Method Article

Рабочий процесс "Cell Surface Capture" для количественного определения протеома клеточной поверхности без меток

DOI:

10.3791/64952

⸱

March 24th, 2023

 ,  , 
1Department of Laboratory Medicine, University of California, San Francisco, 2Department of Biosciences and Bioengineering, Indian Institute of Technology Bombay, 3Deptartment of Bioengineering and Therapeutic Sciences, University of California, San Francisco, 4Chan Zuckerberg Biohub

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь мы описываем рабочий процесс протеомики для характеристики протеома клеточной поверхности различных типов клеток. Этот рабочий процесс включает в себя обогащение белков клеточной поверхности, последующую подготовку образцов, анализ с использованием платформы LC-MS/MS и обработку данных с помощью специализированного программного обеспечения.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

За последнее десятилетие протеомика, основанная на масс-спектрометрии, позволила глубоко охарактеризовать биологические системы в широком спектре приложений. Протеом клеточной поверхности («поверхностный») при заболеваниях человека представляет значительный интерес, поскольку белки плазматической мембраны являются основной мишенью большинства клинически одобренных методов лечения, а также ключевым свойством, с помощью которого можно диагностически отличать больные клетки от здоровых тканей. Тем не менее, целенаправленная характеристика мембранных и поверхностных белков клетки остается сложной задачей, в первую очередь из-за сложности клеточных лизатов, которые маскируют белки, представляющие интерес, другими белками с высокой численностью. Чтобы преодолеть этот технический барьер и точно определить протеом клеточной поверхности различных типов клеток с помощью масс-спектрометрической протеомики, необходимо обогатить клеточный лизат белками клеточной поверхности перед анализом на масс-спектрометре. В данной статье подробно описан рабочий процесс мечения белков клеточной поверхности из раковых клеток, обогащения этих белков из клеточного лизата и последующей подготовки образцов для масс-спектрометрического анализа.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Белки служат основными единицами, с помощью которых осуществляется большинство клеточных функций. Характеристика структуры и функции соответствующих белков является важным шагом для понимания биологических процессов. За последнее десятилетие достижения в области технологии масс-спектрометрии, аналитического программного обеспечения и баз данных позволили точно обнаруживать и измерять белки в масштабе всего протеома1. Протеомика, основанная на масс-спектрометрии, может быть использована в самых разных приложениях, от фундаментального научного анализа биохимических путей до идентификации новых мишеней для лекарств в трансляционных условиях, диагностики и мониторинга заболеваний в классе clinic2. При скрининге новых мишеней для лекарств особенно важна характеристика протеома клеточной поверхности, поскольку более 65% одобренных в настоящее время препаратов для человека нацелены на белки клеточной поверхности3. Область иммунотерапии рака также полностью полагается на специфические для рака антигены клеточной поверхности для нацеливания и специфического уничтожения опухолевых клеток4. Таким образом, протеомика, основанная на масс-спектрометрии, может служить многообещающим инструментом для идентификации новых белков клеточной поверхности для терапевтических вмешательств.

Однако существует несколько ограничений при использовании обычных методов протеомики для исследования опухолевых клеток на предмет новых мишеней для белков клеточной поверхности. Основная проблема заключается в том, что поверхностные белки составляют очень малую долю от общего числа белковых молекул в клетке. Таким образом, фрагменты этих белков маскируются большим обилием внутриклеточных белков при выполнении масс-спектрометрического анализа класса полноклеточного лизата5. Это ограничение затрудняет точную характеристику протеома клеточной поверхности с помощью традиционного рабочего процесса протеомики. Чтобы решить эту проблему, необходимо разработать способы обогащения белков клеточной поверхности из лизата всей клетки перед анализом на масс-спектрометре. Один из таких методов включает в себя окисление и мечение биотином гликозилированных белков клеточной поверхности в интактных клетках, а также последующее обогащение этих биотинилированных белков из лизата с помощью нейтравидина, процесс, который был назван "захватом клеточной поверхности"6. Поскольку ~85% белков поверхности клеток млекопитающих считаются гликозилированными7, это служит эффективным методом обогащения протеома клеточной поверхности из всего клеточного лизата. В этой статье описывается полный рабочий процесс, начиная с культивируемых клеток, мечения биотина на клеточной поверхности и последующей подготовки образцов для масс-спектрометрического анализа (Рисунок 1). При нескольких повторениях этот метод обеспечивает надежное покрытие протеома клеточной поверхности конкретного образца. Использование этого метода для характеристики протеома клеточной поверхности как опухолевых, так и здоровых клеток может способствовать открытию новых антигенов клеточной поверхности для идентификации потенциальных иммунотерапевтических мишеней8.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ПРИМЕЧАНИЕ: Клетки плазмоцитомы AMO1 использовались для этого эксперимента с протеомом клеточной поверхности. Тот же протокол может быть использован и для других типов клеток, включая широкий спектр суспензионных и адгезивных клеточных линий9, а также различные типы первичных образцов10. Тем не менее, количество клеток (исходный материал для эксперимента) обычно должно быть оптимизировано для эквивалентного покрытия протеома. Подробную информацию о материалах и оборудовании см. в Таблице материалов. Подробнее о буферах и растворах реагентов и их составе см. Таблица 1.

1. Мечение поверхности клетки биотином

  1. Подсчитайте культивируемые клетки и гранулы примерно 3,5 × 107 живых клеток путем центрифугирования (5 мин при 500 × г, 24 °C).
    Примечание: Клетки плазмоцитомы AMO1 пропускали со свежей средой каждые 3 дня до забора.
  2. Аспирируйте надосадочную жидкость и ресуспендируйте гранулу, добавив 1 мл холодного (4 °C) фосфатно-солевого буфера Дульбекко (D-PBS) (без кальция и магния) и осторожно пипетируйте вверх и вниз.
  3. Снова гранулируйте ячейки (как в шаге 1.1) и повторите этап промывки (шаг 1.2) еще раз (всего два промывки).
  4. После второй промывки гранулируйте клетки (как в шаге 1.1) и ресуспендируйте их в 990 мкл холодного D-PBS путем аккуратного пипетирования.
  5. Предварительно приготовьте стоковый раствор 160 мМ метапериодата натрия (NaIO4). Разделите на 50 мкл аликвот и храните при температуре -20 °C до 6 месяцев. Добавьте 10 мкл 160 мМ раствора метапериодата натрия в клеточную суспензию на стадии 1.4, тщательно перемешайте и инкубируйте на торцевом роторе в течение 20 мин при 4 °С.
  6. После завершения инкубации гранулируйте клетки (как на шаге 1.1), сцедите надосадочную жидкость и повторно суспендируйте в 1 мл холодной D-PBS. Повторите этот шаг промывки дважды (всего три промывки). После третьего промывки повторно суспендируйте клетки в 989 мкл D-PBS.
  7. Предварительно приготовьте стоковый раствор 100 мМ биоцитина гидразида. Разделите на 50 мкл аликвот и храните при температуре -20 °C до 6 месяцев. Добавьте 1 мкл анилина и 10 мкл 100 мМ биоцитина гидразида в клеточную суспензию на этапе 1.6, тщательно перемешайте и инкубируйте на торцевом роторе в течение 60 мин при 4 °C.
  8. После завершения инкубации гранулируйте клетки (как на шаге 1.1), сцедите надосадочную жидкость и повторно суспендируйте в 1 мл холодной D-PBS. Повторите этот шаг промывки дважды (всего три промывки).
  9. После третьего промывки осторожно отасуньте надосадочную жидкость с помощью пипетки и заморозьте клеточную гранулу, поместив пробирку в жидкость N2. Поместите замороженную гранулу при температуру -80 °C, пока она не будет готова, чтобы приступить к лизису и вытягиванию.

2. Лизис клеток и извлечение биотина

  1. Разморозьте замороженную клеточную гранулу на льду.
  2. Добавьте в гранулу 500 μл 2-кратного буфера для лизиса, тщательно перемешайте и перемешайте в течение 30 с.<бр/> ПРИМЕЧАНИЕ: Для полного лизирования гранул может потребоваться энергичное пипетирование и вортексирование. Некоторое количество нерастворимых остатков (т.е. ДНК) приемлемо, так как они удаляются на следующей стадии ультразвуковой обработки.
  3. Ультразвуком нанесите лизат клеток на лед (три всплеска, по 20 с каждый, 60% рабочий цикл).
  4. Центрифугируйте лизат для удаления остатков мусора (10 мин при 17 200 × г при 4 °C).
  5. Пока лизат центрифугируется, добавьте в фильтрационную колонку 100 мкл гранул агарозной смолы нейтравидина. Подсоедините колонку к вакуумному коллектору, примените легкий вакуум и промойте шарики, пролив на них 3 мл буфера для промывки 1.
  6. Снимите фильтрационную колонну с вакуумного коллектора, закройте дно крышкой и добавьте в колонку с шариками осветленный клеточный лизат. Закройте крышку верхней части колонны и инкубируйте лизат с шариками на роторе «встык» в течение 120 минут при температуре 4 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При закрытии верхней части колонки крепко удерживайте нижнюю крышку на месте, иначе она может сместиться, и лизат клеток может вытечь во время инкубации.
  7. Приготовьте буферы для промывки 1, 2 и 3 (примерно по 5 мл каждого буфера для промывки на образец, см. таблицу 1) и поместите их на водяную баню при температуре 42 °C
    8. После того как
  8. лизат завершит инкубацию, поместите фильтрационную колонку обратно на вакуумный коллектор, примените слабый вакуум и промойте шарики, пролив на них 5 мл промывочного буфера 1><. ПРИМЕЧАНИЕ: Для промывки можно использовать более 5 мл буферов для стирки; Дополнительная стирка может уменьшить фоновую неспецифическую привязку к бусинам.
  9. Повторите шаг промывки с 5 мл буфера для промывки 2.
  10. Повторите шаг промывки с 5 мл буфера для промывки 3.
  11. После того, как окончательный буфер для промывки полностью пройдет через валики, снимите колонну с коллектора. Добавьте 100 мкл раствора «Lyse» в шарики и перенесите их в микроцентрифугу объемом 1,7 мл с низким связыванием белка с помощью пипетки. Кратковременно поверните трубку, чтобы шарики осели, и удалите 50 μл раствора, не нарушая осевшие шарики.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для реагентов на этом этапе и на всех последующих этапах используется коммерчески доступный набор для подготовки образцов протеомики. Набор обеспечивает оптимизированный и упрощенный процесс подготовки образцов. Тем не менее, эти шаги также могут быть выполнены независимо от набора, используя традиционный рабочий процесс протеомики, как описано в Verma et al.9. Если бусины остаются прилипшими к боковой или нижней части колонки, дайте шарикам, которые были перенесены в трубку, осесть, и используйте дополнительный раствор «Lyse» в трубке, чтобы перенести оставшиеся бусины.
  12. Поместите трубку на нагревательный блок/шейкер при температуре 65 °C и встряхивайте со скоростью 1 000 об/мин в течение 10 мин.<бр/> ПРИМЕЧАНИЕ: Этот этап необходим для восстановления и алкилирования остатков цистеина перед перевариванием.

3. Переваривание белка

  1. Суспендировать высушенный трипсин (пробирка «Digest» в наборе, хранящаяся при -20 °C), добавив 210 мкл раствора «Resuspend». Пипетируйте раствор вверх и вниз несколько раз, чтобы убедиться, что весь высушенный трипсин снова суспендирован.
  2. После завершения инкубации добавьте в шарики 50 мкл ресуспендированного раствора трипсина. Инкубируйте пробирку при температуре 37 °C, встряхивая при 500 об/мин в течение не менее 90 минут, чтобы переварить белок.
  3. Как только разложение будет завершено, переложите раствор, содержащий гранулы, в спиновую колонку и вставьте колонку в микроцентрифугу объемом 1,7 мл с низким связыванием белка. Вращайте пробирку (500 × г в течение 5 минут при комнатной температуре [RT]), чтобы отделить переваренный пептидный раствор от гранул.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе обработка ПНГазы может быть выполнена на гранулах после их отделения от пептидного раствора, чтобы вымыть биотинилированные фрагменты пептида из гранул стрептавидина. Затем этот образец пептида может быть перенесен на оставшуюся часть рабочего процесса в качестве отдельного вторичного образца пептида, который может быть проанализирован и сравнен с первичным образцом, полученным в результате трипсинизации на шарике. Подход PNGase, вероятно, предоставит дополнительные данные для трипсинизации на бусинах, учитывая дополнительную специфичность для захваченных N-гликозилированных аспарагинов на основе MS-обнаруживаемой модификации боковой цепи12. Однако недостатком этого подхода с последовательным элюированием является требование двукратного увеличения времени измерения масс-спектрометра на анализ образца.
  4. Добавьте 100 мкл раствора "Стоп", чтобы остановить реакцию пищеварения и подкислить пептидный раствор.

4. Пептидное обессоливание

  1. С помощью адаптера для пробирки поместите обессоливающую колонну в микроцентрифугу объемом 1,7 мл с низким связыванием белка. Добавьте в колонку весь раствор подкисленного пептида. Вращайте колонну (3 800 × г в течение 3 минут) так, чтобы раствор протекал через колонну. Теперь пептиды связаны с колонкой; Откажитесь от протока.
  2. Добавьте в колонку 200 μл раствора "Wash 1" и отжмите (3 800 × г в течение 3 минут, RT). Откажитесь от проточной части.
  3. Добавьте в колонку 200 μL раствора "Wash 2" и отжмите (3 800 × г в течение 3 минут, RT). Откажитесь от проточной части.
  4. Перенесите колонку в новую, помеченную микроцентрифужную пробирку объемом 1,7 мл с низким связыванием белка. Добавьте в колонку 100 μл раствора "Elute" и отжмите (3 800 × г в течение 3 мин, RT). Добавьте в колонку еще 100 μL раствора "Elute" и отжимайте (3 800 × г в течение 3 мин, RT). Теперь пептиды вымываются из колонки в пробирку.
  5. Поместите пептидный раствор в вакуумную центрифугу и дайте ему высохнуть в течение ночи. Поместите высушенные пептиды при температуре -80 °C до тех пор, пока они не будут готовы к количественному определению, и проанализируйте их на масс-спектрометре.

5. Ресуспендирование пептидов и количественное определение

  1. Суспендировать высушенные пептиды в 20 мкл растворителя А (0,1% муравьиной кислоты, 2% ацетонитрила).
  2. Центрифугируйте ресуспендированные пептиды (17 200 × г в течение 10 минут) для удаления нерастворимого мусора.
  3. Подготовка стандартов пептидов для количественного определения колориметрических пептидов.
    1. Поместите 5 мкл стокового раствора пептида 1 000 мг/мл в одну лунку 96-луночного планшета.
    2. Проведите семиступенчатое серийное разведение в планшете с деионизированной (DI) водой следующим образом, по 5 мкл каждого стандарта на лунку: 1 000 мг/мл, 500 мг/мл, 250 мг/мл, 125 мг/мл, 62,5 мг/мл, 31,25 мг/мл и 15,625 мг/мл. Налейте 5 μл деионизионной воды в восьмую лунку для заготовки.
  4. Налейте 4 мкл деионизионной воды в три отдельные лунки 96-луночного планшета. Добавьте 1 мкл раствора ресуспендированного пептида в каждую лунку, общий объем 5 мкл<бр/> ПРИМЕЧАНИЕ: При пипетировании пептидного раствора для количественного определения тщательно пипетируйте его с верхней части раствора, чтобы не потревожить осевший мусор.
  5. Рассчитайте, сколько требуется рабочего реагента (45 мкл на лунку). Подготовить необходимый объем рабочего реактива колориметрического анализа; Вихревой рабочий реагент обеспечивает правильное перемешивание компонентов.
  6. Добавьте по 45 мкл рабочего реагента в каждую из стандартных и пробных лунок.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сделайте стандарты в двух экземплярах и используйте многоканальную пипетку, чтобы обеспечить минимальную разницу во времени добавления реагента в лунки.
  7. Накройте тарелку алюминиевой фольгой и выдерживайте при температуре 37 °C в течение 15 минут.
  8. Проанализируйте пластину с помощью автоматического считывателя пластин. Используйте значения поглощения, записанные для стандартных образцов, для построения линейной стандартной кривой. Определите уравнение стандартной кривой и величину R2. Если значение R2 является приемлемым (≥0,95), используйте стандартную кривую для определения концентрации ресуспендированных пептидов с учетом пятикратного разведения в колориметрической пластине.

6. Жидкостная хроматография-тандемная масс-спектрометрия (ЖХ-МС/МС) анализ переваренных пептидов

  1. Отрегулируйте концентрацию образцов пептидов до 0,2 мкг/л, добавив растворитель А, и перенесите 10 мкл в пробирку объемом 0,6 мл с низким связыванием белка.
  2. Поместите пробирку в автосамплер LC.
  3. Установите параметры LC и MS/MS, согласно Рисунок 2 и Рисунок 3.
  4. Введите 5 мкл (1 мкг) образца пептида в установку LC-MS/MS для анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Показанные здесь настройки LC-MS/MS являются только репрезентативными для иллюстраций. В зависимости от доступности прибора LC и MS пользователи могут изменять настройки градиента LC и параметров MS/MS для получения глубокого покрытия протеома. Для данной работы анализ данных РС был выполнен с помощью MaxQuant https://www.maxquant.org/, вторичный анализ данных был выполнен с использованием Perseus https://maxquant.net/perseus/, а анализ путей — с использованием https://reactome.org/.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Для этого эксперимента мы охарактеризовали протеом клеточной поверхности опухолевой клеточной линии, пометив N-гликозилированные мембранные белки интактных клеток биотином и обогатив эти меченые белки из цельного клеточного лизата с помощью нейтравидина вниз (Рисунок 1). Кроме того, мы провели протеомный анализ с использованием ЖХ-МС/МС для характеристики обогащенных белков клеточной поверхности. В отличие от анализа протеома всей клетки, здесь цель состояла в том, чтобы охарактериз...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протеомика, основанная на масс-спектрометрии, является мощным инструментом, который позволил непредвзято охарактеризовать тысячи неизвестных белков в ранее невозможных масштабах. Этот подход позволяет нам идентифицировать и количественно оценить белки, а также получить ряд аналитических сведений о структурных и сигнальных способностях клеток и тканей, характеризуя разнообразие белков, присутствующих в конкретном образце. Выходя за рамки глобального профилирования белка в образце, масс-спектрометрия позволяет нам охаракте...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих финансовых интересов.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарим доктора Камаля Мандала (Департамент лабораторной медицины, UCSF) за помощь в организации прогона LC-MS/MS, Диптарупа Бисваса (BSBE, IIT Бомбей) за помощь в анализе данных и доктора Одри Ривза (Департамент лабораторной медицины, UCSF) за помощь в анализе данных. Связанная с этим работа в лаборатории A.P.W. поддерживается NIH R01 CA226851 и Chan Zuckerberg Biohub. Рисунок 1 и рисунок 2В выполнены с использованием BioRender.com.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Kits
96X iST Набор для подготовки образцовPreOmicsP.O.00027Proteomics. Включает реагенты для восстановления, алкилирования и пищеварения. Также включают в себя обессоливающие колонны и реагенты.
Набор для количественного определения пептидов Pierce QuantitreThermo23275 Включает в себя пептидные стандарты и компоненты рабочих реагентов.
<сильно>Реагенты
АцетонитрилFisherA955-1
Бикарбонат аммонияМиллипор Sigma09830-1KG
Биоцитин гидразидBiotium90060
D-PBS (без солей кальция и магния)UCSF Cell Culture FacilityCCFAL003-225B01
Муравьиная кислотаHoneywell94318
Halt Ингибитор протеазы и фосфатазы Одноразовый коктейльThermo1861280
высокой емкостью Нейтравидин Агарозная смолаThermo29204
Фосфатный буфер с солевым растворомUCSF Клеточная культураCCFAL001-22J01
RIPA Лизис Буфер, 10xMillipore Sigma20-188
Хлорид натрияFisherBP358-212
Метапериодат натрияАльфа Аэсар13798
Трипановый синий краситель (0,4%)Gibco15250-061
Ультрачистый 0,5 М ЭДТА, pH 8,0Инвитроген15575-038
Мочевина (протеомная степень)VWRM123-1KG
прочный>Оборудование
TC20 Автоматический счетчик ячеекBio-Rad1450102
PrismR микроцентрифугаLabnet InternationalC2500-R-230V
СонификаторVWRBranson Сонифель 240
Вакуумный коллекторPromega PromegaVac-Man
Встряхивающий термоблокEppendorfEppendorf Термомиксер C
Сквозной ротаторРевольвер LabnetРегулируемый ротатор
LCThermoUltimate 3000 HPLC и UHPLC
Q Exactive Plus Hybrid Quadrapole Orbitrap Масс-спектрометрThermoIQLAAEGAAPFALGMBDK
Считыватель микропланшетовBiotekBiotek Synergy 2 
Вакуумный концентраторLabconco7810010
Supplies
1,5 мл Protein LoBind ПробиркиEppendorf22431081
1,7 мл Микроцентрифужные пробирки
Фильтрационные колонкиBio-Rad7326008
Спиновые колонкиThermo69725
.<

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Aebersold, R., Mann, M. Mass-spectrometric exploration of proteome structure and function. Nature. 537 (7620), 347-355 (2016).
  2. Aslam, B., Basit, M. B., Nisar, M. A., Khurshid, M., Rasool, M. H. Proteomics: technologies and their applications. Journal of Chromatographic Science. 55 (2), 182-196 (2017).
  3. Bausch-Fluck, D., et al. The in silico human surfaceome. Proceedings of the National Academy of Sciences. 115 (46), 10988-10997 (2018).
  4. Takahashi, Y., et al. Research advance in tumor specific antigens: A narrative review. AME Medical Journal. 6, 35(2021).
  5. Li, Y., Qin, H., Ye, M. An overview on enrichment methods for cell surface proteome profiling. Journal of Separation Science. 43 (1), 292-312 (2020).
  6. Wollscheid, B., et al. Mass-spectrometric identification and relative quantification of N-linked cell surface glycoproteins. Nature Biotechnology. 27 (4), 378-386 (2009).
  7. Chandler, K. B., Costello, C. C. Glycomics and glycoproteomics of membrane proteins and cell-surface receptors: present trends and future opportunities. Electrophoresis. 37 (11), 1407-1419 (2016).
  8. Ferguson, I. D., et al. The surfaceome of multiple myeloma cells suggests potential immunotherapeutic strategies and protein markers of drug resistance. Nature Communications. 13 (1), 4121(2022).
  9. Karcini, A., Lazar, I. M. The SKBR3 cell-membrane proteome reveals telltales of aberrant cancer cell proliferation and targets for precision medicine applications. Scientific Reports. 12 (1), 10847(2022).
  10. Köhnke, T., et al. Integrated multiomic approach for identification of novel immunotherapeutic targets in AML. Biomarker Research. 10 (1), 43(2022).
  11. Verma, A., Kumar, V., Ghantasala, S., Mukherjee, S., Srivastava, S. Comprehensive workflow of mass spectrometry-based shotgun proteomics of tissue samples. Journal of Visualized Experiments. (177), e61786(2021).
  12. Leung, K. K., et al. Broad and thematic remodeling of the surfaceome and glycoproteome on isogenic cells transformed with driving proliferative oncogenes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 117 (14), 7764-7775 (2020).
  13. Nix, M. A., et al. Surface proteomics reveals CD72 as a target for in vitro-evolved nanobody-based CAR-T cells in KMT2A/MLL1-rearranged B-ALL. Cancer Discovery. 11 (8), 2032-2049 (2021).
  14. Cox, J., et al. Andromeda: a peptide search engine integrated into the MaxQuant environment. Journal of Proteome Research. 10 (4), 1794-1805 (2011).
  15. Waldman, A. D., Fritz, J. M., Lenardo, M. J. A guide to cancer immunotherapy: from T cell basic science to clinical practice. Nature Reviews Immunology. 20 (11), 651-668 (2020).
  16. Hosen, N., et al. The activated conformation of integrin β7 is a novel multiple myeloma-specific target for CAR T cell therapy. Nature Medicine. 23 (12), 1436-1443 (2017).
  17. Costa, A. F., Campos, D., Reis, C. A., Gomes, C. Targeting glycosylation: A new road for cancer drug discovery. Trends in Cancer. 6 (9), 757-766 (2020).
  18. Gundry, R. L., Boheler, K. R., Van Eyk, J. E., Wollscheid, B. A novel role for proteomics in the discovery of cell-surface markers on stem cells: Scratching the surface. Proteomics. Clinical Applications. 2 (6), 892-903 (2008).
  19. Itzhak, D. N., et al. A mass spectrometry-based approach for mapping protein subcellular localization reveals the spatial proteome of mouse primary neurons. Cell Reports. 20 (11), 2706-2718 (2017).
  20. Kirkemo, L. L., et al. Cell-surface tethered promiscuous biotinylators enable comparative small-scale surface proteomic analysis of human extracellular vesicles and cells. eLife. 11, 73982(2022).
  21. Wojtkiewicz, M., Berg Luecke, L., Kelly, M. I., Gundry, R. L. Facile preparation of peptides for mass spectrometry analysis in bottom-up proteomics workflows. Current Protocols. 1 (3), 85(2021).
  22. Välikangas, T., Suomi, T., Elo, L. L. A comprehensive evaluation of popular proteomics software workflows for label-free proteome quantification and imputation. Briefings in Bioinformatics. 19 (6), 1344-1355 (2018).
  23. Cox, J., Mann, M. MaxQuant enables high peptide identification rates, individualized p.p.b.-range mass accuracies and proteome-wide protein quantification. Nature Biotechnology. 26 (12), 1367-1372 (2008).
  24. Bausch-Fluck, D., et al. A mass spectrometric-derived cell surface protein atlas. PLoS One. 10 (3), 0121314(2015).
  25. Griss, J., et al. ReactomeGSA-efficient multi-omics comparative pathway analysis. Molecular & Cellular Proteomics. 19 (12), 2115-2125 (2020).
  26. Waas, M., et al. SurfaceGenie: a web-based application for prioritizing cell-type-specific marker candidates. Bioinformatics. 36 (11), 3447-3456 (2020).
  27. Mellacheruvu, D., et al. The CRAPome: a contaminant repository for affinity purification-mass spectrometry data. Nature Methods. 10 (8), 730-736 (2013).
  28. van Oostrum, M., et al. Classification of mouse B cell types using surfaceome proteotype maps. Nature Communications. 10 (1), 5734(2019).
  29. Berg Luecke, L., Gundry, R. L. Assessment of streptavidin bead binding capacity to improve quality of streptavidin-based enrichment studies. Journal of Proteome Research. 20 (2), 1153-1164 (2021).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Cell Surface ProteomeSurfaceome AnalysisCell Surface CaptureMass Spectrometry ProteomicsMembrane Protein EnrichmentPlasma Membrane ProteinsLabel Free QuantificationLiquid ChromatographyPeptide QuantificationTargeted Proteomics

Related Articles