Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Выделение и культивирование трех видов мезенхимальных стволовых клеток пуповины

2.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64065

⸱

23 августа 2022 г.

 ,  , 
1Department of Obstetrics and Gynecology, the Third Affiliated Hospital, Soochow University, 2Department of Obstetrics and Gynecology, Nanjing First Hospital, Nanjing Medical University, 3Center for Reproductive Medicine and Obstetrics and Gynecology, Nanjing Drum Tower Hospital, Nanjing University Medical School

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

В настоящем протоколе описывается выделение и культивирование мезенхимальных стволовых клеток из артерий пуповины, вены и желе Уортона.

Аннотация

Мезенхимальные стволовые клетки пуповины (ЯК-МСК) являются важным источником клеток для регенеративной медицины. ЯК-МСК могут быть выделены из пуповины, желе Уортона, а также из пупочных артерий и пупочной вены. Они известны как периваскулярные стволовые клетки, полученные из пупочных артерий (UCA-PSCs), периваскулярные стволовые клетки, полученные из пупочной вены (UCV-PSCs), и мезенхимальные стволовые клетки, полученные из желе Уортона (WJ-MSCs). UCA-PSCs и UCV-PSCs представляют собой перициты, полученные из периваскулярных областей, которые являются предшественниками МСК. Выделение и культивирование трех видов клеток является важным источником для изучения трансплантации и репарации стволовых клеток. Настоящий протокол сосредоточен на выделении и культивировании клеток путем механического разделения, адгезивной культуры и выползания клеток. С помощью этой методики можно получить три различных типа стволовых клеток. Маркеры клеточной поверхности были обнаружены с помощью проточной цитометрии. У стволовых клеток обнаружен потенциал многолинейной дифференцировки путем адипогенной, остеогенной и нейроподобной дифференцировки, что согласуется с фенотипом МСК. Этот экспериментальный протокол расширяет источник UC-MSCs. Кроме того, метод выделения клеток обеспечивает основу для дальнейшего изучения регенеративной медицины и других приложений.

Введение

Мезенхимальные стволовые клетки пуповины человека (ЯК-МСК) широко используются в регенеративной медицине из-за их неинвазивной работы, низкой иммуногенности и отсутствия этических споров1. Во многих исследованиях ЯК-МСК, выделенные из желе Уортона (WJ), могут прикрепляться к стенке, подвергаться мультидифференцировке и экспрессировать маркеры мезенхимальных стволовых клеток (МСК)2. Тем не менее, почти все МСК происходят из периваскулярной области3. Перициты, как подмножество периваскулярных клеток, являются прогениторными клетками МСК4. Таким образом, ЯК-МСК могут быть выделены из пуповины WJ, пупочных артерий (НЦА) и пупочной вены (НЦВ), известных как ПСК УЦА, БЦВ-ПСК и МСК WJ, соответственно5. Этот метод был направлен на выделение и культивирование трех различных типов стволовых клеток. Изоляция и культивирование ПСК УЦА, UCV-ПСК и WJ-MSC очень важны для обеспечения большего количества источников МСК.

В настоящем исследовании описывается выделение, культивирование и будущее применение ПСК UCA, UCV-PSC и WJ-МСК, которые обладают клеточной адгезией, экспрессируют маркеры МСК и имеют разнонаправленную дифференцировку. Выделенные стволовые клетки наблюдали под микроскопией и подвергали клеточной культуре, прохождению клеток, криоконсервации клеток и восстановлению клеток. Обоснованием использования этого метода было выползание клеток из ткани. По сравнению с предыдущими методами, такими как проточная цитометрия или иммуномагнитные методы шариков, которые были сложнымии дорогостоящими6, УЗИ-МСК могут быть массивно выделены методом адгезивного разделения и сканирования клеток; Они были использованы в предыдущем исследовании5. Анализ полученных стволовых клеток был проведен с помощью проточной цитометрии, чтобы определить, экспрессируют ли эти клетки маркеры МСК. Была введена многонаправленная дифференцировка стволовых клеток, чтобы определить, обладают ли три вида клеток потенциалом к дифференцировке в адипоциты, остеобласты и нейробласты. Выделение и культивирование трех типов стволовых клеток из пуповины было важным в клиническом использовании и полезным для исследователей для различных будущих применений.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все экспериментальные процедуры были одобрены Комитетом по этике клинических исследований Третьей аффилированной больницы Университета Сучжоу. От людей было получено информированное письменное согласие. В настоящее исследование были включены лица с доношенными вагинальными родами или кесаревым сечением для получения пуповины. Пуповина поступает от здоровых новорожденных без гендерных предубеждений. У новорожденного был балл по шкале Апгар 8-10. Шкала Апгар — это быстрый тест для новорожденных, проводимый вскоре после их рождения. Этот тест проверяет мышечный тонус ребенка, частоту сердечных сокращений и другие признаки, чтобы определить, требуется ли дополнительная медицинская или неотложная помощь7. С другой стороны, пациенты с основными заболеваниями, такими как болезни сердца, печени, почек или другие инфекционные заболевания, были исключены из настоящего исследования.

1. Забор пуповины человека

  1. Поместите пуповину новорожденного в фосфатно-солевой буфер (PBS) и транспортируйте при температуре 4 °C.
    Примечание: В настоящем исследовании были использованы три пуповины от трех доноров.
  2. Удалите пуповинную кровь сразу в стерильных условиях, и разрежьте вдоль длинной оси кровеносных сосудов в 20 см от пуповины. Отделите соответствующие 20 см пупочных артерий и вены и осторожно удалите желе Уортона с поверхности.
    Примечание: Культуры эксплантов были получены из каждого региона, измельчены на мелкие кусочки (1-2мм3) во избежание перекрестной контаминации трех типов стволовых клеток.
  3. Разрежьте пупочные артерии, вену и студень Уортона до размера 1-2мм3 и засейте их в 100 мм чашки для клеточных культур. Выполните инокуляцию пупочных артерий, вены и желе Уортона с помощью пинцета в соответствии с ранее опубликованным отчетом5. Не закрашивайте 100 мм культуральные пластины.
    Примечание: Интервал между пупочными артериями, веной или желе Уортона составлял около 1 см. Слишком долгое время сбора перед разделением клеток может повлиять на жизнеспособность и количество клеток. Рекомендуется сразу отделить артерии и вену от пуповины. Время сбора составляло до 4 часов.

2. Выделение и культивирование UCA-PSC, UCV-PSC и WJ-MSC

  1. Поместите чашки для клеточных культур вверх дном на 3 ч в инкубатор с 5%CO2 при температуре 37 °C, чтобы убедиться, что пуповинные артерии, вена и желейная ткань Уортона плотно прикрепляются к чашкам для клеточной культуры перед добавлением питательной среды.
    1. Через 3 ч верните чашки для клеточных культур в нормальное положение. Добавьте 5 мл среды для культивирования клеток (LG-DMEM, 10% FBS, 100 МЕ/мл пенициллина и 100 мкг/мл стрептомицина, см. Таблицу материалов) в чашку для культивирования клеток.
  2. Добавьте 3 мл и 2 мл питательной среды в чашку для культивирования клеток на3-й и7-й день первой недели соответственно. Будьте осторожны, не прикасайтесь к тканевым блокам артерий пуповины, вены и желе Уортона.
  3. Меняйте половину жидкой среды дважды на второй неделе и всю жидкую среду дважды на третьей неделе.
  4. Наблюдайте, как клетки выползают из тканевых блоков примерно через 7 дней после культивирования, а затем отбрасывайте тканевые блоки, когда клетки на 80% срастаются через ~2 недели.
    1. Когда клетки на 100% слиты, пропустите их в соотношении 1:3 с 2 мл 0,05% трипсина после центрифугирования при 600 х г в течение 4 мин при комнатной температуре.
      Примечание: Первичные клетки, выделенные из пуповины, были примерно 2 x 106 UCA-PSCs, 1 x 106 UCV-PSC и 2 x 106 WJ-MSCs. Из 20 см пуповины были выделены 2 x 106 UCA-PSCs, 1 x 106 UCV-PSC и 2 x 106 WJ-MSCs. Клетки выползли наружу во всех трех пуповинах, что указывало на то, что результаты между изоляциями были повторяемыми.
    2. Засейте клетки, поддерживая концентрацию 5 х 105/100 см2 в чашке для культивирования. Храните 5 x 105 клеток в 1 мл раствора для криоконсервации (90% FBS, 10% ДМСО). В настоящем исследовании использовались клетки с третьего по пятый пассаж.

3. Определение поверхностных маркеров МСК методом проточной цитометрии

  1. Расщепляют клетки третьего поколения с 0,05% трипсина для получения одноклеточной суспензии. Центрифугируйте клетки при 600 x g в течение 4 минут при комнатной температуре и выбросьте надосадочную жидкость с помощью пипетки Пастера. Затем ресуспендируйте 1 x 105 клеток в 100 мкл PBS (1% FBS). Оценивает количество клеток путем подсчета клеток с помощью гемоцитометра в соответствии с ранее опубликованным отчетом8.
  2. Инкубируйте 1 x 105 клеток с различными фикоэритриновыми антителами против CD13 (FITC, 0,1 мг/мл), CD34 (FITC, 0,1 мг/мл), CD45 (FITC, 0,1 мг/мл), CD73 (FITC, 0,1 мг/мл) и HLA-DR (FITC, 0,1 мг/мл) в темноте в течение 30 минут. Для контроля инкубируйте 1 x 105 клеток с FITC-IgG (FITC Mouse Anti-Human IgG, 0,1 мг/мл) (см. Таблицу материалов).
  3. Центрифугируйте клетки при давлении 600 x g в течение 4 минут при комнатной температуре, а затем выбросьте надосадочную жидкость с помощью пипетки Пастера. Ресуспендируйте 1 x 105 клеток в 500 мкл PBS (1% FBS), детектируйте с помощью проточной цитометрии и анализируйте с помощью FlowJo2 (см. Таблицу материалов).

4. Дифференцировка ПСК UCA, UCV-ПСК и WJ-МСК в адипоциты

  1. Инокулируйте клетки третьего поколения в 24-луночные планшеты с плотностью 6 x 104 клеток/см2 500 мкл клеточной среды (LG-DMEM, 10% FBS, 100 МЕ/мл пенициллина и 100 мкг/мл стрептомицина, см. Таблицу материалов) в каждую лунку в инкубаторе с 5% содержанием CO2 при 37 °C.
  2. Смените клеточную среду через 24 ч и смените контрольную группу на клеточную среду (LG-DMEM, 10% FBS, 100 МЕ/мл пенициллина и 100 мкг/мл стрептомицина). Проводите эксперименты после того, как клетки на 80% сплавятся в 24-луночные планшеты.
    Примечание: Клетки в группах, индуцировавших адипогенез, были переведены на адипогенную индукционную среду (набор для адипогенной дифференцировки, см. Таблицу материалов). Среду клеток в обеих группах меняли каждые 3 дня.
  3. Наблюдайте за липидными каплями в клетках примерно через 21 день после индукции в группе адипогенной индукции, а затем прекратите адипогенную индукцию.
    Примечание: Адипогенную среду заменяли средой для клеточных культур для прекращения адипогенной индукции 2,5. Кроме того, клетки контрольной группы не показали существенных изменений.
  4. Трижды промыть ячейки PBS в течение 5 минут, а затем зафиксировать 4% параформальдегидом в течение 15 минут при комнатной температуре. Затем трижды промойте клетки PBS по 5 минут каждая.
  5. Выбросьте PBS и высушите ячейки при комнатной температуре в течение примерно 20 минут. Затем добавьте в скважину 500 μл масляного красного раствора O (0,5%) (см. Таблицу материалов) на 10 минут.
  6. Удалите масляный красный раствор О и промойте ячейки PBS три раза по 5 минут каждая. Понаблюдайте за клетками под микроскопом.

5. Дифференцировка стволовых клеток в остеобласты

  1. Поместите 500 μл 0,1% желатина (см. Таблицу материалов) в лунку в 24-луночные планшеты для культивирования и выбросьте его через 30 минут.
  2. Инокулируйте 6 x 104/см2 клеток третьего поколения в 24-луночные культуральные планшеты и добавьте 500 мкл среды для культивирования клеток или остеогенную индукционную среду (набор для остеогенной дифференцировки, см. Таблицу материалов) в каждую лунку в инкубаторе с 5% содержаниемCO2 при 37 °C. В контрольной группе среду для культивирования клеток меняют каждые 3 дня, одновременно заменяя остеогенную индукционную среду в группе остеогенной дифференцировки каждые 3 дня.
  3. Через 3-4 недели проверьте наличие отложения черного кальция в клетках. Промойте колодец PBS три раза по 5 минут каждый.
  4. Зафиксируйте ячейки при комнатной температуре с 4% параформальдегидом на 15 мин и промойте PBS трижды по 5 мин. Добавьте в лунку раствор красного красителя ализарин (1%) на 20 минут при комнатной температуре, а затем выбросьте его.
  5. После сушки в течение 30 минут при комнатной температуре понаблюдайте за клетками под микроскопом.

6. Дифференцировка стволовых клеток в нейроны

  1. Инокулируйте 6 x 104/см2 клеток третьего поколения в 24-луночные культуральные планшеты, где предварительно были заменены стерильные предметные стекла, обработанные L-полилизином. Поместите листы для лазания клеток (см. Таблицу материалов) в 24-луночные планшеты, чтобы дифференцировать клетки в нейроны. Культивируйте клетки на листах для лазания по клеткам.
  2. Затем добавьте в лунку 500 мкл среды для культивирования клеток и замените среду для культивирования клеток 500 мкл нейрогенной индукционной среды9 (см. Таблицу материалов) через 24 ч.
  3. После индукции в течение 24 ч добавьте в раствор 10-7 моль/л ATRA и 10 нг/мл bFGF (см. Таблицу материалов) для поддержания индуцированной дифференцировки нейронов.
  4. Прекращайте индукцию, когда образуются явные клеточные синапсы. Проверьте наличие явных клеточных синапсов с помощью метода микроскопии (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Иммунофлуоресцентное окрашивание использовалось для идентификации нейрон-специфических маркеров нейрон-специфической энолазы (NSE, см. Таблицу материалов), которая является маркером нейронов2.
  5. Выполните конфокальную визуализацию на листах для лазания по клеткам.

7. Иммунофлуоресцентное окрашивание

  1. После удаления раствора клеточной культуры промойте клетки 500 мкл PBS три раза в течение 5 мин каждая.
  2. Затем добавьте в лунку 500 мкл 4% параформальдегида и зафиксируйте клетки при комнатной температуре на 45 минут.
  3. Промойте клетки PBS три раза по 5 мин каждая.
  4. Пермеабилизируйте клетки 100 мкл 0,5% Triton-X при комнатной температуре в течение 5 минут.
  5. Промойте ячейки 500 μL PBS с 1% BSA три раза в течение 5 минут каждый.
  6. Инкубируйте клетки с 500 мкл PBS с 3% BSA и 0,1% Triton X-100 в лунку при 37 °C в течение 45 мин для блокирования неспецифического сайта связывания.
  7. Разбавляют первичное антитело против NSE (1:100, см. Таблицу материалов) PBS (1:100), содержащим 1% BSA и 0,1% Triton X-100, и инкубируют клетки с первичным антителом в течение ночи при 4 °C.
  8. После отбрасывания первичного антитела промойте клетки 500 мкл PBS, содержащим 1% BSA, три раза в течение 5 мин каждая.
  9. Разведите флуоресцентное вторичное антитело (козий Anti-Mouse IgG H&L, Alexa Fluor 488, см. Таблицу материалов) с помощью PBS (1:200), содержащего 1% BSA и 0,1% Triton X-100, в 1:200 и инкубируйте клетки со вторичным антителом при 37 °C в темноте в течение 60 минут.
  10. Промойте ячейки 500 μл PBST (PBS, содержащий 0,1% Tween-20) на лунку три раза в темноте в течение 5 минут каждая.
  11. Затем добавьте в лунку 200 μL окрашивания DAPI (разбавленный PBST, 0,1 μг/мл) для окрашивания ядра при комнатной температуре без света в течение 5 минут.
  12. Промойте клетки 500 μL PBST три раза в темноте в течение 5 минут каждая.
  13. Добавьте антифлуоресцентное гасящее средство на предметное стекло, а затем аккуратно накройте предметное стекло. Добавьте капли лака вокруг покровного стекла, чтобы зафиксировать его.
  14. Рассмотрите стекло с помощью лазерного конфокального микроскопа. Используйте следующие настройки микроскопии: зеленый канал с лазером 488 нм и канал DAPI с 405 нм.

8. Пробирный анализ

  1. Засейте 2 х 10по 3 ячейки в лунку в 96-луночные планшеты. Добавьте в каждую лунку по 100 мкл среды для культивирования клеток.
  2. Добавьте в каждую лунку по 10 мкл набора для подсчета клеток-8 (CCK-8, см. Таблицу материалов).
  3. Через 2 дня инкубации измерьте значение OD на длине волны 450 нм на микропланшете на 1-7 день.
  4. Проанализируйте значения OD различных типов стволовых клеток с помощью статистического программного обеспечения (см. Таблицу материалов) и представьте их в виде средств ± SD. Выполните односторонний дисперсионный анализ (ANOVA). Считайте, что значение P < 0,05 является статистически значимым.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Выделение и бактериологическое исследование ПСК УЦА, UCV-ПСК и WJ-МСК из пуповины
Пупочные артерии, пупочная вена и студень Уортона механически отделяли от пуповины и разрезали на 2-3 смпо 3 части. Расстояние между артериями, веной или блоками желейной ткани Уортона составляло примерно 1 см, расположенными в форме квинконса (рис. 1A-C). Три вида стволовых клеток были выделены методом культивирования с присоединением к ткани

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом исследовании были выделены три различных вида клеток из артерий пуповины, вены и желе Уортона. Пуповина была отходом доставки, и ее использование было простым, безопасным и не вызывало этическихспоров. ЯК-МСК являются оригинальными и обладают сильной дифференцировочной способностью1. Предыдущие исследования показали, что количество ЯК-МСК, выделенных из пуповины методом расщепления коллагеназы, трипсина и гиалуронидазы, было необильн...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы выражают признательность за поддержку со стороны Проекта фундаментальных исследований Чанчжоуского научно-технического бюро под номером CJ20200110 (YJY), Национального фонда естественных наук Китая (82001629, XQS), Молодежной программы Фонда естественных наук провинции Цзянсу (BK20200116, XQS) и Финансирования постдокторских исследований провинции Цзянсу (2021K277B, XQS).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Набор для дипогенной дифференцировкиGibcoA1007001Разнонаправленная дифференцировка
Ализарин красное окрашивание растворSigmaA5533Разнонаправленная дифференцировка
Антитело против CD13Thermo Fisher ScientificMA1-12034потока
Антитело против CD34BD Biosciences560942анализ
Антитела против CD45BD Biosciencesанализ 561865 потока
Антитела против CD73BD Biosciencesанализ 940294 потока
Антитела против HLA-DRBD Biosciences555560анализ потока
Антифлуоресцентный гасительAbcamAB103748иммунофлуоресценция
Антимышиный IgG H& L (Alexa Fluor 488)abcamab150113Многонаправленная дифференцировка
ATRASTEMCELL Technologies302-79-4клеточная культура
bFGFGibco13256029Многонаправленная дифференцировка
BSASigmaV900933Иммунофлуоресцентный
клеточный инкубаторThermo Fisher ScientificHERAcell 240iклеточная культура
Набор для подсчета клеток-8DojindoCK04пролиферация клеток
ThermoFisher ScientificSorvall™ Клеточная культура MTX-150
DAPISigma 10236276001Иммунофлуоресценция
DMSOSigmaD1435Клеточная культура
FBSGibco10099141клеточная культура
FITC Мышь Anti-Human IgGBD Biosciences 560952анализ потока
Проточный цитометрThermo Fisher ScientificA24864анализ потока
Флуоресцентный микроскопThermo Fisher ScientificIM-5анализ потока
ЖелатинSigma48722Многонаправленная дифференцировка
Leica Микроскоп LeicaDM500Разнонаправленная дифференцировка
LG-DMEM средаGibco11-885-084Считыватель микропланшетов для клеточных
культурThermo Fisher ScientificA51119500Cпролиферация клеток
Нейрогенная индукцияGibcoA1647801Многонаправленная дифференцировка
Масло красный O растворSigmaO1516Многонаправленная дифференцировка
Остеогенная индукцияCyagenHUXXC-90021Разнонаправленная дифференцировка
ПараформальдегидSangon Biotech30525-89-4Иммунофлуоресцентная
пипетка ПастераBiosharpBS-XG-03LКлеточная культура
PBS (фосфатно-солевой буфер)ГиклонSH30256.LSклеточной культурой
Пенициллин стрептомицинГиклонSV30010клеточной культурой
Первичное антитело против NSESanta Cruz Biotechnologysc-292097Многонаправленная дифференцировка
SPSS 22.0IBMSPSS 22.0Статистический анализ
Листы для лазания по клеткамCITOTEST Scientific80346-0910Многонаправленная дифференцировка
TritonX-100Sangon Biotech9002-93-1Иммунофлуоресценция
ТрипсинGibco25300120клеточной культуры
Анализ потока

Ссылки

  1. Zhang, Y., et al. Comparison of the biological characteristics of umbilical cord mesenchymal stem cells derived from the human heterosexual twins. Differentiation. 114, 1-12 (2020).
  2. Yang, Y., et al. Transplantation of umbilical cord-derived mesenchymal stem cells on a collagen scaffold improves ovarian function in a premature ovarian failure model of mice. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Animal. 55 (4), 302-311 (2019).
  3. Sepulveda, R. V., et al. Canine umbilical cord perivascular tissue: A source of stem cells for therapy and research. Research in Veterinary Science. 129, 193-202 (2020).
  4. Ahmed, T. A., Shousha, W. G., Abdo, S. M., Mohamed, I. K., El-Badri, N. Human adipose-derived pericytes: biological characterization and reprogramming into induced pluripotent stem cells. Cellular Physiology and Biochemistry. 54 (2), 271-286 (2020).
  5. Xu, L., et al. Different angiogenic potentials of mesenchymal stem cells derived from umbilical artery, umbilical vein, and Wharton's jelly. Stem Cells International. 2017, 3175748(2017).
  6. Garikipati, V. N. S., et al. Isolation and characterization of mesenchymal stem cells from human fetus heart. PLoS ONE. 13 (2), -192244(2018).
  7. Simon, L. V., Hashmi, M. F., Bragg, B. N. APGAR Score. StatPearls. , Treasure Island, FL. (2022).
  8. Adler, E. M., Gough, N. R., Blundon, J. A. Differentiation of PC12 cells. Science's STKE. 2006 (351), (2006).
  9. Liang, X., et al. Bisphenol A and several derivatives exert neural toxicity in human neuron-like cells by decreasing neurite length. Food and Chemical Toxicology. 135, 111015(2020).
  10. Salehinejad, P., et al. Comparison of different methods for the isolation of mesenchymal stem cells from human umbilical cord Wharton's jelly. In Vitro Cellular & Developmental Biology Animal. 48 (2), 75-83 (2012).
  11. Ding, D. C., Chang, Y. H., Shyu, W. C., Lin, S. Z. Human umbilical cord mesenchymal stem cells: a new era for stem cell therapy. Cell Transplant. 24 (3), 339-347 (2015).
  12. Han, Y. F., et al. Optimization of human umbilical cord mesenchymal stem cell isolation and culture methods. Cytotechnology. 65 (5), 819-827 (2013).
  13. Esteves, C. L., et al. Equine mesenchymal stromal cells retain a pericyte-like phenotype. Stem Cells and Development. 26 (13), 964-972 (2017).
  14. Nagamura-Inoue, T., He, H. Umbilical cord-derived mesenchymal stem cells: Their advantages and potential clinical utility. World Journal of Stem Cells. 6 (2), 195-202 (2014).
  15. Mennan, C., et al. Isolation and characterisation of mesenchymal stem cells from different regions of the human umbilical cord. BioMed Research International. 2013, 916136(2013).
  16. Carvalho, M. M., Teixeira, F. G., Reis, R. L., Sousa, N., Salgado, A. J. Mesenchymal stem cells in the umbilical cord: phenotypic characterization, secretome and applications in central nervous system regenerative medicine. Current Stem Cell Research & Therapy. 6 (3), 221-228 (2011).
  17. Harichandan, A., Sivasubramaniyan, K., Buhring, H. J. Prospective isolation and characterization of human bone marrow-derived MSCs. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. 129, 1-17 (2013).
  18. Zhang, H., et al. Acceleration of fracture healing by overexpression of basic fibroblast growth factor in the mesenchymal stromal cells. STEM CELLS Translational Medicine. 6 (10), 1880-1893 (2017).
  19. Caplan, A. I. New MSC: MSCs as pericytes are Sentinels and gatekeepers. Journal of Orthopaedic Research. 35 (6), 1151-1159 (2017).
  20. Caplan, A. I. MSCs: the sentinel and safe-guards of injury. Journal of Cellular Physiology. 231 (7), 1413-1416 (2016).
  21. Tigges, U., Komatsu, M., Stallcup, W. B. Adventitial pericyte progenitor/mesenchymal stem cells participate in the restenotic response to arterial injury. Journal of Vascular Research. 50 (2), 134-144 (2013).
  22. Herrmann, M., et al. Pericyte plasticity-comparative investigation of the angiogenic and multilineage potential of pericytes from different human tissues. European Cells and Materials. 31, 236-249 (2016).
  23. Ahmed, T. A., El-Badri, N. Pericytes: The role of multipotent stem cells in vascular maintenance and regenerative medicine. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1079, 69-86 (2018).
  24. Greenberg, J. I., et al. A role for VEGF as a negative regulator of pericyte function and vessel maturation. Nature. 456 (7223), 809-813 (2008).
  25. Lin, S. L., et al. Targeting endothelium-pericyte cross talk by inhibiting VEGF receptor signaling attenuates kidney microvascular rarefaction and fibrosis. American Journal of Pathology. 178 (2), 911-923 (2011).
  26. Failla, C. M., Carbo, M., Morea, V. Positive and negative regulation of angiogenesis by soluble vascular endothelial growth factor receptor-1. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), 1306(2018).
  27. Kim, J. M., et al. Perivascular progenitor cells derived from human embryonic stem cells exhibit functional characteristics of pericytes and improve the retinal vasculature in a rodent model of diabetic retinopathy. STEM CELLS Translational Medicine. 5 (9), 1268-1276 (2016).
  28. Mills, S. J., Cowin, A. J., Kaur, P. Pericytes, mesenchymal stem cells and the wound healing process. Cells. 2 (3), 621-634 (2013).
  29. Dar, A., et al. Multipotent vasculogenic pericytes from human pluripotent stem cells promote recovery of murine ischemic limb. Circulation. 125 (1), 87-99 (2012).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Стволовые клетки пуповиныжеле Вартонапериваскулярные стволовые клеткиизоляция клетокадгезивная культурамеханическое разделениепроточная цитометриямультилинейная дифференцировкарегенеративная медицина

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.