Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Мышиная модель оротрахеальной интубации и вентилируемой хирургии реперфузии ишемии легких

3.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64383

⸱

9 сентября 2022 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesia and Perioperative Care, University of California San Francisco and San Francisco General Hospital, 2Department of Physiology, School of Medicine, Tehran University of Medical Sciences, 3Department of Anesthesiology and Critical Care Medicine, Johns Hopkins University School of Medicine

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Мышиная хирургическая модель для создания реперфузии ишемии левого легкого (ИК) при сохранении вентиляции и предотвращении гипоксии.

Аннотация

Реперфузионное повреждение ишемией (ИК) часто является результатом процессов, которые включают преходящий период прерванного кровотока. В легких изолированный ИК позволяет экспериментально изучить этот специфический процесс с продолжением альвеолярной вентиляции, тем самым избегая усугубляющихся повреждающих процессов гипоксии и ателектаза. В клиническом контексте реперфузионное повреждение ишемии легких (также известное как легочная IRI или LIRI) вызвано многочисленными процессами, включая, но не ограничиваясь, легочной эмболией, реанимированной геморрагической травмой и трансплантацией легких. В настоящее время существуют ограниченные эффективные варианты лечения LIRI. Здесь мы представляем обратимую хирургическую модель ИК легких, включающую первую оротрахеальную интубацию, за которой следует односторонняя ишемия левого легкого и реперфузия с сохраненной альвеолярной вентиляцией или газообменом. Мыши подвергаются левой торакотомии, через которую левая легочная артерия обнажается, визуализируется, изолируется и сжимается с помощью обратимого скользящего узла. Затем хирургический разрез закрывается во время ишемического периода, а животное пробуждается и экстубируется. При спонтанном дыхании мыши реперфузия устанавливается путем высвобождения скользящего узла вокруг легочной артерии. Эта клинически значимая модель выживания позволяет оценить ИК-повреждение легких, фазу разрешения, последующее воздействие на функцию легких, а также модели с двумя ударами, включающие экспериментальную пневмонию. Несмотря на техническую сложность, эта модель может быть освоена в течение нескольких недель или месяцев с возможным показателем выживаемости или успеха 80-90%.

Введение

Реперфузионное повреждение ишемии (ИК) может возникнуть, когда кровоток восстанавливается к органу или тканевому слою после некоторого периода прерывания. В легких ИК может возникать изолированно или в сочетании с другими повреждающими процессами, такими как инфекция, гипоксия, ателектаз, волютраума (от больших приливных объемов во время искусственной вентиляции легких), баротравма (высокое пиковое или устойчивое давление во время механической вентиляции) или тупое (непроникающее) ушиб легких 1,2,3 . Остается несколько пробелов в наших знаниях о механизмах LIRI и влиянии параллельных процессов (например, инфекции) на результаты LIRI, а также варианты лечения LIRI ограничены. Модель in vivo чистого LIRI необходима для выявления патофизиологии ИК-повреждения легких в изоляции и изучения его вклада в любой процесс многократного попадания, компонентом которого является повреждение легких.

ИК-модели мышиных легких могут быть использованы для изучения специфической для легких патофизиологии нескольких процессов, включая трансплантацию легких3, легочную эмболию4 и повреждение легких после геморрагической травмы с реанимацией5. Используемые в настоящее время модели включают хирургическую трансплантацию легких6, зажимхилара 7, перфузию легкого ex vivo 8 и вентилируемое легкое IR9. Здесь мы предоставляем подробный протокол для мышиной вентилируемой ИК-модели стерильного повреждения легких. Существует множество преимуществ этого подхода (рисунок 2), в том числе то, что он вызывает минимальную гипоксию и минимальный ателектаз, и это модель хирургии выживания, которая позволяет проводить долгосрочные исследования.

Причины выбора этой модели LIRI по сравнению с другими моделями, такими как модели зажима Хилара и перфузии ex vivo , следующие: эта модель минимизирует воспалительный вклад ателектаза, механической вентиляции и гипоксии; сохраняет циклическую вентиляцию; он поддерживает неповрежденную иммунную систему in vivo , которая может реагировать на ИК-травму; и, наконец, в качестве процедуры выживания она позволяет проводить долгосрочный анализ механизмов получения вторичных травм (модели с 2 ударами) и разрешения травм. В целом, мы считаем, что эта вентилируемая ИК-модель легких обеспечивает «чистейшую» форму ИК-повреждения, которая может быть изучена экспериментально.

В других публикациях описано использование оротрахеальной интубации мышей для выполнения ИТ-инъекций или установок10,11, но не в качестве отправной точки для операции по выживанию, как это происходит в этой модели. Размещение оротрахеальной трубки позволяет выполнять операцию на легких, позволяя коллапсировать операционное легкое. Это также позволяет реинфляцию легкого в конце процедуры, что имеет решающее значение для пневмоторакса и для способности мыши возвращаться к спонтанной вентиляции по завершении процедур. Наконец, удаление закрепленной оротрахеальной трубки является простой процедурой, которая, в отличие от инвазивной трахеотомии, совместима с операцией по выживанию. Это позволяет проводить долгосрочные исследования, направленные на понимание прогрессирования и разрешения LIRI и связанных с ним расстройств, а также на создание моделей хронических травм.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры и шаги, описанные ниже, были одобрены институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) в Калифорнийском университете в Сан-Франциско. Можно использовать любой штамм мыши, хотя некоторые штаммы имеют более сильную ИК-воспалительную реакцию легких по сравнению с другими12. Мыши, которым примерно 12-15 недель (30-40 г) или старше, переносят и переживают ИК-операцию легких лучше, чем молодые мыши. Для этих операций могут использоваться как самцы, так и самки мышей.

1. Протокол интубации мыши

  1. Анестезия и подготовка к интубации
    1. Протрите брюшко мыши этаноловым тампоном. Обезболить мышь внутрибрюшинной инъекцией трибромэтанола (250-400 мг/кг). Оцените подходящую глубину анестезии по отсутствию рефлекса снятия педали. Нанесите глазную смазывающую мазь сейчас или позже (шаг 2.1.4).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для этой процедуры трибромэтанол (и этомидат в качестве альтернативного варианта) обеспечивает стабильную анестезирующую плоскость, не влияя на гемодинамические условия, необходимые для этой операции. Этот анестетик используется только один раз, чтобы избежать риска перитонеальных спаек. Изофлуран также может быть использован, но мы не используем его здесь. Практикующий может свободно использовать любой рецепт анестетика, который он считает нужным.
    2. Поместите обезболенную мышь на интубационную подставку или пластиковую опору в лежачем положении, подвешенном ее верхними резцами на закольцованных 4-0 швах (шелковых или других) поперек двух опорных анкеров.
    3. Чтобы держать мышь обездвиженной во время процедуры интубации, свободно приклейте нижнюю часть грудной клетки (или обе верхние конечности) к платформе.
    4. Поместите волоконно-оптический гибкий свет осторожно на трахею мыши, немного ниже голосовых связок. Отрегулируйте уровень освещенности таким образом, чтобы при взгляде в ротоглотку мыши было видно только темное поле, за исключением красного света, исходящего из-под голосовых связок, демонстрируя цель для возможного размещения эндотрахеальной трубки. Обратите внимание, что движения голосовых связок должны быть видны невооруженным глазом или, при необходимости, при увеличении.
  2. Процедура интубации
    1. Держите пинцет доминирующей рукой и используйте их, чтобы осторожно схватить и вытянуть язык из ротовой полости.
    2. Откройте нижнюю челюсть с помощью щипцов, удерживаемых недоминирующей рукой, а затем протолкните щипцы в гортань, чтобы осторожно поднять надгортанник. В это время отпустите язык от пинцета.
    3. Ищите голосовые связки. Они должны открываться и закрываться в соответствии с каждым вдохом. Удерживая канюлю с предварительно загруженным направляющим проводом, вставьте наконечник проволоки через голосовые связки.
    4. Будучи очень осторожным, чтобы не перемещать проволоку, удерживая ее часть, которая находится за пределами канюли, но чуть выше голосовых связок, выведите канюлю, оставив только проволоку на месте с дистальным концом внутри трахеи.
    5. В этот момент выполните вторую визуализацию голосовых связок, чтобы подтвердить, что дистальный кончик провода остается прошедшим через освещенные голосовые связки и в трахею, и не находится в незажженном пищеводе.
    6. Держите проволоку за пределами рта изогнутыми щипцами в левой руке, стабилизированной на твердой поверхности, и осторожно выдвигайте катетер 20G с ленточными крыльями по проводу.
    7. Как только дистальный конец проволоки выйдет из заднего конца катетера 20G или эндотрахеальной трубки, удерживайте этот конец изогнутыми щипцами и плавно продвигайте катетер 20G в трахею.
    8. Осторожно извлеките проволоку из дистального конца катетера 20G с изогнутыми щипцами, не смещая размещение катетера.
    9. Кратко подключите катетер к вентилятору, прежде чем закрепить его, чтобы подтвердить правильное размещение в трахее, а не в пищеводе. Подтверждают расположение трахеи наблюдением за зависящими от искусственной вентиляции двусторонними движениями грудной стенки и отсутствием надувания желудка.
  3. Постинтубация
    1. Отсоедините катетер от вентилятора. Зафиксируйте крылья ленты (прикрепленные к катетеру) через нижнюю губу мыши с помощью викрильного шва 4-0, чтобы прочно закрепить эндотрахеальную трубку (ЭТТ) на мыши во время всех последующих процедур / манипуляций.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве альтернативы, шелковая лента или другая лента может быть использована для крепления ETT, однако следует соблюдать осторожность, чтобы избежать смещения ETT во время перемещения животного от интубационных саней к хирургической поверхности.
    2. Осторожно извлеките мышь из интубационных салазок. Кратковременно подключите катетер к вентилятору, установленному при приливном объеме 0,2-0,225 мл и частоте дыхания 120-150 вдохов в минуту, чтобы подтвердить правильное расположение трахеальной трубки, а затем отсоединитесь с мышью, самопроизвольно дышащей через оротрахеальную трубку.
    3. Не оставляйте животное без присмотра с этого момента до тех пор, пока оно не придет в достаточное сознание для поддержания грудинного покоя в конце процедуры.

2. Протокол хирургии ишемии легких и реперфузии (ИК)

  1. Обезболивание и подготовка хирургического участка
    1. Протрите брюшко мыши этаноловым тампоном и вводят бупренорфин (0,05-0,1 мг/кг) внутрибрюшинно.
    2. Сбрить волосы над левой областью грудной клетки до левой лопатки. Удалите лишние выбритые волосы с помощью спиртовых тампонов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этапы 2.1.1 и 2.1.2 могут быть также выполнены перед интубированием, если существует опасение смещения ЭТП при закреплении шелковой лентой.
    3. Поместите мышь на согревающую подушку в левое боковое или 3/4 повернутое положение и подключите трахеальную трубку на вентиляторе с приливным объемом 0,2-0,225 мл (~8 мг/кг) и частотой дыхания 120-150 вдохов в минуту. Не используйте дополнительный кислород для этой процедуры.
    4. Нанесите смазку для глаз стерильным тампоном с ватным кончиком. Поверните мышь на 3/4 левой стороны вверх и обездвижите все четыре конечности и хвост лабораторной лентой.
    5. Продезинфицируйте выбритый участок кожи и окружающий мех повидоном-йодом и дождитесь высыхания раствора. Затем накройте операционное поле стерильной драпировкой или прозрачной пластиковой пленкой и создайте прямоугольное отверстие в драпировке или пластиковой пленке для хирургического поля.
  2. Хирургическая процедура
    1. Подтвердить соответствующий уровень анестезии (обеспечиваемый введением трибромэтанола и бупренорфина, как описано ранее) путем тестирования реакции на защемление пальцев ног.
    2. Используя пару острых ножниц и пару более крупных щипцов (узкие щипцы или аналогичные), сделайте поперечный разрез кожи на 2 см ниже нижнего угла лопатки в левой боковой грудной клетке. Используйте ножницы и более тонкую пару щипцов (дополнительные тонкие щипцы или аналогичные), чтобы разрезать мышечный слой и рассечь до ребер.
    3. Определите второе межреберное пространство и удерживайте второе ребро дополнительными тонкими щипцами. Потянув ребро вверх, используйте стерильное лезвие скальпеля No 11 или No 12 (изогнутое) (ручка не требуется), чтобы войти в плевральное пространство, разделив и разрезав межреберные мышцы 2-3-го пространства. Рассмотрите возможность приостановки вентиляции, чтобы уменьшить повреждение вершины левого легкого.
    4. Вставьте три стерилизованных втягивающих устройства. Используйте наименьшую/самую узкую втягивающую цефаладу вдоль ориентации ребер, втягивающую машину среднего размеравлево вдоль 2-го ребра и самую большую втягивающую машину вправо вдоль поверхности3-го ребра.
    5. Откройте грудную клетку с медленным и прогрессивным втягиванием с помощью эластичных втягивающих шнуров. Обнажите и идентифицируйте левую легочную артерию (ПА), отодвинув верхнюю часть левого легкого стерильным тампоном с ватным наконечником.
    6. Используйте микрощипцы, ультратонкие щипцы в правой руке и ПА или расширяющие сосуды щипцы в левой руке, чтобы мягко обнажить и создать поле, в котором видны левый ПА и бронх.
    7. Используя щипцы ПА, поднимите левый ПА и осторожно, но твердо потяните вверх и цефаладу, чтобы визуализировать прозрачный бронх внизу. Увеличьте увеличение на рассеченном микроскопе (см. список оборудования для получения более подробной информации) на этом этапе до максимума (2x).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Стерилизуйте все оборудование перед использованием. Кроме того, для поддержания стерильности в стерильное хирургическое поле должны входить только кончики хирургических инструментов.
    8. Втягивая ПА подальше от бронха, осторожно пропустите закрытые ультратонкие щипцы через пространство между левым ПА и бронхом. Затем используйте эти щипцы, чтобы удерживать и тянуть 7-0 или 8-0 проленовый шов через пространство между левой легочной артерией (вверху) и бронхом (внизу).
    9. Окружите левый PA, связав скользящий узел, чтобы создать окклюзию в PA. Прерывание кровотока легко визуализируется под микроскопом. Это знаменует собой начало ишемического периода.
    10. Экстернализируйте свободный конец узла через другую точку входа в переднюю левую грудную клетку с помощью иглы 24G-28G и закрепите конец шва небольшим кусочком ленты для более легкой идентификации в дальнейшем.
    11. Повторно надувайте легкое, чтобы вытеснить как можно больше воздуха из грудной полости, используя клапан PEEP / трубку на вентиляторе грызунов. Затем закройте грудную клетку двумя прерванными 4-0 нейлоновыми швами.
    12. Закройте мышечный и подкожный слой бегущим 4-0 нейлоновым швом. Затем нанесите на разрез две-три капли местного бупивакаина (0,5%). Используйте нейлоновый шов 4-0, чтобы закрыть слой кожи бегущим швом.
  3. Послеоперационный уход
    1. Когда спонтанная вентиляция возобновится, отсоедините эндотрахеальную трубку от вентилятора и экстубируйте мышь.
    2. Поместите мышь на согревающую прокладку для поддержания температуры тела во время раннего восстановления после анестезии.
    3. Внимательно следите за мышью во время восстановления после общей анестезии. Осторожно потяните экстернализованный слипнот в конце ишемического периода (30 мин или 1 ч).
    4. Переместите мышь с согревающей подушки в клетку, как только она проявит признаки восстановления: самовосстановление и / или движение.
    5. После периода реперфузии (1 ч или 3 ч) усыпляют животное и собирают кровь путем пункции сердца и легочной ткани для дальнейшего анализа. В течение 1 ч реперфузии собирают плазму для ИФА, ткани для РНК и анализа белка; в течение 3 ч реперфузии дополнительно собирают ткани для гистологии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Воспаление, вызванное односторонним вентилируемым стерильным реперфузионным повреждением ишемии легких (ИК): После 1 ч ишемии мы наблюдали повышение уровня цитокинов в сыворотке и в легочной ткани как ИФА, так и qRT-PCR, которые достигли пика через 1 ч после реперфузии и быстро вернулись к исходному уровню в течение 12-24 ч после реперфузии13. Для образцов, собранных через 3 ч после реперфузии, мы наблюдали интенсивную инфильтрацию нейтрофилов в левой легочной ткани и отметили, что интенсивность в...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этой рукописи подробно описываются этапы, связанные с выполнением ИК-модели вентилируемого легкого, разработанной Dodd-o et al.9. Эта модель помогла идентифицировать молекулярные пути, участвующие в генерации и разрешении воспаления из ИК легких в изоляции 14,15,16,17, ИК легких в сочетании с сосуществующей инфекцией18 и ИК легких по отношению к оси кишечник-легкие и вклад кишечн...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Эта работа финансировалась департаментской поддержкой отделения анестезии и периоперационной помощи, Калифорнийского университета в Сан-Франциско и больницы общего профиля Сан-Франциско, а также наградой NIH R01 (ap): 1R01HL146753.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Equipment
Fiber Optic Light PipeCole-ParmerUX-41720-65Fiber Optic
Light Pipe Волоконно-оптический источник светаAmScopeАртикул: CL-HL250-BИсточник света для волоконно-оптических ламп
Germinator 500Cell Point Scientific, Inc.No.5-1450Стерилизатор шариков
ГрелкаAIMS14-370-223Альтернативный вариант
Литий.ионные наборы для груминга (машинка для стрижки волос)WAHL товары для домаАртикул 09854-600BДля удаления волос мыши на месте операции
МикроскопNikonSMZ-10Другие более новые варианты доступны на сайте компании
МиниВент ВентиляторМодель аппарата Havard 845Аппарат искусственной вентиляции легких для мышей
Ультразвуковой очистительCole-ParmerUX-08895-05Чистые инструменты, которые использовались в операции
ГрелкаKent ScientificRT-0501Для сохранения тепла мыши во время восстановления после операции
Весы для взвешиванияCole-ParmerUX-11003-41Весы
Инструменты для хирургии
4-0 Шелковый шовный материалEthicon683GДля закрытия мышечного слоя
7-0 Prolene Шовный материалEthicon IndustryEP8734HИспользование для изготовления скользящего узла левой легочной артерии
Bard-Parker (11) Скальпель (Реброобразное хирургическое лезвие из углеродистой стали, стерильное, одноразовое использование)Aspen Surgical372611Для входа в грудную полость (вариант 1)
Bard-Parker (12) СкальпельAspen Surgical372612Для входа в грудную полость (опция 2)
Щипцы Extra Fine Graefe FST11150-10Щипцы для удержания мышц/ребер
Магнитный фиксатор Система втягиванияFST1. Опорная плита (No 18200-03)
2. Фиксаторы (No 18200-01)
3. Втягивающие устройства (NoNo 18200-05 по 18200-12)
4. Эластомер (NoNo 18200-07) 5. Ретрактор (No.18200-08)		Система втягивания мелких животных
Monoject Стандартная игла для подкожных инъекцийCOVIDIEN05-561-20Для доставки лекарств IP
Узкопрофильные щипцыFST11002-12Щипцы на уровне кожи
Иглодержатель/ИгловодFST12565-14для удержания игл
ИглыBD305110Игла 26 калибра для экстернализации скользящего узла (игла 24 или 26 калибра тоже подойдет)
PA / Щипцы для расширения сосудовFST00125-11Для удержания PA; неповреждающие ножницы с захватом
FST14060-09Используются для разреза и разреза мышечного слоя во время операции
Ультратонкие микрощипцы DumontFST11295-10 (щипцы Dumont #5, биологический наконечник, размер наконечника: 0,05 * 0,02 мм, 11 см)Для прохождения через пространство между левой легочной артерией и бронхами
<стронг>реагенты
0,25% BupivacaineHospira, Inc.0409-1159-02Местный анальгетик, используемый во время хирургического закрытия раны
Авертин (2,2,2-трибромэтанол)Sigma-AldrichT48402-25GАнестетик, используемый для обезболивания мышей при ИР-хирургии, концентрация, используемая в ИР-хирургии, составляет 250-400 мг/кг.
БупренорфинCovetrus Северная Америка59122Анальгетик: концентрация, используемая для хирургии, составляет 0,05-0,1 мг/кг
Глазная смазкаBAUSCH+LOMBSoothe Lubricant Глазная мазьСнимает сухость глаз
Повидон-йод 10% растворMEDLINE INDUSTRIES INCSKU MDS093944H (2 жидкие унции, антисептик для местного применения)Жидкость для местного применения, применяемая для эффективного антисептика первой помощи в начале операции
<сильно>Материалы
Спиртовой тампонмарки BD  BD 326895для стерилизации области инъекций и хирургии
Пластиковая пленкаKIRKLANDStretch-Tite premiumАльтернатива для покрытия стерилизованного операционного поля (более экономичная)
Хирургические простыни для грызуновStoelting50981Стерильное поле или простыня для операционного поля
Стерильное хлопковое насадкаPwi-Wnaps703033используется для нанесения глазной смазки
Лучшие губкиDukal CorporatonReorder # 5360Остановка кровотечения из кожи/мышц

Ссылки

  1. Shen, H., Kreisel, D., Goldstein, D. R. Processes of sterile inflammation. Journal of Immunology. 191 (6), 2857-2863 (2013).
  2. Fiser, S. M., et al. Lung transplant reperfusion injury involves pulmonary macrophages and circulating leukocytes in a biphasic response. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 121 (6), 1069-1075 (2001).
  3. Lama, V. N., et al. Models of lung transplant research: A consensus statement from the National Heart, Lung, and Blood Institute workshop. JCI Insight. 2 (9), 93121(2017).
  4. Miao, R., Liu, J., Wang, J. Overview of mouse pulmonary embolism models. Drug Discovery Today: Disease Models. 7 (3-4), 77-82 (2010).
  5. Mira, J. C., et al. Mouse injury model of polytrauma and shock. Methods in Molecular Biology. 1717, 1-15 (2018).
  6. Krupnick, A. S., et al. Orthotopic mouse lung transplantation as experimental methodology to study transplant and tumor biology. Nature Protocols. 4 (1), 86-93 (2009).
  7. Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: Tricks of the trade. The Journal of Surgical Research. 194 (2), 659-666 (2015).
  8. Nelson, K., et al. Animal models of ex vivo lung perfusion as a platform for transplantation research. World Journal of Experimental Medicine. 4 (2), 7-15 (2014).
  9. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Faraday, N., Pearse, D. B. Effect of ischemia and reperfusion without airway occlusion on vascular barrier function in the in vivo mouse lung. Journal of Applied Physiology. 95 (5), 1971-1978 (2003).
  10. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. Journal of Visualized Experiments. (93), e52261(2014).
  11. Rayamajhi, M., et al. Non-surgical intratracheal instillation of mice with analysis of lungs and lung draining lymph nodes by flow cytometry. Journal of Visualized Experiments. (51), e2702(2011).
  12. Dodd-o, J. M., Hristopoulos, M. L., Welsh-Servinsky, L. E., Tankersley, C. G., Pearse, D. B. Strain-specific differences in sensitivity to ischemia-reperfusion lung injury in mice. Journal of Applied Physiology. 100 (5), 1590-1595 (2006).
  13. Prakash, A., et al. Lung ischemia reperfusion (IR) is a sterile inflammatory process influenced by commensal microbiota in mice. Shock. 44 (3), 272-279 (2015).
  14. Prakash, A., et al. Alveolar macrophages and toll-like receptor 4 mediate ventilated lung ischemia reperfusion injury in mice. Anesthesiology. 117 (4), 822-835 (2012).
  15. Dodd-o, J. M., et al. The role of natriuretic peptide receptor-A signaling in unilateral lung ischemia-reperfusion injury in the intact mouse. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 294 (4), 714-723 (2008).
  16. Prakash, A., Kianian, F., Tian, X., Maruyama, D. Ferroptosis mediates inflammation in lung ischemia-reperfusion (IR) sterile injury in mice. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 201, (2020).
  17. Tian, X., et al. NLRP3 inflammasome mediates dormant neutrophil recruitment following sterile lung injury and protects against subsequent bacterial pneumonia in mice. Frontiers in Immunology. 8, 1337(2017).
  18. Tian, X., Hellman, J., Prakash, A. Elevated gut microbiome-derived propionate levels are associated with reduced sterile lung inflammation and bacterial immunity in mice. Frontiers in Microbiology. 10, 159(2019).
  19. Liu, Q., Tian, X., Maruyama, D., Arjomandi, M., Prakash, A. Lung immune tone via gut-lung axis: Gut-derived LPS and short-chain fatty acids' immunometabolic regulation of lung IL-1β, FFAR2, and FFAR3 expression. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 321 (1), 65-78 (2021).
  20. Dodd-o, J. M., et al. Interactive effects of mechanical ventilation and kidney health on lung function in an in vivo mouse model. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 296 (1), 3-11 (2009).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Мышиная модель оротрахеальной интубации и вентилируемой хирургии реперфузии ишемии легких
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.