии, которые могут повлиять на ход эксперимента из-за изменения чувствительности к анестетикам, предрасположенности к судорогам, возраста или генетического фона.
    Примечание: У линий мышей с различным генетическим фоном часто могут развиваться другие сенсорные нарушения (например, прогрессирующая потеря слуха C57BL/6), которые могут оставаться незамеченными, но косвенно влиять на визуальную обработку (например, кросс-модальные влияния19).

2. Индукция общей анестезии

  1. Подготовьте операционное поле на месте записи. Определите предоперационный вес мыши.
  2. Индуцировать анестезию кетамином/ксилазином, внутримышечно, с дозировкой 100 мг/кг кетаминагидрохлорида, 4 мг/кг ксилазина гидрохлорида и 5 мг/кг карпрофена (см. Таблицу материалов).
  3. Сразу после инъекции поместите мышь обратно в клетку.
  4. Поместите инфракрасную нагревательную лампу (см. Таблицу материалов) на достаточном расстоянии и дождитесь полной индукции общей анестезии не менее 5 минут.
  5. Наблюдайте остановку спонтанных движений и потерю рефлекса выпрямления. Проверьте на потерю пальцево-щипкового рефлекса.

3. Физиологический мониторинг и поддержание общей анестезии

  1. Перенесите мышь к месту записи на грелку.
  2. Используйте ректальный температурный зонд, прикрепленный к системе контроля температуры, чтобы поддерживать температуру тела на уровне 37,6-37,8 °C.
  3. Обеспечьте оптимальную температуру тела мыши. В дополнение к грелке минимизируйте потери тепла, при необходимости повышая температуру в помещении.
  4. Поместите два подкожных электрода из серебряной проволоки (диаметром 0,2 мм, см. Таблицу материалов) рядом с правым плечом и левой задней ногой для мониторинга ЭКГ.
  5. Подсоедините электроды ЭКГ с серебряной проволокой к усилителю ЭКГ.
  6. Отслеживайте частоту сердечных сокращений и волны ЭКГ на осциллографе (см. Таблицу материалов) во время эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Во время адекватной кетаминовой анестезии частота сердечных сокращений может варьироваться от 160 до 250 ударов в минуту 32,33. Частота сердечных сокращений может варьироваться в зависимости от штамма мыши, возраста и физиологического статуса.
  7. Проверьте рефлекс пальцев ног и жизненно важные показатели. Отсутствие рефлекторной реакции «палец ноги-щипк» свидетельствует о достаточном уровне анестезии.
  8. Внимательно следите за состоянием и качеством работы глаз во время процедуры, а также наносите офтальмологические капли или гель.
  9. Контролируйте адекватный уровень анестезии, регулярно проверяя физиологические параметры, частоту сердечных сокращений, рефлексы и активность ЭЭГ.
  10. Если уровень общей анестезии становится слишком низким, примените дополнительную дозу кетамина/ксилазина (внутримышечно).
  11. Быстро приступайте к экспериментальным шагам, чтобы свести к минимуму продолжительность общей анестезии и количество последующих доз дополнительного кетамина/ксилазина, используемого для поддержания общей анестезии.

4. Установка электродов и настройка записи

  1. В месте записи повторно оцените адекватную глубину анестезии, проверив рефлекс «палец ноги».
  2. Выбрейте макушку с помощью электробритвы.
  3. Чтобы обеспечить свободное поле зрения, не фиксируйте мышей в стереотаксической рамке во время эксперимента.
  4. Применяйте лидокаин (если это дополнительно требуется в соответствии с местными рекомендациями по уходу за животными).
  5. Сделайте разрез по средней линии кожи головы на 1 см.
  6. Втяните кожу в обе стороны с помощью небольших зажимов для сосудов, чтобы удерживать кожу на месте и обнажить череп.
  7. Очистите поверхность черепа ватным тампоном и солевым раствором NaCl (0,9%).
  8. Прикрепите электрод сравнения из серебряной проволоки (диаметр 0,2 мм) для ЭЭГ подкожно над носом (носовой референс) или за ухом (сосцевидный отросток).
  9. Подключите носовой эталон через разъем щупа к выходу опорного отверстия головного стола (см. Таблицу материалов).
  10. Затем прикрепите электрод ЭЭГ к сцене с помощью адаптера, прикрепленного к сцене через разъем для зонда и прикрепленного к держателю электрода (см. Таблицу материалов).
  11. Поместите многоканальный тонкопленочный электрод ЭЭГ (см. Таблицу материалов) на череп с брегмой в качестве опорного положения, чтобы обеспечить стандартизированное положение электрода для каждого эксперимента.
  12. С помощью капли физиологического раствора отрегулируйте положение электрода. Пока поверхность черепа еще влажная, электрод легко перемещается. Затем тщательно высушите череп ватным тампоном.
  13. Подождите, пока солевой раствор высохнет и электрод прочно прикрепится к черепу.
  14. Накройте электрод небольшой каплей силиконового масла, чтобы избежать прилипания электрода к вышележащей коже. Этот шаг помогает легко снять электрод после записи.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны и не наносите слишком много силиконового масла, чтобы не ухудшить контакт электрода с черепом.
  15. Закройте кожу над электродом для защиты и минимизации электрического шума.
  16. Нанесите небольшую каплю тканевого клея (см. Таблицу материалов) на кожу, чтобы предотвратить повторное открытие разреза кожи.

5. Запись ЭЭГ и измерение VEP

  1. Фильтруйте сигналы ЭЭГ во время съемки с помощью широкого фильтра в диапазоне от 1 до 9000 Гц. Используйте широкие настройки фильтра для контроля артефактов. Выполняйте шум и адекватную фильтрацию позже во время автономной обработки.
  2. Проверьте качество сигнала текущей активности ЭЭГ, проверив наличие высокочастотных электрических шумов, артефактов 50/60 Гц и артефактов ЭКГ. Установите соответствующие соединения заземления и опорных соединений для животного и оборудования или примените надлежащую защиту.
  3. Проверяйте глубину анестезии, наблюдая за активностью ЭЭГ. Старайтесь избегать «слишком глубокого» состояния анестезии, которое характеризуется возникновением взрывоподавляющей активности ЭЭГ. Учитывайте ход эксперимента и следите за тем, чтобы анестезия не попадала слишком слабой во время записи.
  4. Используйте светодиодный стробоскоп (или другие виды визуальной стимуляции) для создания ультракоротких вспышек (см. Таблицу материалов) (Рисунок 1).
  5. Поместите стробоскоп на расстоянии 30 см для бинокулярной визуальной стимуляции перед мышью.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Во время эксперимента мышь и стробоскоп помещаются в темную звуконепроницаемую камеру.
  6. Приспособьте мышей к темноте за 5 минут до стимуляции.
  7. Вызывайте вспышки стробоскопа путем запуска стробоскопа импульсом TTL.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Артефакт стимуляции может возникнуть из-за высокого напряжения стробоскопа. Это можно ослабить, увеличив расстояние или защитив электрод.
  8. Генерируйте аппаратные TTL-триггеры с помощью многофункционального устройства ввода-вывода (см. Таблицу материалов), управляемого ПК для стимуляции источника света (т. е. стробоскопа).
  9. Отправка TTL-сигнала параллельно системе сбора данных для получения высокоточных временных меток для начала стимула.
  10. Отправляйте выходной сигнал TTL, который синхронизирован со вспышкой, со светодиодного стробоскопа в качестве обратной связи и в качестве второго регулятора для точного определения временных меток триггера начала стимула. Зарегистрируйте это вместе с записями.
  11. Установите частоту стимулов (например, интервал между стимулами = 2 с). Установите количество повторений стимула (например, n = 150 повторений)
  12. Отрегулируйте интенсивность на стробоскопе вручную (например, длительность вспышки 512 мкс при фиксированном значении 3000 лм).
    Примечание: Это, однако, должно быть приспособлено к конкретному экспериментальному вопросу.
  13. Запустите предъявление стимула, запишите сигналы ЭЭГ с помощью записывающего программного обеспечения (см. Таблицу материалов) и сохраните данные на записывающем компьютере.

6. Завершение эксперимента, снятие электродов и очистка электродов

  1. Если запись является частью более длинного протокола, продолжайте дальнейшие экспериментальные шаги.
  2. В конце эксперимента усыпьте животное в соответствии с рекомендациями учреждения23,34.
  3. Снимайте электроды ЭЭГ с осторожностью (так как их можно использовать повторно).
  4. Медленно с нанесением жидкости снимите электрод с черепа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Электроды могут прилипать к поверхности черепа; Избегайте повреждения платиновых участков во время удаления.
  5. После эксперимента очистите электрод изотоническим физиологическим раствором NaCl (0,9%) и погрузите его в средство для удаления белка и дезинфицирующий раствор (см. Таблицу материалов) на 30 минут.
  6. Храните электродную решетку в сухом, защищенном месте.

7. Базовая обработка сигналов VEP: временная и частотная область

  1. Импортируйте файлы исходных данных в программное обеспечение для анализа (см. Таблицу материалов).
  2. Фильтруйте сигналы ЭЭГ с помощью полосового фильтра Баттерворта с нулевой фазой в диапазоне от 1 до 100 Гц.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выберите подходящие типы и параметры фильтров в зависимости от соответствующего исследовательского вопроса 27,35,36.
  3. Понизьте частоту сигнала до 1000 Гц.
  4. Сегментируйте сигналы ЭЭГ на испытания и усредните их для получения визуальных вызванных потенциалов и определения пиковой латентности N1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Повторные ссылки могут быть выполнены в автономном режиме, если это необходимо (например, общие средние ссылки, биполярные ссылки, локальные средние «лапласианские» ссылки)23.
  5. Определите значения напряжения в определенных точках интереса и постройте карты распределения напряжения с помощью программного обеспечения для анализа.
  6. Вычислите глобальную мощность поля37 , вычислив пространственное стандартное отклонение всех электродных каналов.
  7. Рассчитайте частотно-временную спектрограмму с несколькими конусами с помощью Chronux Toolbox28,31. Используйте произведение полосы пропускания TW = 3 и K = 5 с размером окна 300 мс и шагом 30 мс.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Регистрация визуальных вызванных потенциалов с помощью многоканальной ЭЭГ позволяет оценить топографию амплитуд VEP, латентности или частотных составляющих у мышей. На рисунке 2A показан пример вспышечной вызванной топографии VEP, записанной с помощью эпикраниальной 32-канальной ЭЭГ от 3-месячного самца мыши C57BL/6J. Самая сильная зрительная вызванная активность происходит в затылочной области над зрительной корой.

На рисунке 2B пока...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В данной статье описывается метод регистрации эпикраниальной многоканальной ЭЭГ с помощью тонкопленочных электродов и способы получения согласованного топографического представления визуальных вызванных потенциалов у мыши. Здесь мы показали бинокулярную стимуляцию вспышкой, но этот подход также может быть применен с другими типами визуальных стимулов (т.е. монокулярными, пространственными решетками, фокальным полем зрения) с использованием, например, более крупного дисплея.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих финансовых интересов или других конфликтов интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана Немецким научно-исследовательским обществом (Deutsche Forschungsgemeinschaft, Cluster of Excellence 2177 "Hearing4all", номер проекта 390895286).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Бепантен 5% ДекспантеолБайерОфтамический гель
Гепард программное обеспечение 5.11NeuralnyxВерсия 5.11Программное обеспечение для записи нейрофизиологических сигналов
Digital Lynx SXNeuralynxDigital Lynx 16SXСистема регистрации
ЭКГ дифференциальный усилительOtoconsultWDA2 V1.0
ЭлектробритваAesculapGT420
ЭлектрододержательTSE Systems430005-HE
Смотровой фонарьHeineHL 5000Источник холодного света
Лампа Грелка + Система контроля температурыCWETC-1000 Мышь
Гистоакрил 0,5 млB.BraunТканевый клей
Инфракрасная тепловая лампа SanitasSIL 06
Кетамин 10% WDTКетамингидрохлоридный
светодиодный стробоскоп MonarchNova Strobe PBLВизуальная стимуляция
Matlab 2021aThe Mathworks2021aКонтроль и анализ стимулов
Moria Vessel ClampFine Science Tools18320-11
Мышиный электрод ЭЭГ NeuroNexusH32 (ретикулярный)32-канальный электрод для ЭЭГ. Толщина: 20 мкм; m; длина: 8,6 мм; ширина 6,8 мм. Платиновые сайты: 500 μ m
диаметр рамки мыши заказнаяинформация доступна по запросу
Многофункциональное устройство ввода-выводаNational InstrumentsPCIe-6353 с BNC 2090AГенерация, вывод и запуск аналогового стимула
NaCl 0,9%B.Braunизотонический, стерильный, непирогенный
Neuralynx HS36 NeuralynxHS-36Headstage
Разъем для зонда NeuronexusNeuralynxADPT-HS36-N2T-32AРазъем для электродов
ОсциллографTektronixTDS 2014B
Progent Intensive CleanerMeniconСредство для удаления белка и дезинфицирующий раствор для жестких газопроницаемых линз
Записывающий ПК HPZ800Записывающий компьютер
HP Римадил (Карпрофен)ZoetisКарпрофен
Силиконовое масло M 1000Carl Roth4045.1
Серебряная проволока Научная продукцияAG-8Wдиаметр 203 &; m; ЭКГ и электрод сравнения
Звукоизоляционная камераАкустика
Стереотаксический микроманипуляторTSE Systems430005-M/PДля размещения электродов ЭЭГ
Стимуляция ПКDellDell Precision T5810Стимуляция ПК
Хирургический микроскопZeissOp-Mi Focus
Хирургическая лента3M1527-01,25 см x 9,1 м
Thilo-Tears 3 мг/гAlcon Pharma GmbHОфтаминовый гель
Vaselin LichtensteinWinthropБелая вазелиновая мазь
Ксилазин 2%   BernburgXylazineгидрохлорид
ксилокаин в спрее (10 мг/затяжка)Осиновыйлидокаин
IAC

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Haider, N. B., Ikeda, A., Naggert, J. K., Nishina, P. M. Genetic modifiers of vision and hearing. Human Molecular Genetics. 11 (10), 1195-1206 (2002).
  2. Joiner, M. A., Lee, A. Voltage-gated Cav1 channels in disorders of vision and hearing. Current Molecular Pharmacology. 8 (2), 143-148 (2015).
  3. Krebs, M. P., et al. Mouse models of human ocular disease for translational research. PLOS One. 12 (8), 0183837(2017).
  4. Won, J., et al. Mouse model resources for vision research. Journal of Ophthalmology. 2011, 1-12 (2011).
  5. Peachey, N. S., Ball, S. L. Electrophysiological analysis of visual function in mutant mice. Documenta Ophthalmologica. 107 (1), 13-36 (2003).
  6. Tokashiki, N., et al. Reliable detection of low visual acuity in mice with pattern visually evoked potentials. Scientific Reports. 8 (1), 15948(2018).
  7. Creel, D. J. Visually evoked potentials. Handbook of Clinical Neurology. 160, 501-522 (2019).
  8. Sutter, E. E. Imaging visual function with the multifocal m-sequence technique. Vision Research. 41 (10-11), 1241-1255 (2001).
  9. Porciatti, V., Pizzorusso, T., Maffei, L. The visual physiology of the wild type mouse determined with pattern VEPs. Vision Research. 39 (18), 3071-3081 (1999).
  10. Makowiecki, K., Garrett, A., Clark, V., Graham, S. L., Rodger, J. Reliability of VEP recordings using chronically implanted screw electrodes in mice. Translational Vision Science & Technology. 4 (2), 15(2015).
  11. Tomiyama, Y., et al. Measurement of Electroretinograms and Visually Evoked Potentials in Awake Moving Mice. PLOS One. 11 (6), 0156927(2016).
  12. You, Y., Klistorner, A., Thie, J., Graham, S. L. Improving reproducibility of VEP recording in rats: electrodes, stimulus source and peak analysis. Documenta Ophthalmologica. 123 (2), 109-119 (2011).
  13. Yeon, C., Kim, D., Kim, K., Chung, E. Visual evoked potential recordings in mice using a dry non-invasive multichannel scalp EEG sensor. Journal of Visualized Experiments. (131), e56927(2018).
  14. Liu, S., et al. An optimized procedure to record visual evoked potential in mice. Experimental Eye Research. 218, 109011(2022).
  15. Ryu, S. B., et al. Spatially confined responses of mouse visual cortex to intracortical magnetic stimulation from micro-coils. Journal of Neural Engineering. 17 (5), 056036(2020).
  16. Słowiński, P., et al. Background EEG connectivity captures the time-course of epileptogenesis in a mouse model of epilepsy. eNeuro. 6 (4), (2019).
  17. Troncoso, E., Muller, D., Czellar, S., Zoltan Kiss, J. Epicranial sensory evoked potential recordings for repeated assessment of cortical functions in mice. Journal of Neuroscience Methods. 97 (1), 51-58 (2000).
  18. Land, R., et al. Cross-modal plasticity in higher-order auditory cortex of congenitally deaf cats does not limit auditory responsiveness to cochlear implants. Journal of Neuroscience. 36 (23), 6175-6185 (2016).
  19. Land, R., Radecke, J. -O., Kral, A. Congenital deafness reduces, but does not eliminate auditory responsiveness in cat extrastriate visual cortex. Neuroscience. 375, 149-157 (2018).
  20. Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. High resolution electroencephalography in freely moving mice. Journal of Neurophysiology. 104 (3), 1825-1834 (2010).
  21. Lee, M., Kim, D., Shin, H. S., Sung, H. G., Choi, J. H. High-density EEG recordings of the freely moving mice using polyimide-based microelectrode. Journal of Visualized Experiments. (47), e2562(2010).
  22. Jonak, C. R., Lovelace, J. W., Ethell, I. M., Razak, K. A., Binder, D. K. Reusable multi-electrode array technique for electroencephalography in awake freely moving mice. Frontiers in Integrative Neuroscience. 12, 53(2018).
  23. Land, R., Kapche, A., Ebbers, L., Kral, A. 32-channel mouse EEG: Visual evoked potentials. Journal of Neuroscience Methods. 325, 108316(2019).
  24. Kim, D., Yeon, C., Kim, K. Development and experimental validation of a dry non-invasive multichannel mouse scalp EEG sensor through visual evoked potential recordings. Sensors. 17 (2), 326(2017).
  25. Megevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A., Kiss, J., Michel, C. A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques. Neuroimage. 42 (2), 591(2008).
  26. Lee, C., et al. Dipole source localization of mouse electroencephalogram using the Fieldtrip toolbox. PLOS ONE. 8 (11), 79442(2013).
  27. Oostenveld, R., Fries, P., Maris, E., Schoffelen, J. M. FieldTrip: Open source software for advanced analysis of MEG, EEG, and invasive electrophysiological data. Computational Intelligence and Neuroscience. 2011, 156869(2011).
  28. Bokil, H., Andrews, P., Kulkarni, J. E., Mehta, S., Mitra, P. P. Chronux: A platform for analyzing neural signals. Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 146-151 (2010).
  29. Delorme, A., Makeig, S. EEGLAB: An open source toolbox for analysis of single-trial EEG dynamics including independent component analysis. Journal of Neuroscience Methods. 134 (1), 9-21 (2004).
  30. Lopez-Calderon, J., Luck, S. J. ERPLAB: An open-source toolbox for the analysis of event-related potentials. Frontiers in Human Neuroscience. 8, 213(2014).
  31. Bokil, H., Tchernichovsky, O., Mitra, P. P. Dynamic phenotypes: Time series analysis techniques for characterizing neuronal and behavioral dynamics. Neuroinformatics. 4 (1), 119-128 (2006).
  32. Ho, D., et al. Heart rate and electrocardiography monitoring in mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (1), 123-139 (2011).
  33. Hart, C. Y. T., Burnett, J. C., Redfield, M. M. Effects of avertin versus xylazine-ketamine anesthesia on cardiac function in normal mice. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 281 (5), 1938-1945 (2001).
  34. Land, R., Kral, A. Temporal acuity is preserved in the auditory midbrain of aged mice. Neurobiology of Aging. 110, 47-60 (2022).
  35. Widmann, A., Schröger, E., Maess, B. Digital filter design for electrophysiological data - A practical approach. Journal of Neuroscience Methods. 250, 34-46 (2015).
  36. Widmann, A., Schröger, E. Filter effects and filter artifacts in the analysis of electrophysiological data. Frontiers in psychology. 3, 233(2012).
  37. Skrandies, W. Global field power and topographic similarity. Brain Topography. 3 (1), 137-141 (1990).
  38. Hamburger, H. L., Michelle, M. A. G. Global Field Power measurement versus classical method in the determination of the latency of evoked potential components. Brain Topography. 3 (3), 391-396 (1991).
  39. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Response properties of local field potentials and multiunit activity in the mouse visual cortex. Neuroscience. 254, 141-151 (2013).
  40. Kappenman, E. S., Luck, S. J. The effects of electrode impedance on data quality and statistical significance in ERP recordings. Psychophysiology. 47 (5), 888-904 (2010).
  41. Calderone, L., Grimes, P., Shalev, M. Acute reversible cataract induced by xylazine and by ketamine-xylazine anesthesia in rats and mice. Experimental Eye Research. 42 (4), 331-337 (1986).
  42. Land, R., Engel, A., Kral, A. Auditory influences in V1 of mice induced by varying anesthesia level. i-Perception. 2 (8), 755(2011).
  43. Land, R., Engler, G., Kral, A., Engel, A. K. Auditory evoked bursts in mouse visual cortex during isoflurane anesthesia. PLOS One. 7 (11), 49855(2012).
  44. Hudetz, A. G., Imas, O. A. Burst activation of the cerebral cortex by flash stimuli during isoflurane anesthesia in rats. Anesthesiology. 107 (6), 983-991 (2007).
  45. Imas, O. A., Ropella, K. M., Ward, B. D., Wood, J. D., Hudetz, A. G. Volatile anesthetics enhance flash-induced gamma oscillations in rat visual cortex. Anesthesiology. 102 (5), 937-947 (2005).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Visual Evoked PotentialsTopographical EEGMultichannel EEGThin Film ElectrodesMouse Visual CortexFlash Evoked VEPsCortical Visual FunctionFrequency Domain AnalysisCross Modal PlasticityPreclinical Mouse Models
Видео скоро будет доступно

Похожие статьи