Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Головные имплантаты для нейровизуализации бодрствующих крыс с фиксированной головой

2.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64324

⸱

7 сентября 2022 г.

 ,  ,  , 
1Department of Neurobiology and Behavior, School of Biological Sciences, University of California Irvine, 2Department of Biomedical Engineering, School of Engineering, University of California, Irvine, 33Center for Neurobiology of Learning and Memory, University of California, Irvine

В этой статье

Краткое содержание

Подробно описана новая процедура функциональной визуализации бодрствующих крыс с фиксированной головой.

Аннотация

Анестетики, широко используемые в доклинических и фундаментальных научных исследованиях, оказывают депрессивное влияние на метаболические, нейронные и сосудистые функции мозга и могут отрицательно влиять на нейрофизиологические результаты. Использование бодрствующих животных для научных исследований выгодно, но создает серьезную проблему поддержания спокойствия и неподвижности животных, чтобы свести к минимуму артефакты движения во время сбора данных. Визуализация бодрствования у грызунов меньшего размера (например, мышей) очень распространена, но остается скудной у крыс, поскольку крысы крупнее, сильнее и имеют большую тенденцию противостоять ограничениям движения и фиксации головы в течение длительного времени, необходимого для визуализации. Описана новая модель нейровизуализации бодрствующих крыс с фиксированной головой с использованием сшитых вручную строп, напечатанных на 3D-принтере головных имплантатов, головных колпачков и каркаса головы. Результаты, полученные после одного испытания стимуляции одним усом, свидетельствуют об увеличении интенсивности вызванного функционального ответа. Приобретение вызванного функционального ответа у бодрствующих крыс с фиксированной головой происходит быстрее, чем у крыс, подвергшихся анестезии, надежно, воспроизводимо и может использоваться для повторных лонгитюдных исследований.

Введение

Большинство базовых, доклинических и трансляционных научных исследований нейровизуализации получены от анестезированных животных 1,2. Анестетики облегчают эксперименты, но постоянно влияют на обмен веществ в мозге и организме, кровяное давление и частоту сердечных сокращений3. Тип анестетика, а также продолжительность и путь введения добавляют смешанные переменные к интерпретации данных, которые могут способствовать воспроизводимости и трансляционным сбоям4. Основным узким местом исследований нейровизуализации крыс в бодрствующем состоянии с фиксированной головой является требование сохранять крысу неподвижной и спокойной на протяжении всего процесса подготовки и сбора данных. Небольшие движения создают необоснованные артефакты движения, которые могут отрицательно сказаться на анализе и интерпретации данных.

Была разработана новая модель нейровизуализации от бодрствующих крыс с фиксированной головой с использованием индивидуальных строп, трехмерных (3D) напечатанных головных имплантатов, головных колпачков и каркаса головы, который предлагает несколько преимуществ для легкого экспериментирования. 3D-имплантат головы легкий и покрывает небольшую часть черепа, необходимую для перефиксации. Головные имплантаты и колпачки, напечатанные на 3D-принтере, разработаны с использованием программного обеспечения для автоматизированного проектирования (САПР). Протоколы стимуляции усов, сбора данных, анализа данных и результатов анестезированных крыс были подробно описаны в предыдущей работе 5,6,7.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры соответствовали рекомендациям Национального института здравоохранения и были одобрены Калифорнийским университетом, Комитетом по уходу за животными и их использованию. В этом исследовании использовались семь самцов и одна самка крысы (Sprague-Dawley, вес: 185-350 г). После завершения исследования крысы были принесены в жертву с использованием передозировки углекислого газа.

1. Проектирование различных компонентов

  1. Конструкция головного имплантата:
    1. Сделайте головной имплантат с помощью программного обеспечения САПР (рис. 1C) и спроектируйте его так, чтобы он визуализировал область позади брегмы и прилегающую к средней линии, сосредоточенную на соматосенсорной коре. Убедитесь, что головной имплантат занимает область от 0,9 мм до 1,9 мм на черепе вдали от области визуализации.
    2. Используйте только три винта, чтобы закрепить головной имплантат на черепе крысы. Спроектируйте все отверстия для винтов так, чтобы они оставались на противоположной стороне средней линии в контралатеральной полусфере изображаемой полусферы.
    3. Поместите стержень, выдолбленный изнутри, в верхнюю часть головного имплантата, чтобы провода могли фиксировать головную крышку к головному имплантату, как показано на рисунке 1D.
  2. Конструкция крышки:
    1. Убедитесь, что головной колпачок полностью закрывает область визуализации и защищает ее от любых травм, как показано на рисунке 1A, B. Добавьте кривизну к головной шапке, чтобы она соответствовала форме головы, не создавая трудностей для повседневной деятельности животного в стандартных обогащенных клетках.
    2. Вырежьте внутреннюю сторону головного колпачка более широкой прямоугольной формы, чтобы верхняя часть головного имплантата могла поместиться в него, как показано на рисунке 1E. Перпендикулярно этому прямоугольнику вырежьте две другие прямоугольные области, чтобы закрепить головную крышку к головному имплантату.
    3. Пропустите одну проволоку через верхний выдолбленный стержень головного имплантата для фиксации головного колпачка на голове крысы, как показано на рисунке 1E-G. Таким же образом пропустите второй провод.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эти провода можно легко удалить с помощью плоскогубцев или щипцов. Файлы для 3D-печати предоставляются (формат файла: STL) в виде дополнительного файла 1 и дополнительного файла 2.
  3. Конструкция рамы головы:
    1. Спроектируйте каркас головы таким образом, чтобы одна разрезанная часть могла перемещаться через верхнюю планку имплантата головки и фиксироваться с помощью зажима.
    2. Наклоните другую срезанную часть, чтобы обеспечить дополнительную прочность для фиксации головы крысы, чтобы сделать контралатеральную сторону полностью доступной для визуализации. Для целей этого исследования разрежьте стальную пластину оловянными ножницами, чтобы получить раму головы (рис. 1H, I).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эта деталь также может быть напечатана на 3D-принтере.

2. Начальная дрессировка крыс

  1. Дайте крысам акклиматизироваться к среде вивария в своих клетках в течение 2-3 дней.
  2. Начните обращаться с крысой в тихой комнате. Откройте клетку и попросите экспериментатора поместить руку в клетку рядом с крысой на 15-20 минут, чтобы крыса привыкла.
  3. Как только крыса проявит спокойствие, не испугавшись и не убежав от рук экспериментатора, осторожно возьмите крысу на руки. Обрабатывайте крысу в течение 30-45 минут каждый день перед тренировкой слинга.

3. Обучение стропе

  1. Тренируйте крыс не менее 2-3 дней в стропах перед хирургической имплантацией головного имплантата и головной шапочки.
  2. Организуйте настройку стропы, как показано на рисунке 2A. Очистите стропу с помощью салфеток на этаноле.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все стропы сшиты вручную и изготовлены из сетчатого материала либо снизу, либо с обеих сторон, как показано на рисунке 2A, B.
  3. Для обучения слингу обезболивайте крыс, используя 4% изофлурана для индукции и 1% для поддержания до тех пор, пока не исчезнет рефлекс защемления задней лапы.
  4. Под изофлурановой анестезией поместите крыс на гибкий пластиковый лист размером 20 см х 8 см (длина х ширина), где 10 см х 8 см пластикового листа полностью покрыты более мягкой частью Velcro.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обезболивание крыс для обучения слингу является необязательным шагом, в основном используемым для снижения стресса и беспокойства.
  5. В течение первых 2 дней обучения плотно укладывайте крысу в детский носок (размер 0-3 месяца) головой наружу через небольшое отверстие, надрезанное на конце носка.
  6. Оберните небольшой кусочек впитывающей прокладки вокруг нижней части тела, чтобы крыса оставалась сухой и собирала экскременты.
  7. Заверните крысу в дышащую хлопчатобумажную ткань (размер: 25 см х 25 см). Поместите крысу на пластиковый лист, к которому приклеены Velcro полоски.
  8. Далее закрепите крысу к пластиковому листу с помощью Velcro полосок шириной 0,5 см на расстоянии 3-6 мм друг от друга.
  9. Закрепите крысу в слинге. Снимите газовую анестезию. Дайте крысе оправиться от газовой анестезии в слинге.
  10. Когда крыса начнет взбивать, предлагайте несколько капель 10% раствора сахарозы в качестве награды каждые 10-15 минут.
  11. Случайным образом представьте крысе сенсорные стимулы, которые будут использоваться во время визуализации (в данном случае стимуляция усов, каждые 15-25 минут), чтобы она привыкла к сенсорным стимулам. Вручную стимулируйте усы через случайные промежутки времени.
  12. Тренируйте крысу в слинге в течение 1 часа в 1-й день, 2 часа во 2-й день и 3 часа в 3-й день, как показано на рисунке 2C.

4. Предоперационная подготовка

  1. Распечатайте имплантат головы и головной колпачок с помощью 3D-принтера (рис. 1).
  2. Стерилизуйте все хирургические инструменты и головные уборы (имплантаты и колпачки), погрузив оборудование в бактерицид Metricide28 на 10 часов. Тщательно промойте инструменты стерильной водой непосредственно перед операцией.
  3. Подвергните крысу воздействию 4% изофлурана, а затем поддерживайте уровень 1-2% изофлурана до тех пор, пока не исчезнет рефлекс защемления задней лапы. Эта операция может быть выполнена под многими видами анестезии, такими как изофлуран, пентобарбитал натрия и кетамин-ксилазин.
  4. Вводите атропин (0,05 мг / кг) внутримышечно, чтобы уменьшить слизистые выделения и помочь в дыхании.
  5. Побрейте голову крысы на 5 мм по центру вокруг средней линии с помощью триммера для волос, начиная между глазами и заканчивая задней частью ушей.
  6. Контролируйте частичное насыщение кислородом и частоту сердечных сокращений с помощью пульсоксиметра и датчика сердечного ритма, прикрепленного к задней ноге крысы.
  7. Трижды протрите голову крысы и прилегающую область чередующимися салфетками бетадина и 70% спирта.
  8. Зафиксируйте крысу в стереотаксической системе.
  9. Вставьте ректальный зонд, смазанный вазелином, чтобы измерить температуру тела крысы и поддерживать ее через систему обратной связи нагревательного одеяла, чтобы избежать переохлаждения после введения анестетика.
  10. Вводят местный анестетик лидокаина гидрохлорид в концентрации 20 мг/мл, 0,07 мг/кг +/-0,2 массы тела подкожно в месте операции.
  11. Нанесите офтальмологическую мазь на оба глаза, чтобы предотвратить высыхание.
  12. Вводят 2% местный анестетик подкожно над местом операции.
  13. Введите 3 мл раствора лактата Рингера комнатной температуры подкожно, чтобы предотвратить обезвоживание и обеспечить питание во время операции.

5. Хирургия

  1. Удалите часть кожи над местом операции (диаметр 4 мм по центру вокруг средней линии и центра головы) с помощью острых хирургических ножниц. Рассекают и удаляют часть кожи (диаметром ~ 2 мм, над левой соматосенсорной корой) между ухом и глазом на височной части головы.
  2. Удалите с помощью скальпеля подлежащую кожную ткань (перикраниум), чтобы обнажить череп. Очистите череп с помощью стерилизованной ватной марли.
  3. Втяните/резецируйте височную мышцу, чтобы обнажить желаемый размер области визуализации [7,5 мм на 7,5 мм для этого исследования].
  4. Обнажите череп на контралатеральном полушарии для имплантата головы. Поместите головной имплантат на череп, чтобы определить расположение крепежных винтов для имплантата, как показано на рисунке 2D-F.
  5. Отметьте череп для сверления винтов с помощью India Ink с помощью сверла 1. Просверлите отверстия для винтов с помощью стоматологического сверла 3. Прикрутите головку имплантата на место.
  6. Высушите череп, используя стерильную марлю. Нанесите тонкий слой тканевого клея вокруг и под головным имплантатом, чтобы приклеить его к черепу. Нанесите слой стоматологического цемента для дальнейшей поддержки головного имплантата на месте и дайте цементу высохнуть в течение 2-3 минут.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Использование тканевого клея в дополнение к стоматологическому цементу обеспечивает прочную фиксацию8.
  7. С помощью бормашины 3 тонко нарежьте область размером 7,5 мм x 7,5 мм на левой стороне черепа чуть позади брегмы и латерально по отношению к средней линии. Утончите череп до ~50 мкм, как показано на рисунке 3A.
  8. Нанесите мазь с антибиотиком на место операции, а затем покройте ее тонким слоем силиконовой резины, чтобы защитить истонченный череп, как показано на рисунке 3B. Накройте место операции головным колпачком, как показано на рисунке 3C. Зафиксируйте его на месте двумя небольшими кусочками проводов, проходящими через имплантат головки и крышку головы, как показано на рисунке 3D, E. Нанесите силиконовую резину, чтобы покрыть голову и череп, чтобы стабилизировать голову на голове крысы, как показано на рисунке 3F.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Силиконовый каучук обеспечивает дополнительную защиту истонченного черепа.
  9. Вводите крысе меглюмин флуниксин (2,5 мг / кг) подкожно для лечения боли и воспаления. Чтобы предотвратить инфекцию, введите антибиотик энрофлоксацин (22,7 мг / мл, 10 мг / кг +/- 0,01) внутрибрюшинно.
  10. Переместите крысу в камеру восстановления, чтобы поддерживать температуру ее тела с помощью согревающего одеяла и нагревательной лампы. Постоянно наблюдайте за крысой, пока она не придет в сознание и не сможет поддерживать лежачее положение на грудине.
  11. Верните крысу в отдельную клетку, как только она полностью выздоровеет.
  12. В течение следующих 3 дней вводите флуниксин и бупренорфин для облегчения воспаления и боли и энрозит для предотвращения инфекции два раза в день.

6. Визуализация бодрствования

  1. Обезболивайте крысу 4% изофлураном для индукции и 1% для поддержания, когда нет рефлекса защемления задней лапы. Вводят ацепромазин (0,3-0,5 мг/кг) подкожно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта концентрация ацепромазина ниже уровня умеренного седативного эффекта и помогает только сохранять спокойствие крыс на протяжении всего процесса визуализации.
  2. Используя индивидуальные полоски Velcro, закрепите крысу на пластиковом листе, используемом во время тренировочных процедур. Оберните нижнюю часть тела с помощью впитывающей прокладки и плотно поместите крысу в слинг.
  3. Удалите силиконовую резину. Снимите крышку головки, сняв фиксирующие провода. Закрепите каркас головы в головном имплантате, как показано на рисунке 2G.
  4. Зафиксируйте головную раму зажимами, как показано на рисунке 2H, I.
  5. Снимите газовую анестезию. Промойте область визуализации физиологическим раствором 3x и очистите влажной марлей. Высушите область визуализации и сделайте лунку с помощью вазелина вокруг области визуализации. Заполните лунку стерилизованным физиологическим раствором и накройте предметным стеклом (рис. 2E).
  6. Обратитесь к процедурам сбора данных для оптической визуализации внутреннего сигнала, протоколу стимуляции усов, а также анализу и представлению данных, которые подробно обсуждались ранее 6,7.
  7. На протяжении всего эксперимента следите за крысами на наличие признаков возбуждения и беспокойства, которые можно дополнительно уменьшить, закрыв глаза крыс мягкой тканью или марлей (по желанию).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Показаны репрезентативные сигналы оптической визуализации из одного исследования крысы, подвергшейся анестезии, и суммарный ответ (из 40 собранных испытаний) бодрствующей крысы (рис. 4). Интенсивность сигнала для стимуляции одним усом бодрствующей крысы может быть визуализирована при более высоком пороге, чем для анестезированной крысы, демонстрируя более сильный сигнал от бодрствующего животного. Усы С2 крыс стимулируют с частотой 5 Гц в течение 1 с, а функциональная реакция отображается в ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Использование визуализации крыс в бодрствующем состоянии с фиксированной головой дает много преимуществ с точки зрения простоты и настройки. Специально разработанные стропы позволяют обернуть крыс дышащим сетчатым материалом, устраняя необходимость помещать животных в закрытые пластиковые удерживающие камеры на длительные периоды времени10,11. Крысы сохраняют спокойствие и отсутствие стресса в течение длительных последовательных сеансов визуализации с использован...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликтов интересов, которые необходимо раскрывать.

Благодарности

Мы выражаем благодарность Кларе Джонс, Джеймсу Стирволту, Линь Хоангу, Янг Джун Ха и Амирсохейлу Заре за их помощь во время дрессировки крыс и подготовки пращ. Финансирование было предоставлено Национальными институтами здравоохранения (NIH, номер гранта: NS119852) и Фондом Leducq (номер гранта: 15CVD02).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
КрысыЧарльз РиверСпрэг Доули
ИзофлуранПиветал21295098Общий анестетик
Лидокаин HCl 2% инъекцияФениксL-2000-04Местный анестетик
Атропина сульфат для инъекцийVedco5098907512Помощь в дыхании
Лактат Рингер инъекционный растворVedco
Флюниксин для инъекцийVedco6064408670Обезболивание
Инъекция Энрозита (Энрофлоксацин 2,27%)VetOne501084Избегайте инфекции
Инъекции PromAce (Ацепромазина малеат)Beohringer Ingelheim136059
Animax мазьDechra Veterinary Products122-75активные ингредиенты нистатина 1000 единиц на грамм, неомицина сульфата 2,5 мг на грамм, тиострептона 2500 единиц на грамм и триамцинолона ацетонида 1 мг на грамм
Офтальмологическая мазь PuralubeDechra Veterinary Products211-38
Повидон-йод ВП препарирующие подушечкиМедлайнMDS093917Бетадин дженерик
Изопропиловый спирт тампоныBD326895
ткань Vetbond клей3M1469SB
Бор (сверло), стандартный операторный твердосплавныйSS Белый бор14829#3
бор Винты, 00-90 x 1/8 плоская головка нержавеющая стальJ.I. MorrisF0090CE125Анкерные винты
Стереотаксическая системаKopf Instruments1430
Гомеотермическое нагревательное одеялоHarvard Apparatus50-7220-F
Пульсоксиметр и пульсометрKent ScientificMouseStat Jr.
PetrolatumFisher ScientificP66-1LBвазелин дженерик
Проволока, голая медьFisher Scientific15-545-2C20 калибр
Соски холодного отверждения порошокPearson DentalC73-0054 действующее вещество: метилметакрилат
Соски холодного отверждения жидкиеPearson DentalC73-0078 действующее вещество: метилметакрилат
Силиконовая формовочная резинаГладкийкорпус Двойной быстрыйсиликоновый полимер
Metricide 28 (Germicide)MetrexOct-05
Тушь индийская, чернаяPelikan301051
Бормашинастоматологическая NSK DentalUltimate XL-F
3D принтерPrusa Researchi3 MK3S +
Пришить на крепежVelcro90030
Салфетка для экранирования домашних животныхJoann10173334Сетчатый материал
Бор (сверло), стандартный оператор твердосплавныйSS Белый бор14829#1 бор
50989088317

Ссылки

  1. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomedica. 89 (3), 337-342 (2018).
  2. Lythgoe, M. F., Sibson, N. R., Harris, N. G. Neuroimaging of animal models of brain disease. British Medical Bulletin. 65, 235-257 (2003).
  3. Albrecht, M., Henke, J., Tacke, S., Markert, M., Guth, B. Influence of repeated anaesthesia on physiological parameters in male Wistar rats: A telemetric study about isoflurane, ketamine-xylazine and a combination of medetomidine, midazolam and fentanyl. BMC Veterinary Research. 10, 310(2014).
  4. Uhlig, C., Krause, H., Koch, T., Gama de Abreu, M., Spieth, P. M. Anesthesia and monitoring in small laboratory mammals used in anesthesiology, respiratory and critical care research: A systematic review on the current reporting in top-10 impact factor ranked journals. PLoS One. 10 (8), 0134205(2015).
  5. Chen-Bee, C. H., et al. Visualizing and quantifying evoked cortical activity assessed with intrinsic signal imaging. Journal of Neuroscience Methods. 97 (2), 157-173 (2000).
  6. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Xiong, Y., Frostig, R. D. The triphasic intrinsic signal: Implications for functional imaging. The Journal of Neuroscience. 27 (17), 4572-4586 (2007).
  7. Chen-Bee, C. H., Agoncillo, T., Lay, C. C., Frostig, R. D. Intrinsic signal optical imaging of brain function using short stimulus delivery intervals. Journal of Neuroscience Methods. 187 (2), 171-182 (2010).
  8. Scott, B. B., Brody, C. D., Tank, D. W. Cellular Resolution Functional Imaging in Behaving Rats Using Voluntary Head Restraint. Neuron. 80 (2), 371-384 (2013).
  9. Frostig, R. D., Lieke, E. E., Ts'o, D. Y., Grinvald, A. Cortical functional architecture and local coupling between neuronal activity and the microcirculation revealed by in vivo high-resolution optical imaging of intrinsic signals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 87 (16), 6082-6086 (1990).
  10. Chang, P. C., et al. Novel method for functional brain imaging in awake minimally restrained rats. Journal of Neurophysiology. 116 (1), 61-80 (2016).
  11. Stenroos, P., et al. Awake rat brain functional magnetic resonance imaging using standard radio frequency coils and a 3D printed restraint kit. Frontiers in Neuroscience. 12, 548(2018).
  12. Vogler, G. A. Chapter 19 - Anesthesia and Analgesia (Second Edition). The Laboratory Rat. Suckow, M. A., Weisbroth, S. H., Franklin, C. L. , Academic Press. Cambridge, MA. 627-664 (2006).
  13. Schwarz, C., et al. The head-fixed behaving rat--Procedures and pitfalls. Somatosensory and Mot Research. 27 (4), 131-148 (2010).
  14. Roh, M., Lee, K., Jang, I. S., Suk, K., Lee, M. G. Acrylic resin molding based head fixation technique in rodents. Journal of Visualized Experiments. (107), e53064(2016).
  15. Ferris, C. F. Applications in awake animal magnetic resonance imaging. Frontiers in Neuroscience. 16, 854377(2022).
  16. Tiran, E., et al. Transcranial functional ultrasound imaging in freely moving awake mice and anesthetized young rats without contrast agent. Ultrasound in Medicine and Biology. 43 (8), 1679-1689 (2017).
  17. Desjardins, M., et al. Awake mouse imaging: From two-photon microscopy to blood oxygen level-dependent functional magnetic resonance imaging. Biological Psychiatry: Cognitive Neuroscience and Neuroimaging. 4 (6), 533-542 (2019).
  18. Koletar, M. M., Dorr, A., Brown, M. E., McLaurin, J., Stefanovic, B. Refinement of a chronic cranial window implant in the rat for longitudinal in vivo two-photon fluorescence microscopy of neurovascular function. Scientific Reports. 9, 5499(2019).
  19. Drew, P. J., et al. Chronic optical access through a polished and reinforced thinned skull. Nature Methods. 7 (12), 981-984 (2010).
  20. Cao, R., et al. Functional and oxygen-metabolic photoacoustic microscopy of the awake mouse brain. Neuroimage. 150, 77-87 (2017).
  21. Grinvald, A., Frostig, R. D., Siegel, R. M., Bartfeld, E. High-resolution optical imaging of functional brain architecture in the awake monkey. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (24), 11559-11563 (1991).
  22. Roe, A. W. Long-term optical imaging of intrinsic signals in anesthetized and awake monkeys. Applied Optics. 46 (10), 1872-1880 (2007).
  23. Polley, D., Kvašňák, E., Frostig, R. Naturalistic experience transforms sensory maps in the adult cortex of caged animals. Nature. 429 (6987), 67-71 (2004).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Визуализация в сознаниинейровизуализация крысфункциональный ответвизуализация через истонченный череп3D-печатные имплантатыстереотаксическая системакальциевый имиджингфункциональный ультразвук
Головные имплантаты для нейровизуализации бодрствующих крыс с фиксированной головой
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.