Методическая статья

Выделение фекалий мышей и трансплантация микробиоты

DOI:

10.3791/64310

⸱

26 мая 2023 г.

 ,  ,  , 
1Division of Clinical Pharmacology, Department of Medicine Vanderbilt University Medical Center and Department of Molecular Physiology and Biophysics, Vanderbilt University, 2Division of Pediatric Nephrology Department of Pediatrics, Vanderbilt University Medical Center, 3Department of Pathology, Microbiology, and Immunology, Vanderbilt University Medical Center

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Цель здесь состоит в том, чтобы наметить протокол для исследования механизмов дисбактериоза при сердечно-сосудистых заболеваниях. В этой статье обсуждается, как асептически собирать и пересаживать образцы фекалий мышей, изолировать кишечник и использовать метод «швейцарского рулета» с последующим иммуноокрашиванием для опроса изменений в желудочно-кишечном тракте.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Дисбиоз кишечной микробиоты играет роль в патофизиологии сердечно-сосудистых и метаболических нарушений, но механизмы недостаточно изучены. Трансплантация фекальной микробиоты (ТФМ) является ценным подходом к определению прямой роли всей микробиоты или изолированных видов в патофизиологии заболевания. Это безопасный вариант лечения для пациентов с рецидивирующей инфекцией Clostridium difficile . Доклинические исследования показывают, что манипулирование микробиотой кишечника является полезным инструментом для изучения механистической связи между дисбактериозом и заболеванием. Трансплантация фекальной микробиоты может помочь в разработке новых терапевтических средств, нацеленных на микробиоту кишечника, для ведения и лечения кардиометаболических заболеваний. Несмотря на высокий уровень успеха у грызунов, остаются трансляционные изменения, связанные с трансплантацией. Цель здесь состоит в том, чтобы дать рекомендации по изучению влияния микробиома кишечника на экспериментальные сердечно-сосудистые заболевания. В этом исследовании описан подробный протокол сбора, обработки, обработки и трансплантации фекальной микробиоты в исследованиях на мышах. Этапы сбора и обработки описаны как для доноров, так и для доноров грызунов. Наконец, мы описываем использование комбинации методов швейцарского прокатки и иммуноокрашивания для оценки специфических для кишечника изменений морфологии и целостности сердечно-сосудистых заболеваний и связанных с ними механизмов микробиоты кишечника.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Кардиометаболические нарушения, включая болезни сердца и инсульт, являются основными глобальными причинами смерти1. Отсутствие физической активности, плохое питание, преклонный возраст и генетика модулируют патофизиологию этих расстройств. Накопленные данные подтверждают концепцию, согласно которой микробиота кишечника влияет на сердечно-сосудистые и метаболические нарушения, включая диабет2 типа, ожирение3 игипертонию 4, что может стать ключом к разработке новых терапевтических подходов к этим заболеваниям.

Точные механизмы, с помощью которых микробиота вызывает заболевания, до сих пор неизвестны, и текущие исследования сильно варьируются, отчасти из-за методологических различий. Трансплантация фекальной микробиоты (ТФМ) является ценным подходом к определению прямой роли всей микробиоты или изолированных видов в патофизиологии заболевания. ТФМ широко используется в исследованиях на животных для индуцирования или подавления фенотипа. Например, потребление калорий и метаболизм глюкозы могут быть модулированы путем переноса фекалий от больного донора к здоровому реципиенту 5,6. Было показано, что у людей ТФМ является безопасным вариантом лечения пациентов с рецидивирующей инфекцией Clostridium difficile 7. Появляются доказательства, подтверждающие его использование в лечении сердечно-сосудистых заболеваний; например, ТФМ у пациентов с постным и метаболическим синдромом улучшает чувствительность к инсулину8. Дисбактериоз кишечника также связан с высоким кровяным давлением как в исследованиях на людях, так и на грызунах 9,10,11. ТФМ от мышей, получавших диету с высоким содержанием соли, у безмикробных мышей предрасполагает реципиентов к воспалению и гипертонии12.

Несмотря на высокий уровень успешности ТФМ у грызунов, проблемы с трансляцией остаются. Клинические испытания с использованием ТФМ для лечения ожирения и метаболического синдрома указывают на минимальное влияние на эти расстройства или их отсутствие13,14,15. Таким образом, необходимы дополнительные исследования для выявления дополнительных терапевтических направлений, нацеленных на микробиоту кишечника для лечения кардиометаболических нарушений. Большинство имеющихся данных о микробиоте кишечника и сердечно-сосудистых заболеваниях являются ассоциативными. В описанном протоколе обсуждается, как использовать комбинацию ТФМ и швейцарского метода прокатки, чтобы показать связь между заболеванием и микробиотой кишечника и непосредственно оценить целостность всех отделов кишечника16,17,18.

Общая цель этого метода состоит в том, чтобы дать рекомендации по изучению влияния микробиома кишечника на экспериментальные сердечно-сосудистые заболевания. Этот протокол предоставляет более подробную информацию и ключевые соображения в дизайне эксперимента, чтобы способствовать физиологической трансляции и повысить строгость и воспроизводимость результатов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Институциональный комитет по уходу за животными и их использованию Университета Вандербильта одобрил все процедуры, описанные в этой рукописи. Самцов мышей C57B1/6 в возрасте 3 месяцев, приобретенных в Лаборатории Джексона, содержали и ухаживали за ними в соответствии с Руководством по уходу и использованию лабораторных животных.

1. Сбор, хранение и обработка образцов фекалий человека

  1. Соберите образец стула, используя стерильный контейнер, если субъект находится в клинике. Охладите образцы стула при температуре 4 °C в течение 36 часов после сбора до готовности к обработке. В качестве альтернативы можно собрать образцы стула с помощью коммерчески доступного инструмента для легкой и расширенной стабильности ДНК при температуре окружающей среды, особенно для домашнего использования.
  2. Продезинфицируйте вытяжной шкаф уровня биобезопасности 10% раствором отбеливателя или другим дезинфицирующим средством, одобренным Агентством по охране окружающей среды.
  3. Достаньте табурет из прохладного хранилища и занесите в вытяжной шкаф; используйте одноразовый шпатель, чтобы сделать ~ 1 г аликвот и хранить в морозильной камере с температурой -80 ° C до полной готовности к обработке.
  4. Выбросьте все одноразовые предметы в мусорное ведро биологической опасности. Продезинфицируйте все поверхности (вытяжку и любые поверхности, к которым прикасается процессор) и предметы, извлекаемые из вытяжки.

2. Асептический сбор образцов фекалий мышей

ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте асептические методы, включая стерилизованные инструменты.

  1. Усыпить мышь удушьем CO2 . Опрыскайте грудь и бока мыши 70% этанолом и осторожно вскройте кожу и брюшную полость, чтобы обнажить желудочно-кишечный тракт.
  2. Изолируйте слепую кишку и используйте стерильные хирургические ножницы, чтобы разрезать ее пополам. Вкратце обнажите слепую кишку и отрежьте 0,5 см проксимально от подвздошной кишки и 0,5 см дистально на ее стыке с толстой кишкой. Переложите изолированную слепую кишку на стерильную чашку Петри.
  3. Используйте стерильный шпатель для переноса содержимого слепой кишки в стерильные пробирки и храните аликвоты в морозильной камере при температуре -80 °C19.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку большинство бактерий в кишечнике являются анаэробами, воздействие кислорода может повредить или убить организмы во время процедуры изоляции в комнатной атмосфере. Таким образом, образцы фекалий должны быть изолированы в анаэробных камерах для поддержания жизнеспособности бактерий.

3. Трансплантация фекалий

  1. Ресуспендируют свежие или ранее замороженные фекальные гранулы в стерильном физиологическом растворе в пропорции 1:20 (мас.:об.) и перемешивают до гомогенизации.
  2. Пропустите гомогенат через нейлоновый фильтр с порами 30 мкм, чтобы удалить крупные твердые частицы. Центрифугу при 79 × г в течение 5 мин и собирают надосадочную жидкость для использования для трансплантации.
  3. Пероральный зонд 100 мкл суспензии на мышь-реципиент без микробов в течение 3 дней подряд, а затем зонд каждые 3 дня в течение 2 недель. Используйте обычных мышей для изучения механизмов кишечной микробиоты, если они были сначала обработаны антибиотиками для устранения собственной эндемичной микробиоты реципиента. Например, вводят цефтриаксон (400 мг / кг) ежедневно мышам-реципиентам в течение 5 дней подряд через пероральный зонд перед зондом фекальной суспензии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Исследования показывают, что для выявления сердечно-сосудистых изменений, включая артериальное давление20, необходимо как минимум 2 недели этого лечения.
  4. Убедитесь, что мыши-реципиенты без микробов содержатся в одиночестве в изоляторах гнотобиотической пленки и питаются стерильной пищей и водой.

4. Измерение систолического артериального давления

ПРИМЕЧАНИЕ: Гнотобиотическим мышам, получавшим ТФМ от 3-месячных мышей C57Bl/6, содержавшихся в обычном состоянии, имплантировали осмотических мини-насосов (Alzet, модель 2002 г.) для инфузии низких доз ангиотензина II (140 нг/кг/мин) в течение 2 недель. Артериальное давление контролировалось еженедельно с помощью хвостовой манжеты. Ранее сообщалось о протоколе имплантации осмотических мини-насосов21. Фрак-манжета была выполнена, как кратко изложено ниже. Неинвазивный метод измерения артериального давления, такой как хвостовая манжета, подходит для исследований ТФМ на гнотобиотических мышах. Подробные шаги о том, как выполнить заднюю манжету, были описаны ранее22.

  1. Вкратце, извлеките мышей из изоляторов гнотобиотиков и предварительно нагрейте платформу машины с хвостовой манжетой и держатель мыши.
  2. Поместите находящихся в сознании мышей в удерживающие устройства на подогреваемой платформе и соберите не менее трех раундов измерений систолического давления с помощью плетизмографии хвостовой манжеты. Выполните следующие шаги ниже за 3 дня подряд до соответствующих дней измерения, чтобы научить мышей сдерживаться, чтобы уменьшить стресс.
    1. Аккуратно поместите мышь в предварительно разогретый держатель и оставьте хвост снаружи. Аккуратно заклейте верхнюю часть, не зажимая ее, чтобы не напрягать мышь.
    2. Дайте мыши отдохнуть в держателе; Поместите на платформу на 3-5 минут, накрыв простыней для акклиматизации.
  3. Усредните измерения из всех раундов для среднего систолического давления для каждого животного.

5. Оценка ТФМ сердечно-сосудистых изменений

  1. После измерения артериального давления усыпьте мышей и асептически соберите содержимое слепой кишки, как описано в разделе 2.
  2. Соберите кишечник и другие ткани, включая сердце, аорту, печень, брыжеечные артерии и почки, чтобы изучить роль микробиоты кишечника в кардиометаболическом здоровье. Чтобы собрать ткани, найдите ткань в мыши и используйте ножницы, чтобы удалить их.
  3. Проведите анализ метагеномного секвенирования образцов фекалий/содержимого слепой кишки, собранных у мышей-доноров и мышей-реципиентов, чтобы подтвердить приживление микробиоты кишечника после ТФМ23. Первым доказательством успешной колонизации микробиоты является подтверждение того, что микробиота донора и реципиента схожа.
  4. Используйте метод швейцарского рулета (см. раздел 6) на собранной ткани кишечника в сочетании с иммуноокрашиванием и гистологией для изучения морфологических изменений и изменений клеточной экспрессии24.

6. Приготовление швейцарских роллов для кишечника

  1. День 1
    1. У правильно усыпленной мыши, опрысканной 70% этанолом, рассекают кишечник мыши с анальной стороны (зафиксированной в забрюшинном пространстве) на сторону желудка. Поместите весь изолированный желудочно-кишечный тракт в чашку Петри, содержащую фосфатно-буферный физиологический раствор (PBS). Осторожно удерживайте проксимальный конец от конца желудка и удалите окружающий жир и соединительную ткань рукой.
    2. Изолируйте тонкую кишку (голову от аппендикса) и сделайте зигзаг Z-типа с каждой длиной. Затем разрезают, чтобы получить двенадцатиперстную кишку, тощую кишку и подвздошную кишку последовательно, как описано ранее25. Изолируйте толстую кишку, разрезав участок кишечника ниже слепой кишки.
    3. Разрежьте двенадцатиперстную кишку, тощую кишку, подвздошную кишку и толстую кишку.
    4. Промыть и промыть кишечник внутрь с помощью ПБС с помощью шприца и иглы с шариковым наконечником, чтобы не порвать кишечник.
    5. Положите кишку на фильтровальную бумагу. Пометьте бумагу названием сечения (например, двенадцатиперстной кишки), а затем «P» в правом верхнем углу для проксимального или «D» для дистального отдела в правом нижнем углу.
    6. Разрежьте кишку в продольном направлении шариковыми ножницами. Откройте кишку на фильтровальной бумаге. При необходимости мойте с большим количеством PBS.
    7. Поместите кишку между двумя фильтровальными бумагами. Скрепите фильтровальную бумагу в четырех точках/углах рядом с кишечником.
    8. Замочить в 10% нейтральном буферном растворе формалина (4,0 г фосфата натрия, одноосновного, 6,5 г фосфата натрия, двухосновного, 100 мл 37% формальдегида, 900 мл дистиллированной воды). Встряхните с помощью качалки платформы при 5 об/мин при комнатной температуре в течение ночи.
  2. День 2
    1. Приготовьте 2% агарозы в дистиллированной воде и нагрейте мешалкой в стакане, застеленном алюминиевой фольгой.
    2. Извлеките салфетки; Зачистите верхнюю фильтровальную бумагу. Сверните кишку с проксимальной стороны так, чтобы проксимальная сторона сначала вошла внутрь, и сверните внутрь, чтобы просвет оказался внутри и на горке. Прикалывайте иглой 30 G или двумя, по мере необходимости.
    3. Аспирируйте 1 мл агарозы с помощью одноразовых пипеток для переноса и вылейте агарозу на свернутый срез кишки на плоской поверхности, избегая пузырьков воздуха в тканях.
    4. Дайте агарозе остыть и застыть. Используйте лезвие бритвы, чтобы обрезать лишнюю агарозу вокруг участка ткани.
    5. Поместите срезы кишечника в кассеты для обработки / встраивания тканей (больше, чем обычные, чтобы приспособиться к увеличенной высоте из-за агарозы). Замочите в 70% этаноле при 4 °C.
    6. Подготовьте залитые парафином предметные стекла для тканей и приступайте к иммуноокрашиванию, как описано ниже.

7. Иммуноокрашивание кишечника, кишечного тракта

  1. Депарафинизация
    1. Пройдите через следующие ванны с горками в стойке: ксилол в течение 3 мин, свежий ксилол снова в течение 3 мин, ксилол со 100% этанолом (1:1) в течение 3 мин, 95% этанол в течение 3 мин, 70% этанол в течение 3 мин и 50% этанол в течение 3 мин.
    2. Аккуратно смойте холодной проточной водой из-под крана. Хранить в ванне с водопроводной водой.
  2. Извлечение антигена
    1. После депарафинизации прокипятите предметные стекла на решетке в ванне с буфером для извлечения антигена (0,01 М дигидрат тринатрийцитрата при pH 6 и 0,05% Tween-20) при 100 ° C в течение 20 мин.
    2. Пропустить под холодной водой из-под крана.
  3. Окрашивание
    1. Снимите предметные стекла с ванны и поместите салфетку лицевой стороной вверх в коробку для слайдов с влажными лабораторными салфетками / бумажными полотенцами на дне. Нарисуйте контур вокруг ткани гидрофобным маркером.
    2. Капните трис-буферный физиологический раствор (TBS) + 0,025% Triton X-100 на ткань и инкубируйте в течение 5 минут. Повторите этот шаг.
    3. Блок TBS + 10% эмбриональной бычьей сыворотки (FBS) + 1% бычьего сывороточного альбумина (BSA) в течение 2 ч при комнатной температуре. Переверните предметные стекла на бок и снимите блокирующий буфер на лабораторной салфетке.
    4. Добавьте первичный раствор антител и инкубируйте при 4 °C не менее 2 ч или на ночь. Аккуратно вымойте TBS + 0,025% Triton X-100, аккуратно пипетировав ~ 200 мкл на срез.
    5. Добавить раствор вторичных антител и инкубировать в течение 1 ч при комнатной температуре. Промойте предметные стекла 3 раза 5 мин с помощью TBS, промыв пипеткой, как описано на шаге 7.3.4.
    6. Крепление с монтажным носителем и покровным стеклом.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Шаги, описанные выше, обобщены на рисунке 1. Содержимое слепой кишки мыши или фекалии человека ресуспендируют в стерильном физиологическом растворе для приготовления суспензии для введения мышам без микробов (100 мкл) через зонд, сначала в течение 3 дней подряд, затем один раз в 3 дня. В конце протокола измеряется артериальное давление методом хвостовой манжеты, мышей усыпляют, а ткани собирают для оценки изменений в микробиоте кишечника, сердечно-сосудистых и метаболических изменений.

<...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ценным подходом к изучению причинно-следственной роли микробиоты кишечника при сердечно-сосудистых и метаболических заболеваниях является перенос всей микробиоты или отдельных видов, представляющих интерес, на безмикробных мышей. Здесь мы описываем протоколы сбора образцов фекалий от людей и мышей, обычно размещенных в мышах без микробов, для изучения роли микробиоты кишечника в гипертонических расстройствах.

У мышей мы используем асептически собранное содержимое слепой кишки, обработанное в а...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не заявляют о каких-либо конфликтах интересов, финансовых или иных.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано грантом Вандербильта на премию в области клинических и трансляционных наук UL1TR002243 (А.К.) от Национального центра развития трансляционных наук; Грант Американской кардиологической ассоциации POST903428 (для J.A.I.); и гранты Национального института сердца, легких и крови K01HL13049, R03HL155041, R01HL144941 (А.К.) и грант NIH 1P01HL116263 (В.К.). Рисунок 1 был создан с помощью Biorender.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Alexa Fluor 488 Tyamide SuperBoostThermoFisherB40932
Анаэробная камераCOY7150220
Аполипопротеин AINovus BiologicalsNBP2-52979
Ножницы для артерии - шариковый наконечникFine Science Tools14086-09
Раствор отбеливателяFisher Scientific14-412-53
Сывороточный альбумин крупного рогатого скотаFisher ScientificB14
CD3 антителаThermoFisher  14-0032-82
CD68 моноклональное антителоThermoFisher14-0681-82
ЦентрифугаFisher Scientific75-004-221
Высокопроизводительный монитор CODAKent Scientic CorporationCODA-HT8
Криогенные флаконыFisherScientific 10-500-26
Одноразовые выпускные трансферные пипеткиFisher Scientific137119AM
Одноразовые шприцыFisher Scientific14-823-2A
ЭтанолFisher ScientificAA33361M1
Игла для кормленияFine Science Tools18061-38
Лист фильтровальной бумагиFisher Scientific09-802
Формалин (10%)Fisher Scientific23-730-581
Диета с высоким содержанием солиTekladTD.03142
OMNIgene.GUTDNAgenotekOM-200+ACP102
Осмотические мини-насосыAlzet  МОДЕЛЬ 2002
PAP PenMillipore SigmaZ377821-1EA
Чашка ПетриFisher ScientificAS4050
Наконечники для пипетокFisher Scientific21-236-18C
ПипеткиFisher Scientific14-388-100
Serile Фосфатно-солевой буферFisher ScientificAAJ61196AP
Умный шпательFisher ScientificNC0133733
Устройство для сбора калаFisher Scientific50-203-7255
TBS БуферFisherScientific R017R.0000
Triton X-100Millipore Sigma
9036-19-5
Платформа Varimix качалкаFisher Scientific09047113Q
Вихревой миксерFisher Scientific02-215-41
XyleneFisher Scientific1330-20-7, 100-41-4

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Virani, S. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2021 update: a report From the American Heart Association. Circulation. 143 (8), 254(2021).
  2. Wu, H., et al. The gut microbiota in prediabetes and diabetes: a population-based cross-sectional study. Cell Metabolism. 32 (3), 379-390 (2020).
  3. Crovesy, L., Masterson, D., Rosado, E. L. Profile of the gut microbiota of adults with obesity: a systematic review. European Journal of Clinical Nutrition. 74 (9), 1251-1262 (2020).
  4. Avery, E. G., et al. The gut microbiome in hypertension: recent advances and future perspectives. Circulation Research. 128 (7), 934-950 (2021).
  5. Perez-Matute, P., Iniguez, M., de Toro, M., Recio-Fernandez, E., Oteo, J. A. Autologous fecal transplantation from a lean state potentiates caloric restriction effects on body weight and adiposity in obese mice. Scientific Reports. 10 (1), 9388(2020).
  6. Zoll, J., et al. Fecal microbiota transplantation from high caloric-fed donors alters glucose metabolism in recipient mice, independently of adiposity or exercise status. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolism. 319 (1), 203-216 (2020).
  7. Hvas, C. L., et al. Fecal microbiota transplantation is superior to fidaxomicin for treatment of recurrent Clostridium difficile infection. Gastroenterology. 156 (5), 1324-1332 (2019).
  8. Kootte, R. S., et al. Improvement of insulin sensitivity after lean donor feces in metabolic syndrome is driven by baseline intestinal microbiota composition. Cell Metabolism. 26 (4), 611-619 (2017).
  9. Li, J., et al. Gut microbiota dysbiosis contributes to the development of hypertension. Microbiome. 5 (1), 14(2017).
  10. Shi, H., et al. Restructuring the gut microbiota by intermittent fasting lowers blood pressure. Circulation Research. 128 (9), 1240-1254 (2021).
  11. Zhong, H. J., et al. Washed microbiota transplantation lowers blood pressure in patients with hypertension. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 11, 679624(2021).
  12. Ferguson, J. F., et al. High dietary salt-induced dendritic cell activation underlies microbial dysbiosis-associated hypertension. JCI Insight. 5 (13), 126241(2019).
  13. Yu, E. W., et al. Fecal microbiota transplantation for the improvement of metabolism in obesity: The FMT-TRIM double-blind placebo-controlled pilot trial. PLoS Medicine. 17 (3), 1003051(2020).
  14. Leong, K. S. W., et al. Effects of fecal microbiome transfer in adolescents with obesity: the gut bugs randomized controlled trial. JAMA Network Open. 3 (12), 2030415(2020).
  15. Zhang, Z., et al. Impact of fecal microbiota transplantation on obesity and metabolic syndrome-a systematic review. Nutrients. 11 (10), 2291(2019).
  16. Laubitz, D., et al. Dynamics of gut microbiota recovery after antibiotic exposure in young and old mice (a pilot study). Microorganisms. 9 (3), 647(2021).
  17. Xiao, L., et al. High-fat feeding rather than obesity drives taxonomical and functional changes in the gut microbiota in mice. Microbiome. 5 (1), 43(2017).
  18. Brunt, V. E., et al. Suppression of the gut microbiome ameliorates age-related arterial dysfunction and oxidative stress in mice. The Journal of Physiology. 597 (9), 2361-2378 (2019).
  19. Choo, J. M., Rogers, G. B. Gut microbiota transplantation for colonization of germ-free mice. STAR Protocols. 2 (3), 100610(2021).
  20. Kim, T. T., et al. Fecal transplant from resveratrol-fed donors improves glycaemia and cardiovascular features of the metabolic syndrome in mice. American Journal of Physiology. Endocrinology and Metabolism. 315 (4), 511-519 (2018).
  21. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e53191(2015).
  22. Wang, Y., Thatcher, S. E., Cassis, L. A. Measuring blood pressure using a noninvasive tail cuff method in mice. Methods in Molecular Biology. 1614, 69-73 (2017).
  23. Ishimwe, J. A., et al. The gut microbiota and short-chain fatty acids profile in postural orthostatic tachycardia syndrome. Frontiers in Physiology. 13, 879012(2022).
  24. Bialkowska, A. B., Ghaleb, A. M., Nandan, M. O., Yang, V. W. Improved Swiss-rolling technique for intestinal tissue preparation for immunohistochemical and immunofluorescent analyses. Journal of Visualized Experiments. (113), e54161(2016).
  25. Moolenbeek, C., Ruitenberg, E. J. The "Swiss roll": a simple technique for histological studies of the rodent intestine. Laboratory Animals. 15 (1), 57-59 (1981).
  26. Ishimwe, J. A., Garrett, M. R., Sasser, J. M. 1,3-Butanediol attenuates hypertension and suppresses kidney injury in female rats. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 319 (1), 106-114 (2020).
  27. Bokoliya, S. C., Dorsett, Y., Panier, H., Zhou, Y. Procedures for fecal microbiota transplantation in murine microbiome studies. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 11, 711055(2021).
  28. Van Beusecum, J. P., Xiao, L., Barbaro, N. R., Patrick, D. M., Kirabo, A. Isolation and adoptive transfer of high salt treated antigen-presenting dendritic cells. Journal of Visualized Experiments. (145), e59124(2019).
  29. Harrison, D. G., Marvar, P. J., Titze, J. M. Vascular inflammatory cells in hypertension. Frontiers in Physiology. 3, 128(2012).
  30. Sylvester, M. A., et al. Splenocyte transfer from hypertensive donors eliminates premenopausal female protection from ANG II-induced hypertension. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 322 (3), 245-257 (2022).
  31. Reikvam, D. H., et al. Depletion of murine intestinal microbiota: effects on gut mucosa and epithelial gene expression. PLoS One. 6 (3), 17996(2011).
  32. Le Roy, T., et al. Comparative evaluation of microbiota engraftment following fecal microbiota transfer in mice models: age, kinetic and microbial status matter. Frontiers in Microbiology. 9, 3289(2019).
  33. Sun, J., et al. Fecal microbiota transplantation alleviated Alzheimer's disease-like pathogenesis in APP/PS1 transgenic mice. Translation Psychiatry. 9 (1), 189(2019).
  34. Kim, M., et al. Critical role for the microbiota in CX(3)CR1(+) intestinal mononuclear phagocyte regulation of intestinal T cell responses. Immunity. 49 (3), 151-163 (2018).
  35. Hintze, K. J., et al. Broad scope method for creating humanized animal models for animal health and disease research through antibiotic treatment and human fecal transfer. Gut Microbes. 5 (2), 183-191 (2014).
  36. Wilde, E., et al. Tail-cuff technique and its influence on central blood pressure in the mouse. Journal of the American Heart Association. 6 (6), 005204(2017).
  37. Liu, X., et al. High-fiber diet mitigates maternal obesity-induced cognitive and social dysfunction in the offspring via gut-brain axis. Cell Metabolism. 33 (5), 923-938 (2021).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи