Методическая статья

Трансгенные манипуляции с членистоногими переносчиками: инструменты для изучения трансмиссивных болезней

15 декабря 2023 г.

В этой статье

Редакционная статья

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Питающиеся кровью членистоногие, такие как комары, клещи и москитные мухи, переносят несколько значимых с медицинской точки зрения патогенов, многие из которых недостаточно изучены и не имеют адекватной терапии. Поэтому для предотвращения передачи болезни часто требуется нацеливание на членистоногих1. Например, комплексная борьба с переносчиками болезней (КБПБ) представляет собой комплексную структуру, направленную на повышение эффективности традиционных методов борьбы с переносчиками, таких как инсектициды, путем их дополнения более инновационными методами, такими как генетический контроль2. В этой специальной коллекции рассказывается о разнообразии трансгенных членистоногих, создаваемых для изучения трансмиссивных болезней и борьбы с ними, а также о технических и творческих навыках, необходимых для создания таких генетически модифицированных организмов.

Отношения членистоногие-патоген-хозяин развиваются в течение многих лет, формируя генетику всех затронутых видов 3,4,5. Модельные системы, как правило, недостаточны для изучения членистоногих, питающихся кровью, потому что их биология и поведение специфичны для вида. Молекулярные энтомологи должны воссоздать сложную среду, которая позволяет питаться кровью и размножаться, чтобы отдельные виды можно было регулярно поддерживать и изучать в лаборатории в контролируемых условиях. Выращивание членистоногих гематофагов требует как биологических знаний, так и «тщательного внимания квалифицированных специалистов»6. По этой причине неудивительно, что векторная биология находится на переднем крае генетических инноваций.

Несмотря на то, что этот специальный выпуск посвящен созданию трансгенных членистоногих в различных родах, возникает одна центральная тема: этот процесс требует пристального внимания к деталям, четкого понимания биологии организма и изобретательного мышления. Louradour et al.7 подчеркивают проблемы адаптации методов эмбриональной микроинъекции к переносчикам паразитов Leishmania, а именно к песчаным мухам, которые откладывают очень мелкие яйца. Свежеснесенные яйца перекладывают на отдельные кусочки черной фильтровальной бумаги на предметное стекло микроскопа с покровным стеклом и аккуратно выстраивают для микроинъекций. Уровень влажности, качество подготовленных материалов и тщательность, с которой выполняется процесс, — это лишь несколько переменных, определяющих, будет ли техника успешной. Жесткая микроинъекция яйцеклетки клеща сопряжена с определенным набором проблем – толстый внешний слой воска на эмбрионах, твердый хорион и высокое внутриовальное давление8. Sharma et al. описывают процедуры у Ixodes scapularis, которые преодолевают эти препятствия путем удаления воскового слоя, размягчения хориона и высыхания яиц8. К ним относятся удаление органа Гене (восковой железы) у самок, откладывающих яйца, сбор яиц в течение 24 ч после откладки, а затем помещение яиц в 1% раствор хлорида натрия примерно на 1 ч перед микроинъекцией.

Можно обойти эмбриональные микроинъекции, вводя куколкам или взрослым особям механизм, который редактирует или подавляет гены. Benetta et al. описывают эту технику с использованием двух методов доставки яичников – рецептор-опосредованной яичниковой трансдукции груза (ReMOT Control) или разветвленных амфифильных пептидных капсул (BAPC), а также двух стратегий инъекций (либо фемтоджет, либо аспираторная трубка) паразитической осе Nasonia vitripennis9. Куколки выстраивали в линию и прикрепляли к предметному стеклу микроскопа с помощью клея, чтобы облегчить процесс инъекции и снизить смертность9. Взрослых, с другой стороны, обезболивали льдом, чтобы пользователь мог поддерживать самку щипцами во время инъекции в живот.

В дополнение к CRISPR/Cas9-опосредованному редактированию генов, в этом выпуске рассматриваются и другие технологии генной инженерии, используемые в членистоногих, включая сайт-направленную φC31-рекомбиназу и GAL4-UAS. Первый, описанный Adolfi et al., обеспечивает сайт-направленную интеграцию трансгенного груза attB-flanked для одиночной интеграции или рекомбиназ-опосредованного кассетного обмена у переносчиков малярии Anopheles gambiae и Anopheles stephensi10. Эта технология позволяет осуществлять направленное на место внедрение в ранее установленные стыковочные линии, что упрощает валидацию, избегая позиционных эффектов и последующих схем спаривания, необходимых для стабильной генетической линии10. Другой метод, двудольная система GAL4-UAS, используется Poulton et al. для получения трансгенных Anopheles gambiae , которые экспрессируют трансгенные кассеты пространственно-временным, тканеспецифичным образом, даже за счетсерьезных затрат на физическую подготовку. Благодаря своей гибкости эта система позволяет исследователям проводить скрининг фенотипов и делать выводы о функциях генов, которые в противном случае были бы невозможны.

Действительно, трансгенный груз часто сопряжен с издержками приспособленности членистоногого; поэтому Williams et al. изложили простые протоколы для измерения затрат на приспособленность у трансгенных комаров Aedes aegypti 12. К ним относятся плодовитость, размер и форма крыльев, фертильность, соотношение полов, жизнеспособность, время развития, вклад самцов и продолжительность жизни взрослыхособей. Такие измерения приспособленности могут быть использованы для сравнения здоровья трансгенных комаров, полученных в ходе исследований, или для моделирования скорости фиксации трансгенов в математических моделях.

Методологические детали в этих рукописях визуально иллюстрированы для облегчения воспроизведения. Представлены различные молекулярные и энтомологические методы: определение пола и скрининг куколок комаров на флуоресцентные маркеры11,12; комбинирование и очищение донора и хелпера φC31 плазмидных смесей10; инъекции взрослым драгоценным осам внутрибрюшной полости9; выравнивание яиц песчаных мух для микроинъекций7; и абляция восковых желез клеща8. Учитывая широту методов, рассмотренных в этом специальном выпуске, как любителям, так и экспертам предлагается взглянуть на основы создания генетически модифицированных членистоногих. Эти методы являются основой для изучения физиологии членистоногих и взаимодействия переносчиков и патогенов, что имеет важное значение для разработки новых стратегий, снижающих трансмиссивные заболевания.

Раскрытие информации

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была профинансирована NIH, грант номер R01 AI130085, и NIH Division of Intramural Research Program: AI001246.

Ссылки

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Luckhart, S., Lindsay, S. W., James, A. A., Scott, T. W. Reframing critical needs in vector biology and management of vector-borne disease. PLoS Neglected Tropical Diseases. 4 (2), e566(2010).
  2. Marcos-Marcos, J., et al. economic evaluation, and sustainability of integrated vector management in urban settings to prevent vector-borne diseases: a scoping review. Infectious Disease of Poverty. 7 (1), 83(2018).
  3. Titus, R. G., Ribeiro, J. M. The role of vector saliva in transmission of arthropod-borne disease. Parasitology Today. 6 (5), 157-160 (1990).
  4. Ribeiro, J. M. Blood-feeding arthropods: live syringes or invertebrate pharmacologists. Infect Agents and Disease. 4 (3), 143-152 (1995).
  5. McManus, K. F., et al. Population genetic analysis of the DARC locus (Duffy) reveals adaptation from standing variation associated with malaria resistance in humans. PLOS Genetics. 13 (3), 1006560(2017).
  6. Crampton, J. M., Beard, C. B., Louis, C. The molecular biology of insect disease vectors: a methods manual. 1, Chapman & Hall. 3-20 (1997).
  7. Louradour, I., et al. Sand Fly (Phlebotomus papatasi) embryo microinjection for CRISPR/Cas9 mutagenesis. Journal of Visualized Experiments. (165), e61924(2020).
  8. Sharma, A., Pham, M., Harrell, R. A., Nuss, A. B., Gulia-Nuss, M. Embryo injection technique for gene editing in the black-legged tick, Ixodes scapularis. Journal of Visualized Experiments. (187), e64142(2022).
  9. Benetta, E. D., Chaverra-Rodriguez, D., Rasgon, J. L., Akbari, O. S. Pupal and adult injections for RNAi and CRISPR gene editing in Nasonia vitripennis. Journal of Visualized Experiments. (166), e61892(2020).
  10. Adolfi, A., Lynd, A., Lycett, G. J., James, A. A. Site-directed φC31-mediated integration and cassette exchange in Anopheles vectors of malaria. Journal of Visualized Experiments. (168), e62146(2021).
  11. Poulton, B. C., et al. Using the GAL4-UAS system for functional genetics in Anopheles gambiae. Journal of Visualized Experiments. (170), e62131(2021).
  12. Williams, A., et al. Quantifying fitness costs in transgenic Aedes aegypti mosquitoes. Journal of Visualized Experiments. (199), e65136(2023).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

ResearchGenetic EngineeringDisease TransmissionEpidemiology

Похожие статьи