Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Интубация, центральный венозный катетер и установка артериального катетера у свиней для трансляционных исследований в абдоминальной трансплантационной хирургии

2.3K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/64780

⸱

3 февраля 2023 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Ajmera Transplant Program, University Health Network, Toronto General Hospital

В этой статье

Краткое содержание

Для получения наилучших возможных результатов хирурги, проводящие трансляционные исследовательские эксперименты, должны быть опытными в интубации и установке сосудистых капельниц. В этой статье описываются методы, используемые Лабораторией сохранения органов в Торонто для выполнения этих процедур.

Аннотация

Модели трансляционных хирургических исследований на свиньях имеют решающее значение для разработки безопасных доклинических протоколов. Тем не менее, успех экспериментальных операций зависит не только от хирургических навыков исследовательской группы; Периоперационный уход и процедуры лечения, такие как интубация, установка центрального венозного катетера и артериального катетера, необходимы и имеют первостепенное значение для благоприятных результатов эксперимента. Поскольку в исследовательских группах редко работают анестезиологи или любой другой персонал, кроме хирургической бригады, хирургическая бригада, участвующая в трансляционных исследованиях, должна приобрести и/или развить навыки для выполнения периоперационного ухода. Цель данной статьи – показать методы интубации, центрального венозного катетера и установки артериального катетера, которые использовались и совершенствовались в Лаборатории сохранения органов в Торонто в течение последних 10 лет, чтобы использовать их в качестве ориентира для будущих исследователей, присоединившихся либо к этой команде, либо к любой другой лаборатории, выполняющей протоколы трансляционных исследований в области трансплантации свиней и/или брюшной полости.

Введение

Экспериментальные модели свиней часто используются для изучения болезней человека из-за их схожих анатомических и физиологических свойств. Эти модели имеют решающее значение для разработки безопасных доклинических протоколов, но они также подвержены юридическим и этическим ограничениям1. Использование свиней для исследований должно осуществляться в наилучших возможных условиях, чтобы избежать ненужной гибели животных и страданий из-за осложнений анестезии, не связанных с исследовательским проектом.

Предоперационные методы и навыки, такие как интубация, установка центрального венозного катетера и установка артериального катетера, имеют важное значение для достижения успешных и воспроизводимых результатов.

Каждое животное, проходящее общую анестезию для хирургической процедуры, должно быть интубировано для поддержания открытых дыхательных путей, что обеспечивает вспомогательную вентиляцию легких и предотвращает аспирацию бронхо2. Наиболее распространенными положениями для интубации у свиней являются спинное, боковое и грудное лежание 3,4. Лежачее положение на грудине, как правило, легче для персонала, обученного интубации человека3, что и имеет место в данном исследовательском центре.

Хороший сосудистый доступ необходим для введения жидкостей, лекарств и забора образцов во время и после операции. Применение вазопрессоров широко распространено при операциях по трансплантации брюшной полости из-за гемодинамической нестабильности, возникшей в результате ишемии-реперфузионного повреждения. Введение вазопрессоров через периферический катетер может вызвать местное повреждение тканей из-за сосудосуживающего эффекта5. Установка центрального венозного катетера позволяет вводить большое количество жидкости и вазоппрезоров. Мы отдаем предпочтение чрескожной технике с помощью проводника для установки центрального катетера, поскольку она сводит к минимуму повреждение мягких тканей и сосудов6.

Требуется гемодинамическая стабильность животного во время операции, и артериальное давление является параметром, наиболее часто контролируемым дляэтой цели. Артериальная линия позволяет непрерывно измерять артериальное давление, что является более точным, чем традиционное неинвазивноеизмерение8, поскольку неинвазивные методы занижают значения во время гипертонии и завышают их во время гипотензии 7,8. Точное измерение артериального давления во время этих экспериментов имеет основополагающее значение для контроля количества жидкости и вазопрессоров, которые должны быть введены свинье.

Лаборатория по сохранению органов в Торонто использует модели свиней уже более 10 лет и на протяжении многих лет стандартизировала эти процедуры с отличными результатами. Несмотря на то, что в литературе можно найти и другие подходы к тем же процедурам, цель данной статьи состоит в том, чтобы представить методы, разработанные и усовершенствованные на протяжении многих лет в нашем учреждении.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все животные, использованные для этого исследования, получили гуманный уход в соответствии с «Принципами ухода за лабораторными животными», сформулированными Национальным обществом медицинских исследований, и «Руководством по уходу за лабораторными животными», опубликованным Национальными институтами здравоохранения, Онтарио, Канада. Все исследования были одобрены Комитетом по уходу за животными Общего научно-исследовательского института Торонто. В данном исследовании использовались 11-12-недельные самцы йоркширских свиней весом 30-40 кг.

1. Интубация

  1. Держите свиней не менее чем за 5 дней до процедуры, чтобы они могли приспособиться к окружающей среде и снизить общий уровень стресса
  2. Голодайте на свинье в течение 6 ч до анестезии.
  3. Обезболивайте свинью с помощью внутримышечной (в/м) инъекции кетамина (20 мг/кг) в качестве диссоциативного анестетика, мидазолама (0,15 мг/кг) для седативного эффекта и атропина (0,04 мг/кг) для уменьшения слюноотделения и бронхиального секрета в помещении содержания.
  4. Дайте О2 и изофлуран в дозе 5% с помощью маски после того, как свинья заснет не менее чем на 5 минут.
  5. Переместите свинью в транспортировочную тележку и перенесите в операционную (операционную).
  6. Поместите свинью в лежачее положение на операционном столе.
  7. Поместите вентиляционную маску с 2 л/минО2 и 5% изофлураном.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что у свиньи есть усилие на вдохе.
  8. Поместите зонд для насыщения крови кислородом на ухо свиньи.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Зонд также можно разместить на языке, хвосте, прибылом когтене3, губах или паховой складке.
  9. Попросите ассистента разместить электроды электродов электрокардиограммы и манжету для измерения артериального давления.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Электроды размещаются в правой подмышечной складке, левой подмышечной складке и левой паховой складке. Манжета для измерения артериального давления может быть размещена как на передней, так и на задней ноге.
  10. Проверьте расслабление челюсти после 4-5 минут вентиляции изофлураном в дозе 5%.
    ПРИМЕЧАНИЕ: если отмечается резистентность, продолжайте вентиляцию изофлураном еще 3 мин или до тех пор, пока челюсть не расслабится.
  11. Попросите помощника держать нижнюю челюсть вверх, верхнюю челюсть вниз и отвести язык в сторону.
  12. Вставьте ларингоскоп с прямым лезвием фрезера вниз по средней линии и приподнимите надгортанник.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте эндотрахеальную трубку, чтобы надавить вниз на мягкое нёбо и позволить надгортаннику выскочить (Рисунок 1).
  13. Визуализируйте голосовые связки и дважды опрыскайте их неаэрозольным спреем с лидокаином (10 мг/дозированная доза) для предотвращения спазмов во время интубации.
  14. Снимите ларингоскоп и замените кислородную маску на 30 с.
  15. Снимите кислородную маску, вставьте прямое лезвие Миллера вниз по средней линии и поднимите надгортанник. Вставьте эндотрахеальную трубку диаметром 7,0 мм за пределы голосовых связок.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При возникновении сопротивления или спазма голосовых связок повторите шаги 1.13 и 1.14.
  16. Удерживая эндотрахеальную трубку на месте, выдвиньте ларингоскоп и стилет.
  17. Надуйте манжету эндотрахеальной трубки 5-8 куб. см воздуха и подключите ее к датчику капнометрии, чтобы обеспечить правильное размещение трубки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Другие методы обеспечения правильной установки включают поиск грудных проводов, конденсацию в эндотрахеальной трубке и прослушивание двусторонних дыхательных шумов.
  18. Включите аппарат искусственной вентиляции легких и настройте на 15-20 вдохов в минуту, изофлуран до 2%-2,5%, дыхательный объем до 10-15 мл/кг массы тела, а пиковое давление на вдохе между 18-20 смH2O 9,10,11.
  19. Зафиксируйте эндотрахеальную трубку скотчем.
  20. Нанесите смазку для глаз, чтобы предотвратить сухость и образование язв во время процедуры.
  21. Обеспечьте надлежащую анестезию, оценив тонус челюсти и соответствующим образом отрегулировав дозу изофлурана. Жесткие мышцы нижней челюсти указывают на легкий уровень анестезии3.

2. Установка центрального венозного катетера

ПРИМЕЧАНИЕ: Выбор катетера зависит от типа используемой модели. Для моделей выживания используется катетер, который может быть туннелирован в конце процедуры. Для моделей терминалов используется более простая модель (см. Таблицу материалов).

  1. После интубации, когда свинья находится в лежачем положении, продезинфицируйте обе стороны шеи либо раствором йода, либо хлоргексидина.
  2. Подготовьте катетер, промыв его 5–10 мл физиологического раствора и убедившись, что внутри него нет воздуха. Поместите расширитель через катетер.
  3. Осмотрите и протестируйте направляющую проволоку, чтобы убедиться в правильности ее характеристик и функции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Направляющая проволока должна свободно перемещаться внутри оболочки и не должна иметь дефектов или изломов. Если замечены какие-либо изменения, замените проводник.
  4. Определите следующие три ориентира на шее свиньи: (1) каудальная ветвь нижней челюсти, (2) краниальная манубриум и (3) краниальная точка правого плеча, образованная большим бугорком плечевой кости6 (рис. 2).
  5. Вставьте иглу искателя, прикрепленную к шприцу объемом 5 мл, в центр треугольника, образованного тремя ориентирами под углом 45° от кожи и направленного в сторону каудальной стороны, при этом слегка оттягивая эмбол шприца.
  6. Как только яремная вена будет найдена, извлеките шприц из иглы-искателя и стабилизируйте иглу, положив большой палец на ступицу иглы. Убедитесь, что игла искателя закреплена на месте.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если есть подозрение, что кровь, вытекающая из иглы, является артериальной, немедленно извлеките иглу и надавите на нее в течение 5 минут.
  7. Введите проводник в иглу искателя и продвигайтесь вперед в наружную яремную вену (техника Сельдингера12). Сопротивление должно быть минимальным или отсутствовать. Снимите иглу искателя и удерживайте направляющий провод на месте.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте трассу ЭКГ, чтобы убедиться, что проводник не проникает слишком глубоко. Если отмечаются изменения сердечного ритма, слегка удалите проводник.
  8. Вставьте кончик 11-го лезвия в место прокола и сделайте разрез (около 0,5 см) для расширителя и катетера.
  9. Проведите расширитель и катетер через проводник, чтобы расширить кожу и подкожную клетчатку. Оказавшись на месте, извлеките расширитель из катетера.
  10. Отсасывайте из просвета катетера, чтобы обеспечить правильный поток, и промойте 5-10 мл физиологического раствора.
  11. Втяните катетер в кожу с помощью шелкового шва 0 и убедитесь, что катетер надежно закреплен13.

3. Установка артериального катетера

Примечание: Каротидное расположение артериальной линии является предпочтительным, поскольку оно обеспечивает более прямой путь к сердцу, а сосуды шейки больше, чем бедренные сосуды11. Предпочтительно, чтобы артериальная линия располагалась на контралатеральной стороне центрального венозного катетера и под прямым наблюдением; Если такой возможности нет, его можно разместить на той же стороне, что и венозный катетер.

  1. Сделайте вертикальный разрез в 5-7 см медиально к трахее с помощью ручки для прижигания (рисунок 3).
  2. Рассеките подкожную клетчатку и плоскость между кожной клетчаткой и мышцами колли11.
  3. Рассеките лицевую плоскость между трахеей и грудиномастовидной мышцей, чтобы локализовать и открыть влагалище сонной артерии11 (рисунок 4).
  4. Используйте тупое расслоение, чтобы изолировать общую сонную артерию (рисунок 5).
  5. Поместите две шелковые завязки 2-0 вокруг сонной артерии для контроля сосудов и перевяжите дистальную артерию (Рисунок 6).
  6. Поместите под артерию щипцы под прямым углом.
  7. Попросите ассистента провести проксимальную завязку и ввести кончик ангиокатической иглы в сонную артерию под углом 45°. Как только появится вспышка крови, слегка продвинуте иглу под небольшим углом, а затем продвигайте катетер только в артерию.
  8. Извлеките иглу, удерживая катетер на месте.
  9. Прикрепите катетер к артериальному катетеру, аспирируйте и промойте 5-10 мл физиологического раствора, чтобы убедиться в отсутствии сопротивления.
  10. Наложите повязку вокруг катетера и артерии, чтобы зафиксировать катетер.

4. Послеоперационный уход (модель выживаемости)

  1. Проложите туннельный катетер венозного катетера и зафиксируйте его на шее свиньи.
  2. Как только животное станет гемодинамически стабильным и его можно будет отлучать от вазопрессоров, удалите катетер артериальной линии, перевяжите дистальную сторону сонной артерии и проверьте гемостаз. Закройте рану непрерывным швом.
  3. Переместите свинью в транспортировочную тележку и расположите ее в кормовом положении.
  4. Выключите изофлуран и наблюдайте за свиньей до тех пор, пока не появятся признаки восстановления после анестезии (движения и дыхание против аппарата искусственной вентиляции легких).
  5. Выключите аппарат искусственной вентиляции легких, как только будут отмечены эффективные спонтанные дыхания, но поддерживайте подачу O2 на уровне 2 л/мин.
  6. Выключите подачу O2 через 10-15 минут. Свинья должна быть в состоянии поддерживать сатурацию не менее 94% самостоятельно. Если это не так, снова включите O2 и повторите оценку еще через 5-10 минут.
  7. Переместите свинью обратно в загон, как только она сохранит насыщение O2 .
    ПРИМЕЧАНИЕ: Свинью следует переместить обратно в загон с установленной эндотрахеальной трубкой.
  8. Удалите эндотрахеальную трубку, как только появятся признаки глотания и/или жевания (через 2-4 часа после окончания операции).
  9. Следите за свиньей в ее загоне и никогда не оставляйте ее одну. После того, как свинья экстубирована и может сохранять стернальное положение, ее можно оставить без присмотра.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мониторинг свиньи во время операции является обязательным, а нормальные параметры, ожидаемые во время операции, показаны в таблице 1 3,14. Приблизительная продолжительность, необходимая для выполнения каждой процедуры, приведена в таблице 2.

Как упоминалось ранее, эта лаборатория выполняет эти процедуры в течение последних 10 лет. За этот период было проведено 595 экспериментов на печени, 277 экспериме...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Каждый исследовательский центр должен создать свои собственные протоколы и рекомендации по моделям трансляционных исследований; Тем не менее, следует придерживаться некоторых основных правил, чтобы гарантировать успешный результат.

Во-первых, свинья должна быть подвергнута физическому осмотру, как только она прибудет в жилищный объект. В общей сложности 5-7 дней кондиционирования необходимо перед процедурой, чтобы снизить уровень стресса и позволить свинье вос...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,9% натрия хлорид для орошения, USPBaxterJF7124Солевой
ангиокат 16 GA 1,88 , 1,7 x 48 ммBD381157
Атропина сульфат (8 мг/20 мл - 0,4 мг/мл)West-Ward1773320 мл флакон
Cook TPN Single Lumen Cathether SetCook medical G08132с набором интродьюсеров 10 Fr
Hickman 9.6 F однопросветный катетер CVBard600560
Laryngoscope Heine
Midazolam (5 мг/мл)Sandoz46237968флакон 10 мл
Miller blade 4Heine185 мм длина лезвия
Narketan (Кетамин - 100 мг/мл)Vetoquinal8-0022350 мл флакона 
Носовая трахеальная трубка с манжетой  7,0 мм ВН Covidien86450
Optixcare смазка для глаз для собак и кошекAventix591430420 г
Набор для введения чрескожной оболочки со встроенным клапаном гемостаза/боковым портом для использования -7,5 Fr. КатетерыArrowSI-098808,5 Fr, 10 см, 0,035 дюйма диаметр. Пружинная направляющая проволоки
Универсальная электрохирургическая прокладка: Разделенная с помощью шнура3M9165
Valleylab Rocker Switch Pencil КобураCovidienE2515H
Xylocaine 10% Spray AstraZeneca73050036лидокаин (10 мг/дозированная доза)

Ссылки

  1. Dehoux, J. P., Gianello, P. The importance of large animal models in transplantation. Frontiers in Bioscience: A Journal and Virtual Library. 12, 4864-4880 (2007).
  2. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), e2652(2011).
  3. Swindle, M. M. Swine in the Laboratory Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , Taylor & Francis Group, .CRC Press. (2015).
  4. Chum, H., Pacharinsak, C. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41 (11), 309-311 (2012).
  5. Prasanna, N., et al. Safety and efficacy of vasopressor administration through midline catheters. Journal of Critical Care. 61, 1-4 (2021).
  6. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  7. Kuck, K., Baker, P. D. Perioperative noninvasive blood pressure monitoring. Anesthesia and Analgesia. 127 (2), 408-411 (2017).
  8. Pour-Ghaz, I., et al. Accuracy of non-invasive and minimally invasive hemodynamic monitoring: where do we stand. Annals of Translational Medicine. 7 (17), 421(2019).
  9. Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909(2015).
  10. Parmentier, C., et al. Normothermic ex vivo pancreas perfusion for the preservation of pancreas allografts before transplantation. Journal of Visualized Experiments. (185), e63905(2022).
  11. McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocols. 7 (8), 1479-1496 (2012).
  12. Graham, A. S., Ozment, C., Tegtmeyer, K., Lai, S., Braner, D. A. V. Central venous catheterization. The New England Journal of Medicine. 356 (21), 21(2009).
  13. Taylor, R. W., Palagiri, A. V. Central venous catheterization. Critical Care Medicine. 35 (5), 1390-1396 (2007).
  14. Reed, R., et al. Accuracy of an oscillometric blood pressure monitor in anesthetized pigs. Laboratory Animals. 52 (5), 490-496 (2018).
  15. Musk, G. C., Costa, R. S., Tuke, J. Body temperature measurements in pigs during general anaesthesia. Laboratory Animals. 50 (2), 119-124 (2016).
  16. Aggarwal, S., Kang, Y., Freeman, J. A., Fortunato, F. L., Pinsky, M. R. Postreperfusion syndrome: Hypotension after reperfusion of the transplanted liver. Journal of Critical Care. 8 (3), 154-160 (1993).
  17. Manning, M. W., Kumar, P. A., Maheshwari, K., Arora, H. Post-reperfusion syndrome in liver transplantation-An overview. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (2), 501-511 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Хирургия свинейметодика интубациипериоперационный уходхирургические моделидоклинические протоколыконсервация органов

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.