Медикаментозное лечение центральным венозным катетером в мышиной модели аневризмы брюшной аорты, индуцированной ангиотензином II, и мониторинг с помощью 3D-ультразвука

Аневризма брюшной аорты (ААА) – это патологическое расширение сосуда вследствие воспалительных и тканеразрушающих процессов в стенке аорты, которые в конечном итоге могут привести к разрыву и смерти пациента. Несмотря на значительные достижения в хирургическом восстановлении ААА, консервативное медикаментозное лечение, блокирующее прогрессирование расширения аневризмы и потенциально снижающее риск разрыва, на сегодняшний день отсутствует. Животные модели были разработаны для выяснения триггеров и медиаторов заболевания и тестирования новых подходов к терапии. Мышиные модели ААА широко применяются и охватывают различные наблюдения за тканями человека. Из-за их патомеханистических различий часто применяется более одной модели для исследования конкретной функции молекул / путей или эффективности потенциальных терапевтических препаратов ^1,2. Среди наиболее часто используемых моделей индукции ААА - введение ангиотензина-II (Ang-II) у мышей с дефицитом аполипопротеина Е (ApoE KO)³, которое имеет более хронический патогенез по сравнению с моделями, которые полагаются на формирование аневризмы от острого инсульта до стенки аорты ^4,5. Таким образом, модель Ang-II, по-видимому, особенно подходит для мониторинга прогрессирования заболевания и недавно было показано, что она очень похожа на болезнь ААА человека в отношении метаболических и воспалительных реакций⁶. Примечательно, что модель Ang-II характеризуется не только развитием ААА, но и формированием аневризмы грудной клетки, а также расслоением аорты с образованием интрамурального тромба.

Лечение, направленное на нацеливание на прогрессирование уже установленной ААА, а не на предотвращение начала заболевания, может иметь более высокую трансляционную ценность, поскольку у пациентов присутствует уже существующее состояние, требующее лечения ^7,8. Для сопоставимого экспериментального проектирования размер аорты необходимо контролировать до и после индукции ААА, чтобы определить порог развития заболевания и потенциально стратифицировать мышей в группы лечения.

Способ введения препарата зависит от поглощения и стабильности соответствующего вещества. Внутрибрюшинные (т..) инъекции чаще всего используются из-за их простоты применения, не требующей анестетика, и отсутствия ограничений объема инъекций⁹. Фармакокинетика должна учитываться, однако, при выборе пути введения, поскольку вещества, вводимые в/,, в первую очередь всасываются через печеночный портальный кровоток и могут подвергаться метаболизму печени до достижения циркуляции, что может привести к изменению концентраций в плазме в зависимости от эффекта первого прохода¹⁰. Внутривенная (т.в.ч.) инъекция дает самую высокую биодоступность веществ, а проблему повторяющегося внутривенного доступа можно обойти с помощью катетеров и сосудистых портов доступа для ежедневного введения 11,12,13. Что касается установки ААА, распределение лекарственного средства в циркуляции облегчает прямое воздействие аневризмы в определенных концентрациях.

Здесь мы описываем рабочий процесс для индуцирования ААА в мышиной модели Ang-II через подкожную имплантацию осмотического насоса, для ежедневного внутривенного медикаментозного лечения через сосудистый порт доступа, подключенный к катетеру, вставленному во внешнюю яремную вену, а также для мониторинга размера аневризмы с помощью 3D-ультразвука¹⁴ , несмотря на наличие двух дорсальных имплантатов.

Эксперименты на животных были одобрены местным комитетом по этике и Министерством науки Австрии (BMWFW-66.009/0355-WF/V/3b/2016), в соответствии с Европейской директивой 2010/63/EU о защите животных, используемых в научных целях, и Австрийским законом об экспериментах на животных 2012 года. Гуманные конечные точки были установлены следующим образом: потеря ≥15% массы тела, избегание потребления пищи и / или воды, снижение активности (гипокинезия) или дискинезия или длительное встряхивание, расчесывание, затрудненное дыхание или сгорбленная осанка, несмотря на боль / управление симптомами. При необходимости животное усыпляют под глубоким наркозом, т.е. при передозировке коктейля кетамина (около 100 мг/кг) и ксилазина (около 5 мг/кг), или при вывихе шейки матки. Для хирургических процедур повсеместно используется асептическая техника и стерильные / чистые перчатки.

1. Имплантация насоса

1. Анестезия
   1. Держите мышей с дефицитом ApoE (B6.129P2-Apoe^tm1Unc/J) на нормальной диете и предпочтительно включать 12-14-недельных самцов животных в эксперименты, чтобы представить мужское преобладание в заболевании человека³.
   2. За 1 день до операции (d-1, pre-OP) подготовьте и наполните осмотические насосы желаемой концентрацией ангиотензина II в соответствии с массой мыши в соответствии с протоколом производителя и инкубируйте насосы в физиологическом растворе при 37 °C в течение^{15 дней}.
      Пример: Для мыши весом 25 г, использующей осмотические насосы (см. Таблицу материалов) со скоростью подачи 1000 нг/кг/мин и скоростью насоса 0,25 мкл/ч в течение 28 дней, растворяют 1,8 мг Ang-II в 300 мкл физиологического раствора (концентрация 6000 нг/мкл для доставки 1500 нг/ч Ang-II). Загрузите раствор тупой заполняющей иглой в насос, а затем вставьте замедлитель потока, чтобы закрыть насос.
   3. Поместите мышь в анестезиологическую камеру на 3%-4% изофлурана, смешанного с 2 л/мин O₂ до потери сознания. Переместите мышь к нагретому столу (37 °C) в положении лежа и поддерживайте изофлурановую анестезию на уровне 1,8%-2% через носовой конус.
   4. Нанесите смазку для глаз на оба глаза, чтобы предотвратить сухость.
   5. Вводят мышам 2,5% бупренорфина в физиологическом растворе при 10 мкл/г мыши подкожно и проверяют глубину анестезии щепоткой пальца ноги.
   6. Побрейте небольшую область в верхней левой части мыши обратно через лопатку. Применяют 10% (мас./об.) раствор повидона-йода для дезинфекции бритого участка.
2. Установка насоса (5-7 мин, выполняется без микроскопа)
   1. Проверьте, что мышь полностью обезболена щипком пальца ноги и сделайте поперечный разрез 1 см в коже верхней части спины скальпелем между средней и левой лопаточной линией.
   2. Держите кожу щипцами и используйте тупые, изогнутые ножницы, чтобы сделать подкожный карман, подталкивая к левой задней конечности. Откройте ножницы, вытащите открытые ножницы из разреза и повторите, чтобы расширить карман.
   3. Осторожно вставьте насос в карман с замедлителем потока к хвосту (чтобы свести к минимуму потенциальное вмешательство высвобождения Ang-II местом разреза).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Карман должен быть не только достаточно широким для введения насоса, но и чтобы кожа не была плотной вокруг насоса, и между насосом и местом разреза должно быть не менее 5 мм, чтобы обеспечить оптимальное заживление ран.
   4. Закройте рану 4-0 рассасывающимися прерванными швами.
   5. Вводят мышам 10% глюкозы в физиологическом растворе при 10 мкл/г мыши подкожно.
   6. Нанесите повидон-йодный раневой спрей на закрытую рану и дайте мыши восстановить сознание под нагревательной лампой, затем верните его в клетку с 7,5 мг пиритрамида (для длительного лечения боли) и 20 мл 5% глюкозы в 200 мл питьевой воды в течение 3 дней после операции.
   7. Проверяйте мышей несколько раз в день на наличие признаков боли или дистресса.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку разрывы аорты происходят со скоростью 20-40% и преимущественно в течение первых 3-10 дней после операции, риск длительной сильной боли или дистресса необходимо свести к минимуму путем частого мониторинга животных. Основными показаниями к неизбежному разрыву являются: отделение от группы, сгорбленная осанка, снижение подвижности (вплоть до паралича задних конечностей), а также снижение или отсутствие реакции во время обработки.

2. Катетеризация яремной вены

ПРИМЕЧАНИЕ: Эта хирургическая процедура требует микроскопа с увеличением 8x-10x.

1. Используя систему сосудистого доступа (см. Таблицу материалов), подготовьте катетер, разрезав сторону 3Fr на нужную длину (~5-7 мм до силиконового анкера) и протолкнув катетер через металлический разъем 22 G системы сосудистого доступа (VAS) с перекрытием не менее 3 мм. Поместите алюминиевый колпачок на кнопку, чтобы защитить порт.
2. Приготовьте 1-1,5 см длиной 6-0 шелковых лигатур.
3. Поместите мышь в анестезиологическую камеру на 3%-4% изофлурана, смешанного с 2 л/мин O₂ до потери сознания.
4. Переместите мышь к нагретому столу (37 °C) в положении лежа на спине и поддерживайте изофлурановую анестезию на уровне 1,8%-2% через носовой конус.
5. Нанесите смазку для глаз на оба глаза, чтобы предотвратить сухость.
6. Вводят мышам 2,5% бупренорфина в физиологическом растворе при 10 мкл/г мыши подкожно.
7. Сбрить мех с правой стороны шеи на вентральной стороне и на правой стороне верхней части спины (левая сторона будет иметь имплантированный осмотический насос).
8. Применяют повидон-йодный раствор для дезинфекции бритого участка.
9. Убедитесь, что мышь полностью обезболена щипком пальца ноги.
10. Подготовка яремной вены (5-10 мин, выполняется под микроскопом)
    1. Сделайте поперечный надключичный разрез кожи длиной 0,5 см с правой стороны шеи над правой ключицей.
    2. Используют тупой микрохирургический пинцет для разделения соединительной ткани и жира, обнажая наружную яремную вену. Избегайте разрыва мелких кровеносных сосудов в жире.
    3. Выделяют не менее 5 мм сосуда, близко к грудным мышцам.
    4. Тупой рассечение ткани под вену с помощью изогнутого микро пинцета и пропускают через 2-3 из 6-0 лигатур.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Если в интересующей области выявлены какие-либо боковые ветви, либо лигатура должна быть вставлена, чтобы быть каудальной к боковой ветви, либо боковая ветвь должна быть постоянно перевязана путем изоляции и связывания лигатурой 6-0.
    5. Подтяните лигатуры и добавьте каплю физиологического раствора в участок.
11. Имплантация пуговиц (5-7 мин, выполняется без микроскопа)
    1. Переверните мышь и поместите ее в положение лежа; проверить глубину анестезии щипцом пальца ноги и нанести раствор повидона-йода для дезинфекции бритого участка.
    2. Сделайте сагиттальный разрез 1 см на верхней части спины скальпелем между среднеспинальной и правой лопаточной линиями.
    3. Используйте тупые изогнутые ножницы, чтобы сделать круглый карман лишь немного больше размера VAS вокруг места разреза тупым рассечением.
    4. Используйте тупые изогнутые ножницы, чтобы туннелировать краниально через правое плечо к вентральному разрезу на шее, слегка открыв ножницы, затем вытащив открытые ножницы наружу и повторив действие, когда он проталкивается дальше.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Мышь можно повернуть на левой стороне для этого шага.
    5. Как только туннель достигнет вентрального разреза, пройдите через хирургические зажимы от вентрального дорсального разреза.
    6. Прикрепите конец катетера 3Fr к зажиму и потяните катетер через туннель так, чтобы он вышел из разреза вентральной шейки, а VAS был на месте в дорсальном разрезе.
    7. Вставьте хирургический войлочный диск VAS подкожно в разрез сзади.
    8. Отстегните катетер и промывайте физиологическим раствором или фосфатно-буферным физиологическим раствором без кальция и магния (PBS^-/-), проверьте проходимость, используя вилочный конец инструмента для обработки, чтобы удалить защитный алюминиевый колпачок, а затем используйте магнитный конец, чтобы удерживать кнопку и вводить шприц 1 мл, прикрепленный к соответствующему инжектору, пока жидкость не просочится с конца 1Fr.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Катетерная промывка может быть альтернативно проведена на этапе 2.1.
    9. Нажмите кнопку хвостом в кармане и закройте кожу над войлочным диском VAS, под фланцем VAS, по крайней мере, двумя 4-0 прерванными швами краниально.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что на коже вокруг кнопки нет натяжения.
12. Катетеризация вен (7-10 мин, выполняется под микроскопом)
    1. Переверните мышь обратно в положение лежа на спине, проверьте глубину анестезии щепоткой пальца ноги и добавьте каплю физиологического раствора в место разреза.
    2. Завяжите первую лигатуру вокруг катетера и яремной вены на 2-3 узла как можно глубже, чтобы обвязать вену и закрепить катетер наружу. Переместите вторую лигатуру как можно ближе к грудным мышцам.
    3. Укоротите катетер до необходимой длины так, чтобы ~3-5 мм катетера находилось в вене, разрезав микроножниками под диагональным углом для создания острого конца.
    4. Проткните отверстие в вене с помощью иглы 27 Г, прикрепленной к шприцу объемом 1 мл, заполненному физиологическим раствором, потянув за закрепленную черепную лигатуру и протолкнув иглу параллельно вене.
       ПРИМЕЧАНИЕ: Если кровь из обратного потока вытекает из вены, используйте ватный тампон, чтобы надавить до тех пор, пока кровотечение не прекратится.
    5. Вставьте катетер в вену таким же образом, потянув за закрепленную черепную лигатуру и скользя катетером в вену с помощью изогнутого пинцета. Толкайте катетер до тех пор, пока он не выровняется с веной.
    6. Завяжите вторую лигатуру над областью, где катетер вводится в вену на 2-3 узла и проверьте, чтобы не было утечки крови. Третья лигатура и часть местной жировой ткани могут быть использованы для дополнительного закрепления катетера.
    7. Микроножами отрежьте лишний конец обеих лигатур и добавьте каплю физиологического раствора.
    8. Закройте кожу 4-0 рассасывающимися прерванными швами.
    9. Вводят мышам 10% глюкозы в физиологическом растворе при 10 мкл/г мыши подкожно.
    10. Введите мыши желаемый объем ингибитора или PBS/физиологического раствора, используя вилочный конец инструмента для обработки, чтобы снять защитный алюминиевый колпачок, а затем магнитный конец, чтобы удерживать кнопку и вводить шприц объемом 1 мл, прикрепленный к инжектору.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что в инжекционном шприце нет воздуха или пузырьков воздуха, нажав на плунжер, пока капля жидкости не выйдет перед инъекцией. Поддерживайте положительное давление на плунжер, отсоединяя шприц с инжектором от VAS, чтобы предотвратить втягивание крови в наконечник катетера и причинение закупорки катетера.
    11. Нанесите повидон-йодный раневой спрей на закрытую рану и дайте мыши восстановить сознание под нагревательной лампой, затем верните его в клетку с 7,5 мг пиритрамида (для длительного лечения боли) и 20 мл 5% глюкозы в 200 мл питьевой воды в течение 3 дней после операции.
    12. Проверяйте мышей несколько раз в день на наличие признаков боли или дистресса.
13. Ежедневные инъекции (<5 мин)
    1. Для ежедневной инъекции поместите мышь в анестезиологическую камеру на 3%-4% изофлурана, смешанного с 2 л/мин O₂ до тех пор, пока она не потеряет сознание и ее дыхание не замедлится, затем вводят как на шаге 2.12.10. Проверьте шею на наличие признаков отека после инъекции, которые будут указывать на то, что катетер больше не вводится в вену. Также обратите внимание, что инъекция будет невозможна, если катетер закрыт.
       ПРИМЕЧАНИЕ: 10 мкл / г мыши с весом 1 раз в день инъекции хорошо переносится мышами.

3.3D УЗИ

1. Подготовьте систему ультразвуковой визуализации, нагревательный стол и гель-грелку, присоедините датчик к системе и установите над сценой в поперечное положение (то есть перпендикулярно позвоночнику мыши).
2. С помощью ультразвукового программного обеспечения настройте параметры на усиление 30 дБ, глубину изображения 9,0 мм и ширину изображения 8,08 мм.
3. Поместите мышь в анестезиологическую камеру на 3%-4% изофлурана, смешанного с 2 л/мин O₂ до потери сознания. Переместите мышь к нагретому столу (37 °C) в положении лежа на спине и поддерживайте изофлурановую анестезию на уровне 1,8%-2% через носовой конус.
4. Нанесите смазку для глаз на оба глаза, чтобы предотвратить сухость.
5. Сбрить шерсть на брюшке мыши. При необходимости нанесите крем для удаления волос на 1 мин, затем протрите и очистите влажной марлей.
6. Добавьте каплю электродного геля к каждому из четырех электродов электрокардиограммы (ЭКГ) на сцене и приклейте к ним конечности мыши.
7. Нанесите теплый ультразвуковой гель на живот мыши и опустите передатчик, чтобы установить его в контакт с животным.
8. Определите аорту как круговой быстро пульсирующий сосуд.
   ПРИМЕЧАНИЕ: Нижняя полая вена (IVC) будет расположена рядом с аортой, и если зонд сильно прижать, IVC будет сжат, в то время как аорта останется стабильной. Подтверждение того, что анализируемый сосуд является аортой, а не IVC, можно получить с помощью импульсно-волнового доплеровского (PW-режима), с углом 65°. Аорта будет иметь высокую скорость пульсовой волны.
9. Найдите левую почечную артерию и осмотрите область вручную до 12 мм, чтобы убедиться в отсутствии помех в интересующей области (т. Е. Надпочечниковая аорта). Вернитесь в левую почечную артерию, затем установите зонд на 6 мм краниально от левой почечной артерии.
   ПРИМЕЧАНИЕ: 3D-ультразвук будет записывать указанную длину (т.е. 12 мм), начиная с половины (6 мм) каудально от точки происхождения и вверх по указанной длине (12 мм) краниально. Шаги по устранению неполадок при возникновении помех включают небольшое нажатие датчиком, подъем, а затем повторное опускание датчика, нанесение большего количества ультразвукового геля и наклон угла наклона ступени.
10. 3D ультразвуковая съемка
    1. Установите дыхательную решетку на 25% задержку и окно 50% и триггер ЭКГ (Т1) на 50 мс (для регистрации пикового систолического расширения аорты).
       ПРИМЕЧАНИЕ: Дыхательная решетка может быть оптимизирована для каждого животного на основе частоты дыхания и усилий, чтобы обеспечить удаление артефактов движения.
    2. Из параметров 3D установите расстояние сканирования на 11,96 мм с размером шага 0,076 мм, что приводит к 157 кадрам.
    3. Программа автоматически получит 157 кадров примерно за 1-2 минуты. Прокрутите, чтобы проверить качество изображения, повторите, если оно не соответствует, а затем сохраните изображение.
11. Получение 2D диаметра
    1. Выключите дыхательную решетку и триггер ЭКГ и вручную найдите область с наибольшим диаметром в 12-миллиметровом растяжении надпочечниковой аорты.
    2. Получение изображения^{B-режима 16}.
    3. Кроме того, не перемещая преобразователь, получите изображение килогерцовой визуализации ЭКГ (EKV) со стандартными настройками системы на том же месте.
12. Завершение сканирования
    1. Вытрите ультразвуковой гель с живота и верните мышь в клетку. Следите за мышью до полного восстановления.

4. Ультразвуковой анализ

1. Объемный анализ
   1. В аналитическом программном обеспечении откройте изображение в режиме 3D и в меню «Обработка изображений» нажмите «Загрузить в 3D», который скомпилирует 157 2D-кадров в 3D-изображение (т. Е. Куб).
   2. В меню «Измерение объема» выберите «Параллельные и вращательные методы», а затем программное обеспечение отобразит 3D-изображение на одной панели.
   3. В разделе Громкость нажмите кнопку Пуск и нарисуйте первый контур вокруг внутренней стенки аорты, щелкнув, чтобы добавить первую точку, переместив курсор вокруг аорты, а затем щелкнув правой кнопкой мыши, чтобы завершить контур.
   4. Пропустите 9-10 кадров (0,75-1 мм), затем нарисуйте другой контур таким же образом. Повторяйте эти шаги до тех пор, пока не будет достигнут последний кадр. Это должно привести к 16-17 контурам.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Первый и последний кадры должны иметь контуры, чтобы можно было рассчитать правильный объем более 12 мм.
   5. Выберите первый контур в меню и выберите Уточнить. Это инициирует алгоритм обнаружения краев, чтобы плотно прилегать линию к стенке сосуда. Переместите точки на контуре, перетащив их в новое положение, чтобы контур точно выровнял внутренний край стенки аорты.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В модели Ang-II может присутствовать внутренний тромб. Поскольку это общая черта данной модели, измерение объема должно включать тромб.
   6. Уточните все контуры и нажмите Finish , чтобы сохранить анализ. Рассчитанный объем будет отображаться в левом нижнем углу.
2. Анализ диаметра
   ПРИМЕЧАНИЕ: Измерения диаметра могут проводиться от внутренней к внутренней стенке, от внешней к внешней стене или от внутренней к внешней стенке, но должны быть последовательными для всех измерений. Однако в модели Ang-II может присутствовать интрамуральный тромб, который должен быть включен в анализ.
   1. Из изображения 3D-режима: Оцените 157 кадров, чтобы определить максимальный диаметр путем визуального осмотра. Затем в меню « Измерение» выберите « Линейный» и нарисуйте несколько линий по всей аорте, чтобы определить наибольший диаметр.
   2. Из изображения B-режима или EKV (ЭКГ-закрытая килогерцовая визуализация): В кинопетле определите максимальное расширение аорты (в систоле) путем визуального осмотра. Затем в меню « Измерение» выберите « Линейный» и нарисуйте несколько линий по всей аорте, чтобы определить наибольший диаметр.
      ПРИМЕЧАНИЕ: ЭКГ может быть использована для определения сердечного цикла, но визуальная идентификация дает точные результаты.

Репрезентативные результаты показывают развитие и прогрессирование надпочечниковых аневризм, контролируемых ультразвуком на исходном уровне, день 8 и день 27 (рисунок 1A). Трихромное пятно (рисунок 1В) 27-го дня аорты на рисунке 1А дополнительно иллюстрирует морфологию образовавшейся аневризмы с рассечением стенки и интрамуральным тромбом. Объем аорты (мм 3) определяли на участке 12 мм14, а максимальный диаметр аорты дополнительно измеряли по изображениям EKV. Для определения начального развития аневризмы был установлен порог роста объема на 125% от исходного уровня до 8-го дня. Исходя из данных, собранных за 2 года (2020-2021 гг., n=157), только 9% животных не смогли сформировать ААА в соответствии с этой отсечкой. Тем не менее, 35% мышей испытали разрывы аорты (грудной или брюшной полости) до имплантации катетера на 9-й день, в результате чего в общей сложности 56% оставшихся животных с установленным заболеванием ААА поддаются стратификации на группы лечения (рисунок 1C). Следует отметить, что среди наших исторических контрольных PBS (n = 21) аневризмы развивались в разной степени (диапазон: 128%-314%, среднее значение 199% ± 55% SD рост объема аорты на 8-й день). Важно отметить, что между начальным расширением и дальнейшим прогрессированием заболевания наблюдалась обратная зависимость, то есть 55% быстро прогрессирующих аневризм (>200% роста объема на 8-й день) не прогрессировали до 27-го дня, в то время как 80% других аневризм (>125% и <200% роста объема на 8-й день) продолжали расширяться до конца эксперимента (рисунок 1D).

Как недавно сообщалось14,17, описанные методы были успешно установлены, валидированы и реализованы, например, для документирования терапевтического эффекта ингибитора гистоновой цитруллинации (GSK484, для ингибирования образования внеклеточной ловушки нейтрофилов) в блокировании прогрессирования установленного ААА. Мыши с дефицитом ApoE получали Ang-II со скоростью 1000 нг/кг/мин с помощью подкожно имплантированных осмотических насосов в течение 28 дней. Животные были стратифицированы от 1:1 до GSK484 (0,2 мкг / г / день) или PBS лечения на основе объема аорты, измеренного на 8-й день, и прошли процедуру катетеризации яремной вены на 9-й день. Инъекции препарата проводили ежедневно в объеме 10 мкл/г веса мыши до конца исследования17. На рисунке 2 показаны примерные (n = 2/группа) результаты ультразвука (временной ход абсолютного и относительного расширения объема или диаметра), показывающие, что лечение GSK484 ингибировало прогрессирование ААА, в то время как аневризмы продолжали увеличиваться у контрольных мышей.

Рисунок 1: Формирование и прогрессирование ААА в мышиной модели Ang-II, обнаруженное с помощью 3D-ультразвука. (A) Супраренальная аорта контролировалась 3D-ультразвуком на исходном уровне (BL), день 8 (d8) и день 27 (d27) после имплантации насоса Ang-II. Объем измерялся на 12-миллиметровом участке надпочечниковой аорты (157 кадров) на основе 3D-реконструированного изображения. Максимальный диаметр аорты определяли по снимкам EKV. (Б) Трихромное пятно поперечного сечения 27-го дня аорты после жертвоприношения мышей и сбора органов. Наличие рассечения аорты обозначается L1/L2 (просвет 1 и просвет 2), а интрамуральный тромб обозначается * в A и B. (C) Частота возникновения ААА (>125% роста объема аорты от BL) на 8-й день и разрывов аорты в течение первых 9 дней (грудной или брюшной) из набора данных, собранных в течение 2 лет (n = 157). (D) Частота прогрессирования с 8-го по 27-й день первоначально быстро формирующихся (>200% роста объема аорты с BL до 8-го дня) по сравнению с умеренно растущими (>125% и <200% роста объема аорты с BL до 8-го дня) аневризм у мышей, получавших контроль PBS (n = 21). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Рисунок 2: Примерные результаты ингибирования цитруллинизации гистонов для блокирования прогрессирования ААА в модели Ang-II путем внутривенной инъекции GSK484 или PBS через кнопку сосудистого доступа. (A) Объем аорты (мм3), измеренный на 12-миллиметровом участке надпочечниковой аорты. (B) Расчетный рост объема аорты по сравнению с базовым уровнем (BL = 100%). (C) Максимальный диаметр аорты, определенный на изображениях EKV. (D) Расчетный рост диаметра аорты из BL. Данные GSK484 были извлечены из ранее опубликованного исследования17. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Авторы не раскрывают информацию.