Настоящий протокол описывает новую технику полосирования аорты у мышей, чтобы вызвать перегрузку давлением сердечной гипертрофии. Для обвязки используется резиновое кольцо с фиксированным внутренним диаметром. Этот новый метод обещает меньшую дисперсию и более воспроизводимые данные для будущих экспериментов.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Уплотнительное кольцо аортального бандажа в сравнении с традиционным поперечным сужением аорты для моделирования гипертрофии сердца, вызванной перегрузкой давления
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Полосатость аорты у мышей является одной из наиболее часто используемых экспериментальных моделей гипертрофии сердца, вызванной перегрузкой сердечного давления, и индукции сердечной недостаточности. Ранее используемая техника основана на резьбовом шве вокруг дуги аорты, перевязанной поверх притупленной иглы 27 G для создания стеноза. Этот метод зависит от того, вручную ли хирург затягивает нить и, таким образом, приводит к высокой дисперсии в размере диаметра. Недавно усовершенствованный метод, описанный Melleby et al., обещает меньшую дисперсию и большую воспроизводимость после операции. Новая методика, уплотнительное кольцо-аортальное бандажирование (ORAB), использует нескользящее резиновое кольцо вместо шва с резьбой, что приводит к уменьшению вариации перегрузки давлением и воспроизводимым фенотипам гипертрофии сердца. Во время операции уплотнительное кольцо помещается между брахиоцефальной и левой сонной артериями. Успешное сужение подтверждается эхокардиографией. Через 1 день правильное размещение кольца приводит к увеличению скорости потока в поперечной аорте по сравнению со стенозом, вызванным уплотнительным кольцом. Через 2 недели нарушение сердечной функции подтверждается уменьшением фракции выброса и увеличением толщины стенки. Важно отметить, что помимо меньшей дисперсии в размере диаметра, ORAB связан с более низкими показателями внутри- и послеоперационной смертности по сравнению с поперечным сужением аорты (TAC). Таким образом, ORAB представляет собой превосходный метод по сравнению с широко используемой хирургией TAC, что приводит к более воспроизводимым результатам и возможному сокращению количества необходимых животных.
Введение
В то время как физиологическая гипертрофия сердца может наблюдаться во время развития, физических упражнений и беременности, патологическая гипертрофия сердца реагирует на гемодинамические стрессовые состояния, такие как артериальная гипертензия, порок клапанов сердца или генные мутации. Первоначально сердце подвергается ремоделированию, характеризующемуся увеличением размера кардиомиоцитов и утолщением стенок желудочков для поддержания сердечной функции 1,2. С другой стороны, патологическое ремоделирование сердца связано с повышенным риском развития аритмии, внезапной смерти и высокой смертности. Наконец, со временем это приводит к расширению желудочков, сильному снижению сократительной функции и возможному прогрессированию сердечной недостаточности (HF), что связано с высокой заболеваемостью, смертностью и социальными издержками3. Поэтому существует острая необходимость в понимании молекулярного фона для разработки новых терапевтических стратегий4.
Полосатость аорты представляет собой модель, которая имитирует гипертрофию левого желудочка (ЛЖ), вызванную перегрузкой давления, и сердечную недостаточность у мышей5. С помощью этого метода можно исследовать патомеханизмы вызванного перегрузкой давления ремоделирования сердца in vivo. О первой процедуре полосирования аорты у мышей сообщили Rockman et al.6. Перегрузка давлением индуцируется перевязкой на основе шва нити вокруг аорты (между брахиоцефальной и левой общей сонной артерией). Для создания стеноза диаметром 0,4 мм вокруг иглы 27 Г и аорты накладывается шов. После перевязки иглу удаляют 6,7.
Несмотря на то, что диаметр иглы фиксирован, герметичность нити сильно зависит от хирурга и, следовательно, влияет на индуцированный фенотип гипертрофии сердца. Кроме того, в методе на основе резьбы/шва существует переменная степень диаметра стеноза после операции, связанная с высокой дисперсией смертности 8,9. Кроме того, обучение этому методу является сложной задачей, особенно в отношении поиска нужного уровня и последовательности в затягивании нити. Наконец, в начале обучения возникает высокая внутри- и послеоперационная смертность из-за нарушения работы аорты или другого повреждения тканей, а также высокая вариативность степени стеноза у выживших животных.
Недавно оптимизированная процедура полосирования аорты была описана Melleby et al.10. Они представили метод ORAB (уплотнительное кольцо аортальной полосы) с меньшей дисперсией в стенозе и высоковоспроизводимыми уровнями перегрузки давлением с использованием нескользящего резинового уплотнительного кольца с фиксированным внутренним диаметром 0,71 мм, 0,66 мм и 0,61 мм. Короче говоря, уплотнительное кольцо разрезается, помещается вокруг восходящей арки и снова закрывается нитями. Другие ученые, использующие эти уплотнительные кольца, сообщили о меньшей вариабельности индуцированной гипертрофии сердца9. Они также наблюдали интра- и послеоперационную смертность, а также лучшую воспроизводимость и меньшую дисперсию в индуцированном гипертрофическом фенотипе 9,11. В настоящей статье описана процедура реализации этой уникальной стратегии в пошаговом протоколе. Опыт, которым поделился в этом отчете, поможет другим ученым улучшить свои методы в этой области.
Чтобы вызвать гипертрофию сердца, приводящую к сердечной недостаточности через 6 недель, 12-недельные мыши C57BL / 6N мужского пола рекомендуются для операции. Сравнение через 2 недели после полосирования аорты между подстренами мышей C57BL/6N и C57BL/6J показало тяжелую сердечную дисфункцию и связанную с ней повышенную смертность у мышей C57BL/6N. Поэтому они лучше подходят для моделей сердечной недостаточности12. Двенадцатинедельные самцы и самки мышей имеют оптимальный размер для обнажения аорты и размещения уплотнительного кольца специальными инструментами.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Эксперименты на животных проводились в соответствии с принципами регионального комитета (Ministerium für Energiewende, Landwirtschaft, Umwelt, Natur und Digitalisierung des Landes Schleswig-Holstein, номер разрешения: V242-21249/2020 [38-4/20]). Мыши, использованные для настоящего исследования, были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов). Животные содержались в стандартных условиях с 12-часовым светом, 12-часовым ночным циклом; вода и еда предлагались ad libitum.
1. Уход за животными
- Размещайте мышей в специализированных клетках с подстилкой, гнездовым материалом, укрытием и надлежащим доступом к питьевой воде и пище.
- Держите животных под постоянным специализированным ветеринарным контролем и лечением.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для мышей, заказанных внешними поставщиками, пожалуйста, обеспечьте 7 дней акклиматизации перед началом процедуры.
2. Подготовка уплотнительного кольца
ПРИМЕЧАНИЕ: Уплотнительное кольцо с фиксированным диаметром 0,4 мм рекомендуется индуцировать гипертрофию сердца через 2 недели. Степень и тяжесть индуцированного сердечного фенотипа зависят от размера диаметра уплотнительного кольца.
- Во-первых, выполните один разрез уплотнительного кольца (см. Таблицу материалов) под микроскопом с помощью ножниц или скальпеля, чтобы обеспечить размещение вокруг аорты (рисунок 1A, B).
- Проткните каждую сторону кольца близко к разрезу иглой, соединенной с 8-0 нерассасывающийся шов и натянуть нить. Отрежьте и оставьте 2-3 см с одной стороны и 2 см с другой стороны, чтобы закрепить уплотнительное кольцо вокруг аорты на заключительном этапе (рисунок 1C, D).
- Перед операцией возьмите средство для перевязки (видовой инструмент, см. Таблицу материалов) и потяните конец нити (которая держится дольше) одной кольцевой стороны через отверстие сужения (рисунок 1E, F). Отложите средство для перевязки с прикрепленным уплотнительным кольцом в сторону для размещения на следующем этапе (шаг 6).
- Для дезинфекции кольца нитками поместите кольцо в спиртовой раствор на полчаса. После этого выложите его на целлюлозу для высыхания. Держите высушенное кольцо в закрытой ванне или футляре до использования. Во время операции, после протягивания нити через средство перевязки, поместите кольцо на чистую поверхность до использования.
Рисунок 1: Выполнение подготовки уплотнительного кольца к перевязке. (А) Уплотнительное кольцо фиксированного диаметра разрезается ножницами или скальпелем с одной стороны. (B) Изображение уплотнительного кольца. (C) Каждая сторона уплотнительного кольца прокалывается со счетом 8-0 проленовая нить. (D) Уплотнительное кольцо, пробитое двумя нитями. (E) Нити одной кольцевой стороны уплотнительного кольца протягиваются через отверстие лигативного средства. (F) Конечное положение перед размещением: нити одной стороны помещаются через отверстие лигативного средства, в то время как нити другой стороны остаются свободными. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
3. Премедикация мышей и подготовка операционного поля
- Чтобы получить достаточную анальгезию во время операции, вводите анальгетик бупренорфин (0,1 мг/кг, см. Таблицу материалов) внутрибрюшинно за 20 мин до начала операции.
ПРИМЕЧАНИЕ: Для настоящего исследования обезболивающее использовалось в соответствии с рекомендациями Gesellschaft für Versuchstierkunde/Общества лабораторных наук о животных (GV-SOLAS). - После премедикации обезболивают мышь в индукционной камере 2%-4% изофлураном, смешанным с 0,5-1,0 л/мин 100%O2.
- Сбрить мех на левой стороне грудной клетки успокоенной мыши. После бритья поместите мышь обратно в камеру, заполненную изофлураном, и дождитесь достаточной седации, прежде чем интубировать животное.
ПРИМЕЧАНИЕ: Правильная точка седации показывает медленное дыхание, но позволяет избежать мгновенного дыхания. В зависимости от газовой установки изофлурана для достижения нужного уровня седации требуется 2-3 мин. - Включите грелку перед операцией, чтобы поддерживать температуру тела животного (37 °C). Подключите грелку к ректальному зонду (см. Таблицу материалов) для автоматического поддержания температуры тела мыши.
4. Интубация мышей
- Подготовьте необходимые приборы (рисунок 2А). Продезинфицируйте ларингоскоп перед операцией, поместив его в спирт примерно на 1-3 минуты, а затем оставив его для высыхания на ночь.
- Растяните резинку вокруг грелки, чтобы закрепить мышь передними зубьями на пластине. Поместите седативную мышь на грелку в лежачем положении.
- Поместите резинку на передние зубы животного, чтобы вытянуть шею на пластине.
- Сфокусируйте источник света на горле для хорошей видимости отверстия трахеи для эндотрахеальной интубации (рисунок 2B).
- Осторожно откройте рот одной рукой, позиционируя вспомогательное средство для интубации (ларингоскоп ручной работы, см. Таблицу материалов) (рисунок 2A[3]).
- Другой рукой и небольшими щипцами осторожно двигайте языком, чтобы очистить отверстие трахеи.
- Используйте эту руку также для введения эндотрахеальной трубки в трахею. С другой стороны, до сих пор держат интубационную помощь. Для интубации используйте канюлю весом 22 Г (см. Таблицу материалов) (рисунок 2A[1]).
- Подключите положение эндотрахеальной трубки через трехсторонний стоп-кран к вентилятору (см. Таблицу материалов) для мышей, чтобы подтвердить правильное положение эндотрахеальной трубки (эндотрахеальной).
- Контролируйте правильную вентиляцию в соответствии с инструкциями производителя (приливный объем 200 мкл и частота дыхания между 100-150 вдохами/мин) (рисунок 2C).
- Подтвердите достаточную глубину анестезии с помощью рефлекторной проверки пальца ноги (нет рефлекторного ответа).
- Превратите анестезиологическую установку в 2% изофлуран, смешанный с 0,5-1,0 л/мин 100% O2.
- Нанесите офтальмологическую мазь на глаза, чтобы избежать сухости во время операции.
- Используя ватный тампон, продезинфицируйте область операции 3 раза коммерчески доступным дезинфицирующим раствором (см. Таблицу материалов).
Рисунок 2: Интубация мыши. (А) Инструменты интубации: (1) В качестве эндотрахеальной трубки (без мандарина) используется канюля 22 Г и.В.; 2) щипцы; (3) Ларингоскоп ручной работы (деформированная/сплющенная канюля, склеенная деревянными палочками и лентой). (B) Выполнение интубации на расположенной грелке. (C) Интубированная мышь, подключенная к вентилятору. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
5. Хирургия и подготовка к позиционированию кольца
ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте стерильные материалы и инструменты, чтобы избежать инфекций.
- С помощью ножниц сделайте разрез кожи длиной 0,5-1 см в середине линии между клифовым отростком и левой подмышечной впадиной. Используйте щипцы, чтобы отделить мышечный слой от нижележащих ребер и поместить два втягивающих устройства (длиной 5 мм, см. Таблицу материалов) в разрез, чтобы обнажить грудную клетку.
- Чтобы начать левую торакотомию, выполните небольшой разрез (~1-2 мм) в межреберных мышцах между вторым и третьим ребром с помощью микропружинальных ножниц. Откройте грудную полость и распределите разрез щипцами под углом 45°.
- Поместите три ретрактора грудной клетки (длиной 1,0-2,5 мм) в разрез для открытия грудной полости для улучшения визуализации.
- Чтобы обнажить дугу аорты, попробуйте поднять вверх и аккуратно отделить тимус и жировую ткань от дуги тонким кончиком 45° угловыми щипцами.
6. Перевязка поперечной аорты уплотнительным кольцом
- Обнажите дугу аорты щипцами под углом 45° в одной руке. Поместите, с другой стороны, уплотнительное кольцо, соединенное с помощью лигирования через нити одной стороны (шаг 2).
- Пропустите нити с помощью средства перевязки под дугу аорты с каудальной стороны на черепную сторону поперечной аорты между брахиоцефальной и левой общей сонной артериями (рисунок 3А).
- Осторожно возьмите обе нити между средством перевязки и дугой аорты щипцами. Втяните и извлеките средство перевязки и аккуратно расположите уплотнительное кольцо вокруг арки, потянув резьбу с каждой стороны (рисунок 3B).
- После успешного позиционирования закрепите уплотнительное кольцо нитями и хирургическим узлом. Сделайте дополнительный, чтобы избежать вскрытия узла с каждой стороны (рисунок 3C).
Рисунок 3: Выполнение имплантации уплотнительного кольца. (А) Дуга аорты обнажается тремя втягивающими устройствами размером 1,0-2,5 мм. Обе длинные нити одной кольцевой стороны проходят под аорту. (B) Уплотнительное кольцо будет помещено путем осторожного нажатия кольца и вытягивания резьбы. (C) Уплотнительное кольцо находится в правильном положении, и одна черепная нить завязана каудальной нитью с каждой стороны. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
7. Шов и послеоперационное восстановление
- Извлеките из разреза три ретрактора грудной клетки (длиной 2,5 мм).
- При необходимости исключите остаточный воздух из грудной клетки, заполнив ее теплым 0,9% изотоническим раствором соли.
- Чтобы обнажить разрез грудной клетки для шва, снова возьмите два втягивателя (длиной 5 мм), чтобы зажать кожу сбоку.
- Закройте грудную клетку двумя или тремя 6-0 нерассасывающимися швами (см. Таблицу материалов) и отщипните отток вентилятора на 2 с, чтобы повторно сдуть легкие.
- Удалите два втягивающих средства и закройте кожу тремя-пятью 4-0-рассасывающимися швами.
- Выключите изофлуран и монитор. Когда животное начинает самодыхать, усы двигаются, и на пальце ноги могут срабатывать рефлексы защемления, экстубировать мышь. Положите мышь с левой стороны под тепловую лампу в ее блоке ухода и наблюдайте за ней, пока она полностью не проснется.
- Не оставляйте животное без присмотра до тех пор, пока оно не придет в достаточное сознание.
ПРИМЕЧАНИЕ: Животное, перенесшее операцию, должно получить собственное отделение по уходу (клетку) для лучшего выздоровления. - Проводят лечение боли трамадолом (1 мг/мл) в питьевой воде в течение 7 дней и бупренорфином (0,1 мг/кг, 3 раза в сутки) путем внутрибрюшинной инъекции в течение 3 дней после операции, если это необходимо.
ПРИМЕЧАНИЕ: Следуйте рекомендациям местного комитета по этике животных для послеоперационного обезболивания. - Проверяйте лекарства, ежедневно взвешивая бутылки с водой и наблюдайте за поведением животного.
8. Подтверждение успешного сужения и правильного положения кольца
- Через день после операции проверьте стеноз с помощью ультразвука, измерив максимальную скорость потока над стенозом.
- Для измерений используют эхокардиографию с ультразвуковой системой и датчиком зонда с частотой 30 МГц (см. Таблицу материалов).
- Как описано выше, поддерживают анестезию с помощью маски при 1,5%-2% изофлурана с 0,5-1,0 л/мин 100%O2.
- Поместите обезболенное животное на грелку в лежачем положении. Подключите грелку с ректальным зондом для поддержания температуры тела на уровне 37 °C ± 1 °C и контролируйте частоту сердечных сокращений с помощью ЭКГ с помощью четырех датчиков лап мыши (см. Таблицу материалов).
- Для лучшей визуализации используйте крем для депиляции.
- Успешно выполненный ORAB приводит к увеличению скорости потока над стенозом, измеренной ультразвуком (~ 2 400 мм / с) (рисунок 4C). Для этого измерения расположите головку преобразователя парастернально на правой стороне грудной клетки, чтобы локализовать дугу аорты с помощью двумерной (2D) визуализации («B-режим»).
- Используйте цветной допплер для визуализации кровотока в аорте и измерения с помощью импульсной волны допплеровской скорости кровотока над стенозом.
ПРИМЕЧАНИЕ: Мыши с фиктивной операцией (контрольная операция без сужения) показывают скорость кровотока ~ 600-900 мм / с. Кроме того, успешный ORAB также приводит к увеличению скоростного расхода между правой сонной артерией (~ 150 мм / с) (RC, рисунок 4A) и левой сонной (~ 300 мм / с) LC, рисунок 4B) в мыши.
- Используйте цветной допплер для визуализации кровотока в аорте и измерения с помощью импульсной волны допплеровской скорости кровотока над стенозом.
- Визуализируйте правую и левую артерию carotis interna с помощью двумерной (2D) визуализации (B-режим). Расположите головку преобразователя горизонтально на левой и правой сторонах шеи под углом 45° и используйте импульсную волну допплера для определения скорости кровотока.
ПРИМЕЧАНИЕ: У мышей с фиктивной операцией скорость потока в обеих артериях одинакова.
Рисунок 4: Подтверждение перевязки поперечной аорты с помощью импульсно-волнового доплеровского измерения скорости в сонных артериях. (А) Репрезентативная импульсная волна доплеровской скорости сигналов правой сонной артерии. (B) Стеноз приводит к более высокой скорости потока в правой сонной артерии, чем в левой. (C) Стеноз, вызванный сужением, приводит к скорости потока в нисходящей аорте более 2 400 мм/с. Фиктивные мыши показывают скорость потока 600-900 мм/с. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Как правило, полосатость аорты имитирует стеноз аорты человека и вызывает гипертрофию сердца у мышей. Успешная процедура характеризуется ремоделированием сердечной ткани, что выражается в гипертрофии сердца и снижении функции сердца 5,6.
Непосредственно через 1 день после операции эффект сужения уплотнительного кольца поперечной аорты можно определить in vivo с помощью эхокардиографии13. Успешная индукц...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Полосатость аорты на основе нитей / швов использовалась в течение многих лет, чтобы вызвать гипертрофию сердца при перегрузке давлением у мышей. Это устоявшийся метод исследования патомеханизмов ремоделирования сердца и прогрессирования заболевания in vivo. Ограничениями являются относительно высокая дисперсия в степени стеноза и, как следствие, ремоделирование. Недавно представленная техника ORAB, впервые описанная Melleby et al.10 , оптимизирует традиционный метод с помощью резинового ...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторам нечего раскрывать.
Благодарности
Эта работа была поддержана Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) для L.L., N.F. и O.J.M. (IVOLADMT-HF; ФКЗ 01КЦ2006А).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| 1 х длинные фиксаторы, 6 см | 18200-01 | ||
| 2 x Тупые втягивающие устройства, шириной 5 мм | 18200-11 | ||
| 2 коротких фиксатора, 3 см | 18200-02 | ||
| 2 х тонкий наконечник 45&� щипцы под углом | FST (инструменты тонкого размера) | 11160-10 | |
| 3 x Тупые втягивающие устройства, шириной 2,5 мм | 18200-10 | ||
| 3 x Провода для втягивания | 18200-05 | ||
| 4-0 рассасывающийся шовный материал (Викрил) | ETHICON | SABBKLT0 | Используется для наложения швов на кожу |
| 6-0 шовный материал (Пролен), размер иглы: 13 мм | ETHICON | JDP879 | Используется для наложения швов на грудную мышцу |
| 8-0 (Пролен), размер иглы: 6,5 мм | ETHICON | RHBECH | Используется для быстрого наложения кольца; |
| Коробка для анестезии, Маленький | аппарат Havard | 50-0108 | |
| C57BL/6N мыши | Charles River | ||
| Fluosorber Фильтр с активированным углем Канистра | Havard Аппарат Havard | 34-0415 | Используется для индукции и поддержания анестезии |
| Ручная работа laryngsopcope | Интубацииhelp | ||
| Гарвардский аппарат Анестетик Вапорайзер | Аппарат Havard | Используется для индуцирования и поддержания анестезии | |
| Грелка + ректальный зонд (LSI Letica Scientific Instruments:Термостат HB 101/2 ) | Аппарат Panlab/ Havard | Используется для контроля и поддержания температуры тела | |
| внутривенная канюля синяя 22-го калибра (Vasofix Braunü le 0,9 x 25 мм) | B/Braunsharing Expertise | 4268091B | Интубация |
| изофлуран | Бакстер | Анестезия | |
| Кодан (раствор бетадин) | Schü lke | 20003960-A | Дезинфекция |
| Приспособление для лигирования | FST (инструменты тонкого размера) | 18062-12 | Используется для выполнения операции с уплотнительным кольцом; |
| Освещение микроскопа: Schott VisiLED Set MC1500/S80-55 (+ контроллер) | Микроскоп SCHOTT | Ligth | |
| фотоаппарат (Leica IC80 HD) | Leica | используется для визуализации рабочего поля | |
| Комплексные системы анестезии MiniVac для мелких грызунов | аппарат Havard | 75-0233 | Используется для индукции и поддержания анестезии |
| Мышиный аппарат искусственной вентиляции легких MiniVent Type 845 | Havard Apparatus | 73-0044 | Используется для вентиляции легких во время хирургических операций; |
| Иглодержатель | FST (инструменты для тонкой печати) | TE-10804 | |
| Уплотнительное кольцо, нескользящая резина (0,0018 мм x 0,020 мм) | Изделия из Apple Rubber Products | Облегчение дуги аорты | |
| Ножницы | FST (инструменты тонкого размера) | 14040-09 | Используются для разрезания кожи и нитей |
| Система втягивания мелких животных (Набор для животных до 200 г) | FST (инструменты тонкого размера) | 18200-20 | |
| Маленькая опорная плита, 20 x 30 см | 18200-03 | ||
| Стол интегрированный с грелкой + ректальный зонд + ЭКГ и штатив для датчика | FujiFilm Visual Sonics Imaging System | Эхокардиография | |
| Темгезик (Бупренорфин) | Indivior UK Limited | 997.00.00 | Обезболивающее премедикирование |
| трехсторонний стопорный кран (синий) | |||
| Tramal (Tamadol) | Grü nental | Боль после лечения | |
| преобразователь MS400 (Visual Sonics) | визуализации звука FujiFilm | эхокардиографии | |
| Ультразвуковая система с кардиологическим пакетом | визуализации звука FujiFilm | эхокардиографии | |
| Пружинные ножницы Vannas - 2,5 мм Режущая кромка | FST (инструменты тонкого размера) | 15000-08 | Используются для разрезания межреберных мышц грудной клетки |
| Ветеринарная мазь | Бепантен | Используется для предотвращения пересыхания глаз |
Ссылки
- Frey, N., Olson, E. N. Cardiac hypertrophy: The good, the bad, and the ugly. Annual Review of Physiology. 65, 45-79 (2003).
- Bui, A. L., Horwich, T. B., Fonarow, G. C. Epidemiology and risk profile of heart failure. Nature Reviews Cardiology. 8 (1), 30-41 (2011).
- Bolli, R. New initiatives to improve the rigor and reproducibility of articles published in Circulation Research. Circulation Research. 121 (5), 472-479 (2017).
- Dunlay, S. M., Weston, S. A., Jacobsen, S. J., Roger, V. L. Risk factors for heart failure: A population-based case-control study. The American Journal of Medicine. 122 (11), 1023-1028 (2009).
- Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Circulation Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
- Rockman, H. A., et al. Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (18), 8277-8281 (1991).
- Hu, P., et al. Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 285 (3), 1261-1269 (2003).
- Mohammed, S. F., et al. Variable phenotype in murine transverse aortic constriction. Cardiovascular Pathology. 21 (3), 188-198 (2012).
- Nakao, Y., et al. O-ring-induced transverse aortic constriction (OTAC) is a new simple method to develop cardiac hypertrophy and heart failure in mice. Scientific Reports. 12, 85(2022).
- Melleby, A. O., et al. A novel method for high precision aortic constriction that allows for generation of specific cardiac phenotypes in mice. Cardiovascular Research. 114 (12), 1680-1690 (2018).
- Lindsey, M. L., Kassiri, Z., Virag, J. A. I., de Castro Bras, L. E., Scherrer-Crosbie, M. Guidelines for measuring cardiac physiology in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 733-752 (2018).
- Garcia-Menendez, L., Karamanlidis, G., Kolwicz, S., Tian, R. Substrain specific response to cardiac pressure overload in C57BL/6 mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 305 (3), 397-402 (2013).
- deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. Transverse aortic constriction in mice. Journal of Visualized Experiments. (38), e1729(2010).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Теги
