В настоящей работе описана модифицированная методика гетеротопической васкуляризированной трансплантации сердца с обновленной асептической техникой, анальгезией и анестезией.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Модифицированный протокол гетеротопической трансплантации сердца у мышей, соответствующий современным стандартам асептической техники, анестезии и анальгезии
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Разработка экспериментальных моделей трансплантации сердца у животных способствовала многим достижениям в области иммунологии и трансплантации солидных органов. В то время как гетеротопическая васкуляризированная модель трансплантации сердца мышей первоначально использовалась в исследованиях отторжения трансплантата с использованием комбинаций несоответствующих инбредных линий мышей, доступ к генетически модифицированным штаммам и терапевтическим методам может обеспечить новые мощные доклинические идеи. По сути, хирургическая методология этого метода не изменилась с момента его разработки, особенно в отношении таких важных факторов, как асептическая техника, анестезия и анальгезия, которые оказывают существенное влияние на послеоперационную заболеваемость и смертность. Кроме того, ожидается, что улучшения в периоперационном ведении обеспечат улучшение как благополучия животных, так и результатов экспериментов. В этой статье сообщается о протоколе, разработанном в сотрудничестве с экспертом в области ветеринарной анестезии, и описывается хирургическая техника с акцентом на периоперационное ведение. Кроме того, мы обсудим последствия этих уточнений и предоставим подробную информацию об устранении неполадок, связанных с критическими хирургическими шагами для этой процедуры.
Введение
Мы во многом обязаны нашим пониманием иммунологии и трансплантации исследованиям, основанным на экспериментальных моделях трансплантации солидных органов с использованием животных. С момента первого описания васкуляризированной трансплантации сердца у млекопитающих1 такие модели внесли свой вклад в знания в самых разных областях, включая терапевтическое применение гипотермии2, преимущества использования специализированных швов3 и методы тотальной гомотрансплантации легких и сердца4. Разработка моделей трансплантации сердца на крысах 5,6 предоставила более широкий простор для иммунологических экспериментов из-за наличия различных линий разведения. Значительно более широкий диапазон доступных инбредных и мутантных линий мышей привел Corry et al.7 к разработке метода мышиной гетеротопической трансплантации сердца из-за значительных преимуществ, которые этот диапазон дает исследованиям в области трансплантации. Эта модель широко использовалась и способствовала лучшему пониманию отторжения трансплантата8 и терапии9. Однако с момента своего первого описания методика осталась в основном неизменной, за исключением некоторых незначительных технических деталей, таких как корректировка положения анастомотических участков10,11.
С момента интеграции техники Corry et al.7 в наши эксперименты мы определили перспективные области для улучшения протокола, а именно асептическую технику, анестезию и анальгезию. Ожидалось, что улучшения в этих областях окажут положительное влияние на результаты экспериментов и улучшат благополучие животных. Ранее это было показано, когда асептическая техника используется в операциях на мелких животных, поскольку она помогает снизить послеоперационные инфекции12, что не только влияет на заболеваемость и смертность, но также может поставить под угрозу эксперименты, предназначенные для оценки иммунного ответа после операции по трансплантации. С точки зрения анестезии и обезболивания, использование усовершенствованного режима помогает снизить затраты для животных и сбалансировать этические аргументы этой хирургической модели, смягчая боль и страдания подопытных. Кроме того, соответствующая анестезия и анальгезия ограничивают реакцию на стресс, связанную с болью, улучшая качество послеоперационного восстановления и, в конечном итоге, повышая вероятность успеха хирургического вмешательства13.
С целью улучшения как благополучия животных, так и результатов экспериментов был разработан протокол с корректировками для устранения этих пробелов. Этот протокол был адаптирован из протокола, первоначально описанного Corry et al.7 , с консультацией ветеринарного анестезиолога и с должным учетом как эффектов, так и продолжительности эффектов фармакологических вмешательств, используемых в режиме анестезии и анальгетика. Подход был основан на принципах сбалансированной анестезии и мультимодальной анальгезии для обеспечения надлежащего периоперационного ухода14. В дополнение к применению асептической техники упреждающе вводили опиоидный бупренорфин и местный анестетик бупивакаин. Общий наркоз проводили с использованием ингаляционного анестетика изофлурана.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Это исследование было проведено в соответствии с Кодексом практики по уходу за животными и их использованию в научных целях15 и одобрено в соответствии с Протоколами этики животных RA/3/100/1568 и AE173 (Комитет по этике животных Университета Западной Австралии и Комитет по этике животных Института медицинских исследований Гарри Перкинса соответственно). Подробную информацию обо всех материалах, инструментах и животных, используемых в этом протоколе, см. в Таблице материалов .
1. Подготовка животного к операции
ПРИМЕЧАНИЕ: Персонал занимается либо выполнением операции, либо наблюдением за анестезией на протяжении всей процедуры.
- Для предоперационной анальгезии вводите дозу бупренорфина (0,05-0,1 мг / кг, разбавленную до 0,03 мг / мл хлоридом натрия 0,9%) подкожно мыши-реципиенту не менее чем за 1 ч до начала операции реципиента. Внесите в анестезиологическую карту все детали, связанные с введением лекарств, их дозой, временем введения и их действием.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот подход не обязательно требуется для донора, так как это операция без восстановления, когда донора усыпляют под общим наркозом сразу после извлечения органа. - Индукция анестезии
- Поместите мышь в индукционную камеру анестезирующей дыхательной системы с потоком кислорода 1-2 л·мин−1 с 4% изофлураном. Подтвердите адекватную анестезию, наблюдая за лежачестью, потерей рефлекса выпрямления и снижением частоты дыхания.
- После адекватной анестезии извлеките мышь из индукционной камеры и тщательно побрейте брюшную полость живота с помощью машинок для стрижки волос. В случае донора побрейте область, простирающуюся от гениталий до верхнего края вентральной грудной клетки. В случае реципиента побрейте область, простирающуюся от гениталий до реберного края. В обоих случаях следите за тем, чтобы выбритая область достигала средней подмышечной линии латерально.
- Чтобы поддерживать анестезию, поместите мышь в спинное лежачее положение, чтобы получать анестетик и кислород из носового конуса дыхательной системы (без повторного дыхания), который доставляет кислород со скоростью 1 л·мин-1 и изофлуран (1,5%- 2,5%).
ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургическая рабочая поверхность представляет собой хирургическую доску над грелкой, и каждая конечность мыши закреплена с помощью микропористой ленты. - Учитывая сложность комплексного мониторинга физиологических изменений, связанных с анестезией у мышей, контролируйте и регистрируйте ограниченные параметры. Следите за температурой, глубиной анестезии и частотой дыхания не реже одного раза в 5 минут в течение всего срока анестезии.
- Чтобы предотвратить сильное переохлаждение и гипертермию (от активного согревания грелкой), следите за температурой тела на протяжении всей процедуры. Вставьте чистый, смазанный ректальный зонд в прямую кишку животного, а затем закрепите его на хирургической доске с помощью микропористой ленты.
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот зонд возвращается в динамическую систему (особенность системы подачи анестетика), которая изменяет температуру грелки для управления температурой тела. - Попросите человека, ответственного за анестезию, оценить глубину анестезии, наблюдая за реакцией на стимуляцию лапы или хвоста от давления, оказываемого атравматическими щипцами, пальпебральным рефлексом и мышечным тонусом.
- Измерьте частоту дыхания, наблюдая за движением грудной стенки, субъективно наблюдая за дыхательным усилием, чтобы оценить дыхательный объем. Рассчитайте частоту дыхания, подсчитав вдохи за 10-15 с и умножив на 6 или 4 соответственно, чтобы определить частоту вдохов / мин.
- Чтобы предотвратить сильное переохлаждение и гипертермию (от активного согревания грелкой), следите за температурой тела на протяжении всей процедуры. Вставьте чистый, смазанный ректальный зонд в прямую кишку животного, а затем закрепите его на хирургической доске с помощью микропористой ленты.
- Чтобы подготовить кожу, продезинфицируйте место операции с помощью стерильных аппликаторов с ватными наконечниками. Наносите хлоргексидин круговыми, расширяющими движениями, двигаясь от центра операционного участка к краям. Повторите этот процесс 3 раза (каждый раз с новым аппликатором с ватным наконечником) перед окончательным нанесением комбинации хлоргексидина и этанола новым стерильным аппликатором с ватным наконечником по той же схеме, двигаясь от центра хирургического участка к краю.
- Попросите хирурга нанести гель для рук на основе этанола перед тем, как надеть стерильный хирургический халат и стерильные хирургические перчатки.
- Чтобы подготовить операционное поле, поместите стерильные хирургические простыни (предварительно обрезанные до 25 см x 25 см) по обе стороны от хирургической доски, служащие местом для размещения стерильных инструментов. Используйте стерильные ножницы, чтобы фенестрировать более широкую стерильную драпировку размером 25 см x 40 см, чтобы вырезать небольшое (немного длиннее места разреза) отверстие овальной формы. Положите эту драпировку поверх животного так, чтобы фенестрация располагалась в предполагаемом месте разреза. Убедитесь, что боковые концы этой третьей простыни перекрывают две меньшие простыни с обеих сторон, чтобы создать непрерывное операционное поле.
2. Донорская хирургия
ПРИМЕЧАНИЕ: См. Дополнительный рисунок S1 для ключевых аспектов донорской хирургии.
- Проведите донорскую операцию с помощью хирургического бинокулярного микроскопа. Для начала используйте 8-кратное увеличение и выполните вентральный разрез средней линии кожи с помощью хирургического лезвия скальпеля (# 23). Убедитесь, что разрез простирается от каудального конца выбритой области до реберного края с неповрежденным краем подготовленной кожи на обоих концах.
ПРИМЕЧАНИЕ: Начальное увеличение 8x выбрано для обеспечения достаточной визуализации макроструктуры субъекта в начале операции. С этого момента увеличение остается на усмотрение оператора и должно быть выбрано таким образом, чтобы обеспечить соответствующий баланс между ситуационной осведомленностью, обеспечиваемой меньшим увеличением, и мелкими деталями, которые могут быть визуализированы при более высоком увеличении. - Используя два стерильных аппликатора с ватными наконечниками, смоченных подогретым физиологическим раствором, переместите тонкую кишку, чтобы обнажить брюшную аорту и нижнюю полую вену (IVC). Используйте аппликаторы, чтобы тупо отделить эти сосуды от окружающих тканей.
- Используйте шприц объемом 3,0 мл с иглой 30 г, 0,5 г, чтобы набрать 2,5 мл 100 МЕ · мл - 1 гепаринизированного 0,9% раствора хлорида натрия (поддерживается при температуре 4 ° C до тех пор, пока не потребуется во время операции). Используя шовные щипцы с прямым наконечником с круглым телом с недоминантной рукой для закрепления брюшной аорты в инфрадиафрагмальной области, используйте доминирующую руку для введения 1,5 мл раствора в аорту в направлении сердца. Запечатайте полученную аортотомию давлением аппликатора с ватным наконечником.
- Используйте микрохирургические ножницы с прямым наконечником, чтобы пересечь IVC, чтобы обеспечить обескровливание.
- Выполните торакотомию хирургическими ножницами, чтобы сделать два разреза в двусторонних среднемышечных линиях. В этот момент подтвердите гибель животного и выключите испаритель изофлурана.
- Закрепите полученный срединный сегмент грудной стенки с помощью микробульдожьего зажима. Передайте его нестерильному хирургическому ассистенту, который может прикрепить его к носовому конусу с помощью микропористой хирургической ленты.
ПРИМЕЧАНИЕ: Цель состоит в том, чтобы обеспечить вытяжение этого сегмента грудной клетки, что помогает при воздействии на сердечные ткани. - Используя шовные щипцы круглого тела, определите и мобилизуйте внутригрудную НПВ.
ПРИМЕЧАНИЕ: В идеале щипцы с прямым наконечником должны находиться в недоминантной руке, а изогнутые щипцы - в доминирующей руке. - Закрепив НПВ в щипцах недоминантной руки, используйте доминирующую руку, чтобы ввести оставшиеся 1,5 мл 100 МЕ · мл 100 МЕ мл-1 гепаринизированного 0,9 % раствора хлорида натрия в сердце.
- Используя оба набора щипцов, перевязайте IVC, используя плетеный шелк 7/0 длиной 2 см. Используйте инструмент, завяжите узел хирурга двумя дополнительными бросками для безопасности. Сделайте этот узел как можно проксимальнее по ходу сосуда к сердцу.
- Закрепите два конца этого узла с помощью щипцов для артерий. Расположите эти щипцы так, чтобы они обеспечивали мягкое вытяжение сердца в каудальном направлении, чтобы облегчить оптимальное положение сосудов для последующего рассечения.
- Определите тимус в передневерхней части сердца. Используйте щипцы, чтобы отделить этот орган от донора, чтобы определить верхнюю полую вену (SVC).
- Удалите адвентицию и связанные с ней ткани СВК с помощью щипцов. Используйте изогнутые щипцы, чтобы тупо рассечь и сделать небольшой канал позади сосуда. Убедитесь, что этот канал находится как можно ближе к сердцу.
- Пропустите через этот канал кусок плетеного шелка 7/0 длиной 2 см с помощью щипцов, а затем завяжите его по вышеупомянутой технике.
- В точке, находящейся примерно в 2 мм от этой перевязки (на стороне, противоположной сердцу), разделите SVC с помощью изогнутых микрохирургических ножниц.
- Используя аппликаторы с ватными наконечниками, переверните сердце анатомически вправо.
- Определите азиготную вену на анатомической левой части сердца. С помощью щипцов тупо препарируйте его от окружающих структур. Как и раньше, используйте щипцы с изогнутыми наконечниками, чтобы создать небольшой канал позади этого сосуда.
- Используйте третий кусок плетеного шелка 7/0, обрезанный до 2 см, чтобы перевязать азиготную вену в максимальной близости к сердцу, используя ту же технику завязывания узлов. Отрежьте сосуд на 2 мм от перевязки сбоку подальше от сердца.
- Используя аппликаторы с ватными наконечниками, переверните верхушку сердца обратно в анатомическое левое положение. Используйте щипцы для выявления и мобилизации восходящей аорты. Пропустите изогнутые щипцы под дугой аорты, чтобы создать канал между восходящей и нисходящей аортой.
- Используя микрохирургические ножницы с прямым наконечником, пересеките дугу аорты проксимальнее ее ветвей.
- С помощью щипцов определите и мобилизуйте легочную артерию. С помощью изогнутых щипцов сделайте канал кзади от сосуда.
- Используя микрохирургические ножницы с прямым наконечником, пересеките артерию в точке, проксимальной к ее бифуркации.
- Используйте ирригационную канюлю Райкрофта, чтобы осторожно ввести 2 мл 10 МЕ · мл -1 гепаринизированного хлорида натрия 0,9% через легочную артерию и восходящую аорту, чтобы смыть оставшуюся кровь из сердца.
ПРИМЕЧАНИЕ: На адекватную промывку указывает клиренс видимой крови из коронарных сосудов. - Используя 3-сантиметровый кусок плетеного шелка 7/0, перевязать оставшиеся задние сосуды (легочные вены) в блоке с помощью узла хирурга с двумя последующими бросками. Отделите сердце от задней грудной стенки, аккуратно разрезав хирургическими ножницами.
- Аккуратно извлеките сердце из грудной клетки, погрузите его в раствор Университета Висконсина (UWS), а затем поместите на лед для хранения (при температуре 4 ° C).
3. Операция реципиента
- После подготовки животного, как описано в разделе 1., нанесите смазку для глаз. Введите весовую дозу (8 мг / кг) бупивакаина (0,25% разбавленного до 0,625 мг / мл в 0,9% растворе хлорида натрия) в подкожную клетчатку вентральной брюшной полости вдоль запланированного места разреза. Используйте инсулиновый шприц 29 г для этой инъекции и ищите прямую линию видимого блеббинга, которая покрывает объем запланированного разреза (дополнительный рисунок S2A-C).
ПРИМЕЧАНИЕ: Следует дать пять-семь минут, чтобы дать время для пикового эффекта местного анестетика. - Установив микроскоп на 8-кратное увеличение, сделайте вентральный разрез средней линии кожи стерильным хирургическим лезвием скальпеля (#23). Убедитесь, что лапаротомия проходит от нижней части живота до реберного края. Вставьте втягивающее устройство, чтобы максимизировать операционное поле (дополнительный рисунок S2D).
- Смочите сегмент стерильной марли размером 5 см х 5 см подогретым 0,9% раствором хлорида натрия и расположите его на верхней стороне места операции. Используя смоченные стерильные ватные палочки, аккуратно выпотрошите кишечник, положите его поверх этой марли и оберните марлю вокруг органа (дополнительный рисунок S3A).
ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура помогает уменьшить неощутимую потерю жидкости во время операции и способствует втягиванию. - Освободите и мобилизуйте брюшную аорту и IVC от окружающих тканей с помощью техники тупого рассечения. Для этого шага используйте комбинацию аппликаторов с ватными наконечниками и щипцов для швов с круглым телом. Убедитесь, что область клиренса находится между инфраренальной стороной сосудов и чуть выше бифуркации аорты (дополнительный рисунок S3B).
ПРИМЕЧАНИЕ: Соответствующая визуализация на этом этапе будет способствовать созданию высококачественных сосудистых анастомозов. - Определите задние сосуды брюшной полости. С помощью щипцов аккуратно вытяните аорту в направлении от позвоночника (т.е. продольно к оси сосудов брюшной полости).
ПРИМЕЧАНИЕ: Важно, чтобы таким образом обрабатывалась только аорта, а не IVC из-за рыхлости последней. - Перевязывают каждый брюшной сосуд, выявленный в планируемой зоне анастомоза. Сделайте канал по обе стороны от этих сосудов цефалокаудально, пройдя изогнутые щипцы кзади к брюшным сосудам с обеих сторон. Соедините каждое судно, идентифицированное и мобилизованное таким образом, используя длину нейлона 10/0, связанную инструментами в узлы хирурга с одним дополнительным броском (дополнительный рисунок S3C).
- Изолировать анастомозный участок от кровообращения. Для этого установите хирургический зажим как на голове, так и на каудальных концах сосудов брюшной полости (что важно, именно в таком порядке). Убедитесь, что зажимы пересекают оба сосуда в достаточной степени, чтобы обеспечить полную окклюзию.
- Используя щипцы в недоминантной руке для стабилизации аорты, выполните аортотомию с помощью иглы 30 G в передней части аорты. Растяните его с помощью микрохирургических ножниц с прямым наконечником (дополнительный рисунок S3D).
- Выполните венотомию. Используя прямые щипцы, нанесите мягкое переднее вытяжение на НПВ в точке, совпадающей с серединой аортотомии. Используйте изогнутые микрохирургические ножницы с вогнутой стороной, обращенной наружу, чтобы удалить сегмент IVC равной длины аортотомии (дополнительный рисунок S4A).
- Используя 10 МЕ·мл-1 гепаринизированного раствора хлорида натрия, промойте внутренности вскрытых сосудов от остатков крови.
- Поместите донорское сердце в брюшную полость. Убедитесь, что расположение таково, что восходящая аорта находится непосредственно рядом с брюшной аортотомией, а сердце повернуто так, чтобы легочная артерия могла быть проведена для второго анастомоза.
- Используя нейлон 10/0, наложите шов между 12-часовым положением аортотомии и соответствующим концом просвета восходящей аорты. Выполните это с помощью щипцов с прямыми наконечниками и микрохирургического иглодержателя и завяжите его узлом хирурга тремя последующими бросками. Обрежьте концы, чтобы оставить примерно 2 мм шва.
- Наложите второй остаточный шов между 6-часовым положением аортотомии и соответствующим аспектом восходящей аорты. Поскольку этот шов также будет служить основой для последующих беговых швов, оставьте не менее 10 мм хвоста для окончательного завязывания.
- Наложите непрерывный ходовой шов из нейлона 10/0 по восходящей манере, чтобы противостоять анатомическому правому краю аортотомии и соответствующему свободному краю восходящей аорты. Используйте примерно четыре броска для этой линии.
- Проведите свободный конец шва вокруг дистального шва, прежде чем накладывать второй непрерывный шов вниз по анатомической левой стороне, чтобы повлиять на аппозицию с оставшимся свободным краем аортотомии. Завяжите шов на хвосте с помощью узла хирурга двумя дополнительными бросками.
- Наложите шов между 12-часовым положением венотомии IVC и соответствующей конечностью просвета легочной артерии.
- Из этой опорной точки поместите непрерывный шов по нисходящей форме между анатомическим левым краем легочной артерии и соответствующим краем венотомии. Используйте в среднем четыре броска для этой линии, а затем один между 6-часовым положением венотомии и соответствующей конечностью просвета легочной артерии. Сделайте еще четыре броска, чтобы вместе нарисовать последние свободные края легочной артерии и венотомии.
- Привяжите свободный конец шва к анкерному концу с помощью инструмента завяжите узел хирурга двумя дополнительными бросками.
- Переместите сердце, чтобы оно находилось в центре живота, используя ватные палочки. Проверьте сосуды на предмет скручивания, которое будет мешать кровотоку.
- Нанесите гелевую пену на все линии наложения швов (дополнительный рисунок S4B). Поместите и сформируйте два кусочка примерно по 2 мм каждый вокруг них так, чтобы все видимые линии шва были закрыты.
- Отпустите сосудистые зажимы: сначала каудальный зажим, а затем цефало-зажим. Поскольку следует ожидать небольшого кровоизлияния, упреждающе расположите аппликаторы с ватными наконечниками над анастомозными участками, чтобы обеспечить давление.
- Освободившись от наблюдаемых утечек, оцените пульсацию сердца (дополнительный рисунок S4C). Если этого не происходит, убедитесь, что не произошло скручивания сердечных сосудов (особенно для НПВ).
- Переместите кишечник теперь над сердцем и вокруг него. При появлении сухости смочите брюшную полость подогретым раствором хлорида натрия.
- Закрыть брюшную полость с помощью нерассасывающейся мононити пролена 6/0 слоями:
сначала мышечный слой, а затем кожа (дополнительный рисунок S4D). Используйте непрерывную технику без перерывов. - Аккуратно снимите реципиента с хирургической доски и снимите с него анестетик.
- Введите 1 мл теплого физиологического раствора подкожно и поместите реципиента в заранее подготовленную клетку с подогревом для наблюдения в соответствии с протоколами послеоперационного восстановления (дополнительный рисунок S4E).
4. Послеоперационный уход
- Сразу после операции поместите реципиента в чистую клетку на грелке под пристальным наблюдением не менее чем на 3 часа. В течение этого периода контролируйте различные параметры (активность, положение тела, состояние шерсти, выражение лица, походку, вентиляцию, внешний вид места операции, наличие ощутимого сердцебиения живота) не реже одного раза в 30 минут. Присвойте каждому параметру оценку (0 = нормальный, 1 = незначительно или периодически ненормальный, 2 = умеренно или постоянно ненормальный).
ПРИМЕЧАНИЕ: Вмешательства инициируются суммой контролируемых параметров, превышающих баллы благосостояния, указанные в протоколе этики, относящемся к этой модели. - Переместите реципиентов в подогретый шкаф при температуре 25 °C, где они остаются до 7-го послеоперационного дня. В течение первых 3 дней наблюдайте за ними не реже 2 раз в день. В течение оставшихся 4 дней наблюдайте за ними не реже 1 раза в день. Для послеоперационной анальгезии вводите дозу бупренорфина (0,5-0,1 мг / кг, разбавленную до 0,03 мг / мл хлоридом натрия 0,9%) подкожно мыши-реципиенту вечером после операции и два раза в день в течение следующих 3 послеоперационных дней.
- После извлечения из подогретого шкафа наблюдайте за реципиентами не менее 2 раз в неделю до соответствующей экспериментальной конечной точки.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Чтобы определить эффективность хирургической техники в обеспечении хороших результатов заживления ран и выздоровления мышей, ранние эксперименты в лаборатории определили характеристики выживания ряда сердечных трансплантатов с различной иммуногенностью для реципиента. К ним относятся конгенные (n = 5) и сингенные (n = 5) трансплантаты, которые имеют те же маркеры основного комплекса гистосовместимости (MHC), что и реципиент, и трансплантаты большого несоответствия (n = 9), в которых трансплантат и реципиент имеют разные ...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Мышиная ортотопическая модель трансплантации сердца представляет собой надежную доклиническую модель, используемую в основном для исследования влияния несоответствия MHC на уровень и характер иммунологического отторжения и, в последнее время, влияния трансплантации на сохранение иммунитета, резидентного ткани трансплантата16. Первоначально мы внимательно следовали протоколу Corry et al.7 , но усовершенствовали протокол, включив в него передовые стандарты асептической техник...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
У авторов нет конфликтов интересов, которые необходимо раскрывать.
Благодарности
Авторы хотели бы отметить превосходные усилия персонала по уходу за животными Университета Западной Австралии и Института медицинских исследований Гарри Перкинса, чья самоотверженность и опыт способствовали осуществимости и успеху этих операций.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| 2030 Rycroft канюля для орошения 30 G | McFarlane | 56005HU | |
| Плетеный хирургический шелк 7-0 | |||
| Бульдог зажим изогнутый - 35 мм | Roboz | RS-7441-5 | |
| Бупивакаин 0,25% | |||
| Бупренорфин | |||
| Кастровьехо иглодержатель защелка изогнутый - 145 мм | Haag-Streit | 11.62.15 | |
| Хлоргексидин 5% раствор | Ebos | JJ61371 | |
| Ватный аппликатор - 7,5 см | Dove | SN109510 | |
| Этанол 70% раствор | Ebos | WH130192EE | |
| Марля 5 х 5 см белая | Aero | AGS50 | |
| Gelfoam 80 мм x 125 мм | Pfizer | 7481D | |
| Машинка для стрижки волос | Wahl | 9860L | |
| Гепарин 1,000 МЕ в 1 мл | |||
| ножницы Iris SuperCut прямые - 11,5 см | Инка Хирургическая | 11550.11 | |
| Изофлуран испаритель | Darvall | 9176 | |
| Микро бульдог зажим - 3,7 см | Greman | 14119-G | |
| Микроножницы изогнутые 105 мм | |||
| Микропористая обычная бумажная хирургическая лента шириной 2,5 см | Ebos | 7810L | |
| Микрохирургические ножницы - изогнутый наконечник | |||
| Монофиламент полипроленовый шов - 5/0 | Surgipro | P-205-X | |
| Myweigh i101 Прецизионные весы 100 г x 0,005 г | Myweigh | Kit00053 | |
| Игла - 30 г x 0,5 дюйма | BD | BD304000 | |
| Иглодержатель 15 см изогнутый "супер тонкий" | Surgical Specialists | ST-B-15-8.2 | |
| Nylene 10/0 x 15 см на 3,8 мм 3/8 круга круглый конус (диаметр 0,07мм) CV300 | |||
| Круглый корпус шовный щипцы изогнутый 0,3 мм 120 мм | B. Braun | FD281R | |
| Круглый шовный щипцы прямые 0,3 мм 120 мм | B. Braun | FD280R | |
| Пружинные ножницы vannas с круглой ручкой-str/12,5 см | 15400-12 | ||
| Пружинные ножницы-Cvd Sm лезвия | 15001-08 | ||
| Stevens ножницы тупые прямые 110 мм | |||
| Хирургический щит | Жесткий ламинированный картон. 15 x 15 см | ||
| Хирургические простыни | Разрезаны на два размера. 25 см x 25 см и 25 см x 40 см | ||
| Хирургический микроскоп | |||
| Шприц - 1 мл | BD | 592696 | |
| Шприц - 3 мл | Leica | M651 | |
| Зубчатый щипец | BD | 309657 | |
| Университет Висконсина Раствор | |||
| Подогреватель | Дальний инфракрасный согреватель 20 x 25 см | ||
| Весенние ножницы Westcott | |||
| Yasargil зажим аппликатор штык | Aesculap | FE582K | |
| Yasargil титановый зажим для химической завивки 6,6 мм | Aesculap | A19FT222T | |
| Использование мыши | |||
| >Strain/SEX/Weight | Donor | Recipent | |
| BALB/c, женский, 19-23 г | 7 | 21 | |
| C57BL/6, женский, 17-20 г | 7 | ||
| CD45.1 BALB/c, женский, 17-21 г | 5 |
Ссылки
- Mann, F. C., Priestley, J. T., Markowitz, J., Yater, W. M. Transplantation of the intact mammalian heart. Archives of Surgery. 26 (2), 219-224 (1933).
- Neptune, W. B., Cookson, B. A., Bailey, C. P., Appler, R., Rajkowski, F. Complete homologous heart transplantation. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (2), 174-178 (1953).
- Downie, H. G. Homotransplantation of the dog heart. A.M.A. Archives of Surgery. 66 (5), 624-636 (1953).
- Blanco, G., Adam, A., Rodriguezperez, D., Fernandez, A. Complete homotransplantation of canine heart and lungs. A.M.A. Archives of Surgery. 76 (1), 20-23 (1958).
- Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
- Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
- Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
- Joffre, O., et al. Prevention of acute and chronic allograft rejection with CD4+CD25+Foxp3+ regulatory T lymphocytes. Nature Medicine. 14 (1), 88-92 (2008).
- Gregori, S., et al. Regulatory T cells induced by 1 alpha,25-dihydroxyvitamin D3 and mycophenolate mofetil treatment mediate transplantation tolerance. The Journal of Immunology. 167 (4), 1945-1953 (2001).
- Niimi, M. The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: Experience of 3000 operations by one surgeon. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).
- Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy. Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).
- Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Current Protocols in Immunology. 82, 1-14 (2008).
- Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. ILAR Journal. , (2021).
- Adams, S., Pacharinsak, C. Mouse anesthesia and analgesia. Current Protocols in Mouse Biology. 5 (1), 51-63 (2015).
- Australian code for the care and use of animals for scientific purposes. NHMRC. , Available from: https://www.nhmrc.gov.au/about-us/publications/australian-code-care-and-use-animals-scientific-purposes (2013).
- Prosser, A., et al. Dynamic changes to tissue-resident immunity after MHC-matched and MHC-mismatched solid organ transplantation. Cell Reports. 35 (7), 109141(2021).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Теги
