Аритмии очень распространены и клинически очень актуальны; Тем не менее, текущее лечение остается в значительной степени недостаточным, поскольку большинство терапевтических стратегий сосредоточены только на симптомах, а не на причинных механизмах аритмии. Таким образом, срочно необходимо лучшее понимание сложных механизмов заболевания для разработки новых, инновационных и причинно-следственных методов лечения.
Целью данной коллекции методик JoVE является предоставление непредвзятого и разнообразного набора протоколов, позволяющих всесторонне исследовать различные аспекты аритмогенеза.
Измененный гомеостаз кальция является одним из признаков аритмогенеза, но остается сложным для исследования, поскольку необходимо учитывать множество аспектов, каждый из которых требует определенных методов для изучения 1,2. В этой коллекции методов Tomsits et al. предлагают протокол, который позволяет выделить кардиомиоциты предсердий и желудочков от одной и той же мыши и одновременно исследовать как кальциевый ток L-типа, так и кальциевые транзиенты3. Таким образом, этот протокол позволяет исследователям исследовать нарушения кальция более глобально и в то же время сокращать численность животных, что представляет собой значительное научное и этическое улучшение.
Тем не менее, патчирование изолированных клеток остается сложным, трудоемким и малопроизводительным экспериментом4. Чтобы решить эту проблему, Seibertz et al. разработали протокол с использованием потенциал-чувствительного красителя для измерения потенциалов действия в индуцированных плюрипотентными стволовыми клетками кардиомиоцитахчеловека5. Поскольку этот метод не требует обширного обучения (как это необходимо для зажима пластыря) и может быть применен с использованием относительно недорогой экспериментальной установки, этот протокол имеет широкое применение.
Помимо кардиомиоцитов, другие типы клеток (например, фибробласты или макрофаги) также играют важную роль в электрофизиологии 6,7,8. Для исследования специфичных для типа клеток эффектов в системе проводимости Xia et al. предоставляют пошаговое руководство по идентификации синусового узла (SAN) и атриовентрикулярного узла (AVN) у мышей 9,10 с последующей микродиссекцией и сортировкой флуоресцентных активированных клеток (FACS) для выделения и изучения макрофагов9 или с помощью иммунофлуоресцентной визуализации в целом. Это позволяет идентифицировать различные типы клеток, оценить трехмерную структуру и изучить экспрессию специфических белков клеточного типа в SAN/AVN10.
Кроме того, записи с использованием многоэлектродной матрицы (MEA) могут быть выполнены на таких цельных массивах, как представлено Kumar et al.11. Этот метод является отличным дополнением к используемым в настоящее время методам, поскольку он относительно быстрый и простой, а также обеспечивает превосходное пространственное разрешение. Он позволяет проводить фармакологические вмешательства и может быть легко применен к другим конкретным областям сердца (например, AVN).
Вегетативная нервная система играет важную роль в электрофизиологии12,13,14, и существуют стратегии лечения, такие как симпатэктомия 15,16,17,18 или абляция сердечных ганглиев19. Тем не менее, механистическая основа до сих пор в значительной степени неизвестна, тем более что анатомические структуры вегетативной нервной системы у мышей нелегко доступны. В этом выпуске Шершель и др. представляют протокол, который позволяет идентифицировать и препарировать звездчатые ганглии у мышей для изучения экспрессии генов и белков в различных типах клеток. Это позволит изучить новые аспекты вегетативного ремоделирования.
Изучение электрофизиологии на клеточном уровне имеет решающее значение для изучения фундаментальных механизмов. Тем не менее, исследования in vivo на животных моделях все еще необходимы для проверки клеточных данных и подтверждения (пато-)физиологической значимости идентифицированных целевых структур21. Мыши используются наиболее широко, но особенно сложным является процесс создания трансгенных мышей. В этом выпуске Shimura et al. представляют протокол с использованием редактирования генов CRISPR-Cas9 для конкретного изучения сложных регуляторных ролей усеченных белков и их эффектов in vivo. Для этого они создали трансгенную мышиную модель, содержащую одну точечную мутацию в гене GJA1, кодирующем коннексин-43. Это приводит к регулярному выражению полноразмерного Cx43, но уменьшенному выражению усеченного Cx4322.
Одним из основных ограничений исследований in vivo является необходимость анестезии животных во время экспериментов, что может влиять на различные электрофизиологические параметры и, таким образом, может не отражать «истинную» ситуацию. Телеметрические устройства, с другой стороны, позволяют изучать бодрствующих и свободно движущихся мышей в течение длительных периодов времени от нескольких недель до месяцев25,26. Ретцер и др. описывают, как имплантировать телеметрические устройства для одновременной регистрации частоты сердечных сокращений и артериального давления у мышей, что, в частности, позволяет исследовать автономную нервную систему и барорефлекторную чувствительность.
Несмотря на то, что телеметрические устройства являются очень мощными инструментами, остается главная проблема: как анализировать эти большие наборы данных. Для решения этой проблемы Томситс и др. разрабатывают протокол для анализа телеметрических записей ЭКГ стандартизированным полуавтоматическим способом. Следуя их протоколу, исследователи могут получить основные параметры ЭКГ (например, частоту сердечных сокращений или интервал PR) и провести скрининг на индивидуально определенные аритмии (например, паузы, бради-/тахикардия). Важно отметить, что они также обсуждают проблемы и подводные камни записи и анализа телеметрических ЭКГ, включая некоторые рекомендации по улучшению качества сигнала.
Недавно разработанные медицинские устройства, такие как протезы клапанов, тщательно тестируются на животных моделях перед их применением на людях29. Тем не менее, исследования на здоровых животных не могут быть полностью применимы к людям, особенно к тем,кто ранее перенес операцию. Чтобы преодолеть такие ограничения, Grab et al. разработали протокол 3D-печати индивидуальных, специфичныхдля пациента моделей сердца. Их модели эластичны и напоминают биомеханические свойства, а также гемодинамические характеристики, схожие с человеческими пациентами; Эти модели позволяют обучать врачей, тестировать новые интервенционные процедуры или устройства, а также планировать индивидуальные стратегии лечения, особенно у пациентов со сложной анатомией.
Протоколы, представленные в этой коллекции методов JoVE, помогут многим исследователям в изучении электрофизиологии и аритмий. Основное преимущество этой коллекции заключается в том, что она обеспечивает усовершенствования и инновации для традиционных технологий, а также демонстрирует новые подходы к изучению различных аспектов аритмогенеза. Таким образом, эта коллекция поможет расширить наше понимание этих сложных заболеваний и, в конечном итоге, разработать инновационные методы лечения пациентов с аритмией.