Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Использование катетера Хикмана для долгосрочного сосудистого доступа в доклинической модели свиней

6.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/65221

⸱

31 марта 2023 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Laboratory, Johns Hopkins University School of Medicine, 2Department of Molecular and Comparative Pathobiology, Research Animal Resources, Johns Hopkins University School of Medicine

В этой статье

Краткое содержание

Описан надежный и воспроизводимый подход к введению и поддержанию туннельного катетера Хикмана для длительного сосудистого доступа у свиней. Установка центрального венозного катетера позволяет удобно проводить ежедневный забор цельной крови у бодрствующих животных и внутривенное введение лекарств и жидкостей.

Аннотация

Центральные венозные катетеры (ЦВК) являются бесценными устройствами в исследованиях на крупных животных, поскольку они облегчают широкий спектр медицинских применений, включая мониторинг крови и надежное внутривенное введение жидкостей и лекарств. В частности, туннельный многопросветный катетер Хикмана (HC) обычно используется в свиноводческих моделях из-за его более низкой частоты извлечения и осложнений. Несмотря на меньшее количество осложнений по сравнению с другими ЦВК, заболеваемость, связанная с ГЦ, представляет собой серьезную проблему, поскольку она может значительно задержать или иным образом негативно повлиять на текущие исследования. Правильное введение и поддержание ГЦ имеет первостепенное значение для предотвращения этих осложнений, но единого мнения о передовой практике нет. Целью данного протокола является всестороннее описание подхода к введению и поддержанию туннельного ГЦ у свиней, который смягчает осложнения и заболеваемость, связанные с ГЦ. Использование этих методов на свиньях >100 привело к получению патентных линий без осложнений в течение 8 месяцев и отсутствию смертности, связанной с катетером, или инфекции вентральной области хирургического вмешательства. Этот протокол предлагает метод оптимизации срока службы HC и рекомендации по решению проблем во время использования.

Введение

Незаменимая роль центральных венозных катетеров (ЦВК) в уходе за пациентами обусловлена их удобством, благоприятным профилем безопасности и универсальностью1. Функции ЦВК включают надежный доступ для полного парентерального питания, трансплантации гемопоэтических стволовых клеток, плазмафереза/афереза и эффективного введения жидкости, крови или сопутствующих препаратов2. В ветеринарии ЦВК также сводят к минимуму дискомфорт животных за счет быстрого разведения раздражающих препаратов и забора крови без повторной венепункции3. Несмотря на их широкое применение, использование ЦВК в исследованиях на крупных животных по-прежнему сопряжено с рядом серьезных проблем4.

Чрескожное введение ЦВК через проводник или вводящий катетер может быть затруднительным для исследователей, не являющихся ветеринарами, особенно у животных с глубокими венозными структурами5. Неправильная техника установки ЦВК может привести к непреднамеренному размещению в близлежащих конструкциях, что потребует установки под контролем УЗИ или рентгенографии положенияпосле процедуры 6. Однако, по сравнению с человеческими операционными, ультразвук не всегда доступен во многих крупных исследовательских лабораториях на животных. Кроме того, длительное использование постоянных катетеров может привести к перегибу катетера, проколу, инфицированию или удалению животными с возможным нарушением своевременного лечения, клинического мониторинга и результатов исследований 4,7. Замена ЦВК требует дополнительных ресурсов, включая закупку материалов, планирование хирургического вмешательства, время голодания и рентгенологический доступ. Таким образом, осложнения, связанные с CVC, могут создавать значительные технические и финансовые барьеры или препятствовать продуктивным трансляционным исследованиям, особенно в свиноводстве. Загрязнение пищей или фекалиями, царапины о стенки клетки и удары ногами по местам раздражения могут поставить под угрозу ЦВК, а риск осложнений, связанных с ЦВК, усиливается при длительном использовании. Таким образом, безопасное и несложное содержание ЦВК у свиней требует тщательного рассмотрения выбора, размещения, защиты, санитарии и наблюдения за ЦВК.

Катетер Хикмана (HC), используемый в этом протоколе, представляет собой туннельный CVC с манжетой из полиэстера и от одного до трех просветов, который обычно используется для длительного внутривенного доступа у людей и животных 1,4,8,9. Туннельный катетерный подход связан с более низкой частотой осложнений и затратами на техническое обслуживание по сравнению с нетуннельными вариантами10,11,12. Манжета уменьшает удаление HC, встраиваясь в подкожные ткани, окружающие место выхода кожи. Многопросветная конструкция также позволяет разделять введение лекарств и забор крови, тем самым сводя к минимуму загрязнение образца крови и неточность. Несмотря на это, использование ГЦ не обходится без проблем, наиболее распространенными из которых являются перелом, миграция, окклюзия и инфекция13,14,15,16. Таким образом, правильная установка и обслуживание HC являются незаменимыми навыками при использовании в трансляционных исследованиях. Тем не менее, в современной литературе содержится мало рекомендаций по передовой практике применения ГЦ у свиней во время длительных испытаний 5,6,17.

Целью данного исследования является определение оптимального подхода к введению ГК во внутреннюю яремную вену (IJV), обеспечению безопасности кожи и длительной защите, которая сводит к минимуму долгосрочные осложнения и дискомфорт, связанные с катетером, у свиней. В книгу включено обсуждение важных соображений по использованию УВ, потенциальных проблем, с которыми можно столкнуться, и модификаций, которые могут улучшить качество этого подхода.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры с животными проводились в соответствии с протоколом для животных, утвержденным Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Университета Джонса Хопкинса. Линии свиней-самцов и самок, подвергающихся размещению HC, включают миниатюрных свиней из колонии свиней Массачусетской больницы общего профиля (MGH), свиней Юкатана и свиней, скрещенных в Йоркшире, от сельскохозяйственного поставщика (20-40 кг). Возраст свиней варьировался от 3 до 10 месяцев, когда был помещен HC. HC может быть установлен в любое время относительно экспериментальной процедуры животного. Тем не менее, рекомендуется сделать это заранее, чтобы можно было собрать исходные показатели крови. Также рекомендуется дать свиньям период акклиматизации не менее 1 недели, прежде чем подвергаться каким-либо экспериментальным манипуляциям.

1. Предоперационное планирование

  1. Перед операцией попросите ветеринара провести тщательную клиническую оценку всех животных.
  2. Голодать животным (без твердой пищи) не менее чем за 12 часов до процедуры. Всегда предоставляйте воду вволю . Взвесьте животных для контролируемого введения препарата.
  3. В день операции усыпляйте животных кетамином (20-30 мг/кг) и ксилазином (2-3 мг/кг внутримышечно), смешанными в один шприц. При необходимости медленно внутривенно вводят седативные средства (кетамин и ксилазин) [в/в]. Нанесите стерильную офтальмологическую мазь на глаза, чтобы предотвратить высыхание во время анестезии.
  4. Установите внутривенный катетер в краевую ушную вену и вводите поддерживающую жидкость в дозе 5-10 мл/(кг∙ч) 0,9% физиологического раствора или лактатного раствора рингера (LRS) на протяжении всей процедуры.
  5. Когда животное находится в спинном положении лежа, поместите эндотрахеальную трубку соответствующего размера, подключите ее к наркозному аппарату и обеспечьте искусственную вентиляцию легких (поддерживаемую изофлураном в концентрации 0,5-3% при 1-2 лО2/мин).
  6. Назначают упреждающую анальгезию (0,02 мг/кг бупренорфина внутривенно); При необходимости вводят дополнительные дозы бупренорфина интраоперационно. Профилактическое введение антибиотиков (20-22 мг/кг цефазолина внутривенно) за 10 мин до начала операции и каждые 90 мин интраоперационно. Введите протоникс (0,5-1,0 мг/кг в/в) и маропинт цитрат (1 мг/кг в/в) один раз до начала операции.
  7. Побрейте вентральную и дорсальную шейку, которая будет служить местом для установки центрального венозного катетера. Выполните предварительную подготовку операционного поля с помощью хлоргексидинового скраба.
  8. Убедитесь, что свинья находится в соответствующей плоскости хирургического анестетика. Оцените глубину анестетика, проверив тонус глаз и челюсти. При необходимости увеличьте дозу ингаляционного анестетика или медленно вводите дополнительные седативные средства (например, кетамин) внутривенно для достижения эффекта.
  9. Переложите свиней на операционный стол.

2. Интраоперационный мониторинг

  1. Во время поддерживающей анестезии постоянно контролируйте частоту сердечных сокращений и электрокардиографию, неинвазивное артериальное давление, пульсоксиметрию, капнографию и температуру пищевода или прямой кишки, регистрируя не реже чем каждые 15 минут.
    1. Неинвазивный контроль артериального давления с помощью манжеты для измерения артериального давления на конечности или хвосте.
    2. Используйте аппарат искусственной вентиляции легких для более точного регулирования дыхания и введения ингаляционной анестезии. Для параметров аппарата ИВЛ убедитесь, что дыхательный объем находится в пределах 5-10 мл/кг. Регулируйте частоту дыхания на протяжении всей процедуры в зависимости от глубины анестезии животного; установите максимальный предел давления 20 мм рт.ст.
  2. Используйте одеяло или прокладку с теплым воздухом с регулируемой температурой на протяжении всей операции, чтобы предотвратить переохлаждение.

3. Хирургическая подготовка

  1. Назначьте, по крайней мере, двух человек, которые должны быть стерильными (хирург и ассистент) и не менее двух человек, которые должны быть нестерильными (циркулятор и анестезиолог).
  2. Под общим наркозом расположите свинью в вентральном положении лежа на операционном столе так, чтобы ее ноги были закреплены для стабилизации (рис. 1).
  3. Асептически подготовить операционное поле тремя чередующимися скрабами хлоргексидина и 70% этанола с последующим ионофором на поверхности кожи в течение минимального времени контакта 10 мин. Проведите стерильную подготовку следующих двух зон:
    1. На вентральной стороне простираются от угла нижней челюсти до середины грудины и простираются билатерально до латеральной границы грудино-ключично-сосцевидного отростка. Расположите стерильные полотенца вдоль границ стерильно подготовленного участка.
    2. На дорсальной стороне подготовьте дорсолатеральную шею ипсилатерально к целевому IJV. Положите стерильные полотенца под спинную шею и поверх спинного поля, чтобы сохранить стерильность во время работы в вентральном поле.
  4. Накройте свиней стерильной простыней. Вырежьте прямоугольный участок в драпировке, чтобы обнажить брюшное поле.
  5. На отдельном столе, покрытом стерильной драпировкой, подсоедините двухпросветный HC к длинному интродьюсеру.
    1. Прикрутите клавы к адаптерам замка Люэра в конце каждой линии просвета (широкий: красный; узкий: белый). Промойте красные и белые линии 10 мл 0,9% физиологического раствора. Затем зажмите обе линии.

4. Идентификация и препарирование внутренней яремной вены

  1. В вентральном поле делают разрез 4 см между трахеей и медиальной границей грудино-ключично-сосцевидной кости (рис. 2). Разделите платизму и рассеките соединительную ткань, чтобы выявить IJV на латеральной границе грудино-ключично-сосцевидной мышцы.
  2. Изолируют 3-4 см IJV, разделив его ветви 4-0 покрытыми и плетеными нерассасывающимися шовными стяжками. По окружности рассекают в сторону от окружающей соединительной ткани. Создайте две нерассасывающиеся шовные стяжки с покрытием и оплеткой для подвешивания и стабилизации IJV во время введения катетера (Рисунок 3).
    1. На краниальном конце IJV дважды проденьте покрытую и плетеную нерассасывающуюся шовную повязку дважды под сосуд, чтобы создать петлю вокруг него.
    2. На каудальном конце IJV проденьте покрытую и плетеную нерассасывающуюся шовную повязку один раз под сосуд, чтобы создать стропу.
  3. Освободите вытяжение от шовных завязок. Поместите стерильную марлю, пропитанную физиологическим раствором, в место операции, чтобы защитить сосуд и сохранить место завязывания.

5. Подготовка места выхода катетера

  1. Переместите свинью с помощью бокового наклона в сторону нехирургической стороны, чтобы обнажить ипсилатеральное дорсальное хирургическое поле. Закрепите конечности (рисунок 4).
  2. С помощью скальпеля с лезвием #10 сделайте прокол в коже 0,5 см в нужном месте выхода катетера – 3 см латеральнее позвоночного столба и 5 см каудально к голове (рис. 5).

6. Введение и туннелирование катетера

  1. В вентральном поле снимите влажную марлю и повторно определите изолированный сегмент IJV. Выберите место входа в цель для подкожного введения катетера. Убедитесь, что он находится на той же глубине, что и IJV, глубже, чем грудино-ключично-сосцевидная мышца, и между двумя покрытыми и плетеными нерассасывающимися шовными завязками (Рисунок 6).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Подкожные узоры должны иметь шовные узлы, скрытые под кожей. Поскольку глубокие дермальные швы завязываются несколько раз для обеспечения стабильности и поддержания, они иногда занимают больше места, чем нужно, и могут обнажаться через кожу. Эта маленькая область воздействия не вызывает существенного беспокойства, и кожа должна заживать соответствующим образом, несмотря на эту небольшую площадь воздействия.
  2. Расположите доминирующую руку в дорсальном операционном поле, а недоминантную — в вентральном хирургическом поле. Удерживайте интродьюсер HC в дорсальном операционном поле. Оставшуюся длину катетера подвесьте в воздухе над стерильным полем.
  3. Ввести интродьюсер в место выходного прокола доминирующей рукой, направив кончик устройства в сторону недоминантной руки в вентральном поле.
  4. Надавите на кончик интродьюсера поверхностно и медиально, чтобы туннелировать катетер через жировую ткань, нащупывая появление наконечника недоминантной рукой. Как только наконечник появится в месте входа в цель, протяните интродьюсер и катетер через подкожный туннель до тех пор, пока манжета основного катетера, не окажется прямо под поверхностью кожи в дорсальном поле.
  5. Отрежьте интродьюсер от линии. Замените влажную марлю в вентральной области хирургического вмешательства.

7. Введение катетера

  1. Переведите свиней в положение лежа на спине. Зафиксируйте конечности, замените стерильные перчатки и снимите марлю с вентрального места хирургического вмешательства.
  2. Зажмите концы краниальных и каудальных покрытых и плетеных нерассасывающихся шовных связок. Положите зажимы на шторы так, чтобы сегмент IJV был слегка приподнят.
  3. Обрежьте конец катетера примерно до длины, при которой он будет доходить до 1/3 длины грудины свиньи.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Сведите к минимуму манипуляции с наконечником катетера, пересекая наконечник одним разрезом перпендикулярно катетеру, чтобы избежать фрагментации или засорения катетера. После установки HC должна находиться в верхней полой вене, непосредственно краниально к правому предсердию (рис. 7).
  4. С помощью щипцов Адсона-Брауна возьмитесь за середину изолированного сегмента IJV. В этот же момент сделайте надрез посередине сосуда изогнутыми ножницами Метценбаума.
  5. Удерживая сегмент IJV щипцами Адсона-Брауна, введите венозный пирожок в каудальный сегмент сосуда (рис. 6). Сохраняя натяжение на краниальной шовной завязке, введите и проденьте конец катетера в сосуд каудально. После того, как катетер будет полностью введен, завяжите каудальный шов один раз, чтобы временно зафиксировать HC.
  6. Проверяют проходимость обеих линий вне стерильного поля с помощью забора крови и промывки с использованием 3-5 мл 0,9% физиологического раствора с последующим введением 5 мл 100 USP ЕД/мл гепаринизированного физиологического раствора.
  7. Как только проходимость будет подтверждена, завяжите каудальный шов еще один или два раза, чтобы закрепить дистальный сегмент IJV вокруг внутривенного катетера. Завяжите один раз черепной шов, чтобы перекрыть кровоток в сегменте IJV.
  8. Вентральное операционное поле закрывают слоями: простые прерывистые швы платизмы рассасывающимся шовным материалом 3-0 и подкожные ходовые швы рассасывающимся шовным материалом 3-0 монофиламент.

8. Фиксация катетера

  1. Раздвинуть свинью и переложить в спинное лежачее положение. Закрепите конечности.
  2. Прикрепите HC к коже животного более чем в трех точках, чтобы избежать отсоединения катетера (Рисунок 8).
    1. Сориентируйте HC так, чтобы он образовывал U-образную форму.
    2. Определите точки: убедитесь, что первая точка находится в пределах 2 см от места выхода, вторая точка находится над раздвоенной частью катетера, где расходятся красная и белая линии, а третья точка находится в верхней части буквы «U» между первыми двумя точками.
    3. В каждой точке поместите ~3-сантиметровый кусок медицинской ленты диаметром 1 дюйм (дюйм) на катетер, чтобы создать крыло с каждой стороны. С помощью синтетического монофиламентного, нерассасывающегося полипропиленового шовного материала 0 закрепите каждое крыло на коже с помощью одного простого прерывистого шва. Во второй точке над раздвоенной частью добавьте один прерывистый шов через промежуток между двумя линиями и убедитесь, что узел лежит поверх ленты, чтобы предотвратить раздражение.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от размера места прокола дорсальной шеи, может быть наложен простой прерывистый шов, чтобы уменьшить размер и свести к минимуму риск непреднамеренного смещения катетера из кожи. Следите за тем, чтобы манжета вокруг катетера оставалась подкожной.
    4. Проверяют проходимость как белых, так и красных линий за пределами стерильного поля с помощью забора и промывки крови с использованием 10 мл 0,9% физиологического раствора и 10 мл гепаринизированного физиологического раствора.
  3. Создайте защитный воротник.
    1. Оберните 4 ватной прокладкой вокруг шеи три-четыре раза следующим образом:
      1. Начиная со спинной шеи в левом краниальном углу, заверните по диагонали к правому хвостовому углу, идя выше или ниже красной и белой линий. Заверните под шею по направлению к левому хвостовому углу. Заверните по диагонали к правому краниальному углу, выше или ниже красной и белой линий, а затем оберните до начальной точки в левом краниальном углу. Чередуйте переход вверх и вниз красной и белой линий с каждым последующим обмоткой.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Воротник должен полностью закрывать места прикрепления кожи и основную линию ГК. Только красная и белая линии должны быть опущены и доступны.
    2. Оберните 3 или 4 эластичной клейкой лентой вокруг шеи три или четыре раза таким же образом, как и ватную набивку (шаг 8.4.1). Если повязка закрывает линии, сделайте разрез в бинте, чтобы разместить их.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, чтобы не обернуть этот слой слишком туго - палец должен легко скользить под защитный воротник по окружности.
    3. Синтетическим, монофиламентным, нерассасывающимся полипропиленовым шовным материалом 0 сшивайте каждый угол на конце бинта к нижележащим слоям, чтобы сохранить его положение.
    4. С помощью синтетического монофиламентного, нерассасывающегося полипропиленового шовного материала 0 закрепите воротник на коже, завязав горизонтальный матрасный шов латерально от позвоночного столба как на краниальном, так и на каудальном конце. Следите за тем, чтобы узлы лежали поверх бинта.
    5. Создайте мешочек для катетера для защиты и хранения красных и белых линий (рисунок 9).
      1. Отрежьте кусок эластичной клейкой ленты размером ~100 см в длину и ~7,5 см в ширину.
      2. Отмерьте отрезок ленты ~16 см. Сложите ленту на себя так, чтобы клейкие стороны были обращены друг к другу, чтобы получился лоскут длиной 16 см с двумя слоями ленты. С оставшейся лентой повторите этот процесс еще два раза, чтобы создать три лоскута одинаковой длины в форме буквы «W» (Рисунок 10).
      3. Сложите оставшийся хвост ленты за край трех лоскутов. Ориентируя хвост сверху, пронумеруйте створки 1-3 сверху вниз. Пронумеруйте стороны 1-4, начиная с хвостового края и двигаясь по часовой стрелке.
      4. На стороне 4 удалите продольную ленту из лоскута 2, исключая по 1 см с обоих концов. Убедитесь, что ширина щепки ~1 см.
      5. Используя нерассасывающийся шовный материал с покрытием 0 и оплеткой для выполнения бегущих швов: сшить лоскуты 1 и 3 вместе со стороны 4, лоскуты 1, 2 и 3 вместе со стороны 3 и лоскуты 1 и 2 вместе со стороны 2. Вырежьте отверстие диаметром 2 см в центре лоскута 1.
    6. Положив клапан 1 вниз, совместите отверстие с точкой, где линии выходят из воротника, и сориентируйте мешочек так, чтобы отверстие было хвостовым. Убедитесь, что мешочек находится на средней линии или немного латеральнее спинной шеи.
    7. Протяните красную и белую линии через отверстие в клапане 1. Убедитесь, что линии лежат ровно между створками 1 и 2, а заслонка 3 обращена вверх (Рисунок 8).
    8. Используя синтетический, монофиламентный, нерассасывающийся полипропиленовый шовный материал 0, закрепите мешочек на воротнике с помощью простого прерывистого шва в каждом углу и посередине по каждому краю. Не прошивайте кожу насквозь.

9. Послеоперационный уход

  1. После выхода из наркоза верните свинью в домашнюю клетку. Из-за жевательного характера свиней убедитесь, что свинья содержится поодиночке, чтобы предотвратить удаление катетера конкурирующей свиньей. При содержании рядом с другими свиньями установите барьер, предотвращающий пережевывание катетера между клетками.
  2. В течение ближайшего послеоперационного периода наблюдайте за животным, по крайней мере, ежедневно на предмет признаков боли, инфекции и заживления. Частота дыхания, частота сердечных сокращений, температура, энергия, аппетит и потребление воды являются хорошими показателями здоровья в это время. При появлении признаков боли назначайте дополнительные дозы анальгетика (например, 0,12 мг/кг бупренорфина с пролонгированным высвобождением [SR] LAB каждые 48 ч). Выполняйте обслуживание катетера (шаг 10) и визуальный осмотр места операции ежедневно, начиная с послеоперационного дня (POD) 1.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Исследователи, решившие использовать эту технику введения катетера Хикмана, могут модифицировать эту процедуру с помощью мультимодальной анальгезии; однако НПВП могут изменять результаты исследования в зависимости от других элементов дизайна эксперимента. Это следует учитывать перед планированием схемы обезболивания.
  3. После того, как место операции катетера заживет, проводите профилактические проверки животного: проводите еженедельные измерения массы тела и проводите визуальные осмотры во время ежедневного обслуживания катетера. Обратитесь к ветеринару, если появились признаки инфекции, такие как снижение аппетита или снижение энергии. Если необходим общий анализ крови, соберите кровь с красной линии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Лейкоцитоз, характеризующийся нейтрофилией, часто наблюдается у инфицированных животных.

10. Обслуживание катетера

  1. Обозначьте более широкую красную линию исключительно для забора крови, а более узкую белую — исключительно для введения лекарств. Всегда работайте с катетером руками в перчатках.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эти роли могут быть разными в зависимости от дизайна исследования.
  2. Ежедневно промывайте красную линию (назначенный забор крови), чтобы оценить проходимость и предотвратить свертывание крови следующим образом:
    1. Используйте асептическую технику: протирайте клав и наконечник шприца спиртовой салфеткой между каждым шагом. Если клав или шприц становятся нестерильными, замените загрязненный материал, прежде чем продолжить.
    2. Смойте 1 мл 0,9% физиологического раствора в капельницу. Убедитесь, что жидкость может смываться без чрезмерного усилия, чтобы предотвратить выталкивание сгустков из магистрали в животное.
    3. Отодвиньте 2 мл жидкости. Подтвердите проходимость линии, наблюдая, как жидкость оттягивается темно-красной кровью.
    4. Если необходимо взять кровь, приложите пустой шприц, чтобы набрать соответствующее количество крови.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если берется избыток крови, кровь можно вернуть животному, протолкнув ее обратно через катетер, чтобы уменьшить кровопотерю. Это следует делать только в том случае, если шприц с кровью продолжал обрабатываться с использованием асептической техники. Не заливайте загрязненную кровь обратно в центральный катетер.
    5. Промойте катетер 5 мл 100 USP/мл гепаринизированного физиологического раствора или количеством, необходимым для промывки всей линии. Зажмите леску. Верните леску в защитный чехол, стараясь не перевернуть и не завязать леску.
  3. Ежедневно промывайте белую (предназначенную для введения лекарства) линию для оценки проходимости и предотвращения свертывания крови следующим образом:
    1. Используйте асептическую технику: протирайте клав и наконечник шприца спиртовой салфеткой между каждым шагом. Если клав или шприц становятся нестерильными, замените загрязненный материал, прежде чем продолжить.
    2. Смойте 1 мл 0,9% физиологического раствора в капельницу. Убедитесь, что жидкость может смываться без чрезмерного усилия, чтобы предотвратить выталкивание сгустков из магистрали в животное.
    3. Вводите лекарства с помощью этой линии со скоростью и разведением, специфичными для лекарства. Промывайте катетер 1-3 мл 0,9% физиологического раствора между приемами лекарств.
    4. Промойте катетер 5 мл 100 USP/мл гепаринизированного физиологического раствора или количеством, необходимым для промывки всей линии. Зажмите леску. Верните леску в защитный чехол, стараясь не перевернуть и не завязать леску.
  4. Ежедневно проверяйте клавы на наличие признаков дисфункции, ломкости или явного загрязнения кровью, пищей или фекалиями. Если это так, немедленно замените клав. Ежедневно визуально осматривайте мешочек Хикмана и защитный ошейник, чтобы убедиться, что швы, наложенные на этапах 8.2 и 8.3, остаются нетронутыми.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Более 100 свиней прошли успешное введение HC в нашей лаборатории. HC может быть безопасно и правильно установлен и закреплен менее чем за 1 час с помощью хирурга, ассистента, циркулятора и анестезиолога. Изготовление катетерного мешочка занимает примерно 15-20 минут. Эта техника проста и проста в обучении и выполняется ветеринарами, хирургическими ординаторами и студентами-медиками в соответствии с инструкциями под наблюдением.

ГЦ остаются на месте без осложнений или ревизий в течение 8 месяце...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Несмотря на то, что ЦВК выполняют целый ряд функций в исследованиях на крупных животных, в современной литературе отсутствует консенсусный подход к безопасному и устойчивому использованию в долгосрочных испытаниях продолжительностью более 30 дней. Поэтапная процедура этого протокола по введению, закреплению кожи и хранению в пакете ручной работы претерпела значительные корректировки для улучшения качества. Таким образом, этот протокол представляет собой технику использования ГК, которая обеспечивает эффективный и действе...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Ни один из авторов не имеет финансовой заинтересованности в каких-либо продуктах, устройствах или лекарствах, упомянутых в этой рукописи.

Благодарности

Мы хотели бы выразить признательность за поддержку со стороны армии, военно-морского флота, национальных институтов здравоохранения, военно-воздушных сил, штата Вирджиния и министерства здравоохранения в отношении усилий AFIRM II в рамках грантов CTA05: W81XWH-13-2-0052 и CTA06: W81XWH-13-2-0053. Отдел закупок медицинских исследований армии США, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, является отделом по присуждению и администрированию закупок. Мнения, интерпретации, выводы и рекомендации принадлежат автору и не обязательно одобряются Министерством обороны. Кроме того, мы хотели бы выразить признательность за поддержку со стороны Программ медицинских исследований (CDMRP) Министерства обороны США, Исследовательской программы реконструктивной трансплантации (RTRP) в виде грантов W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 и W81XWH18-1-0795. Мы также хотели бы выразить признательность кафедре пластической и реконструктивной хирургии и Медицинской школе Университета Джонса Хопкинса. Кроме того, мы хотели бы поблагодарить весь ветеринарный персонал, включая Мелани Адамс, Карен Госс, Хейли Смут, Кайлу Шонвиски и Викторию Манахан.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
#10 лезвиеМедлайнMDS15110
0.9% Стерильный хлорид натрияBaxter 2F7123
0-0 Нерассасывающийся шовный материал с покрытием и тесьмойCovidienS-196
0-0 Синтетический, мононить, нерассасывающийся полипропиленовый шовный материалEthicon8690H
1 дюймовая медицинская лента3M1548S-1
10 USP единиц/мл Гепарин смывBecton, Dickinson and Company306424
3-0 Плетеный рассасывающийся шовный материалCovidienSL-636 (режущая игла), GL-122 (коническая игла)
3-0 Монофиламентная рассасывающаяся шовная нитьCovidienSM-922 (режущая игла), CM-882 (коническая игла)
4-0 Покрытая и плетеная нерассасывающаяся шовная завязкаEthiconA303H
70% этанолVedcoVINV-IPA7
Адсон тканевые щипцыMPM Medical Supply132-508
Щипцы Adson-BrownMPM Medical Supply106-2572
Одеяло и прокладка для согревания воздуха3M Bair HuggerUPC 00608223595770
Зажим для полотенец BackhausMPM Medical Supply117-5508
Коричневый иглодержательMPM Medical Supply110-1513
БупренорфинPAR Pharmaceutical3003408B
CefazolinHikma Farmacuetica (Portugal)PLB 133-WES/1
ChlorhexidineVet One501027
ClaveBaxter7N8399
Хлопковая прокладкаMedlineNON6027
щипцы DebakeyMPM Medical Supply106-5015
Эластичная клейкая лента3M
Хальстед комариный щипцыMPM Medical Supply115-4612
Катетер ХикманаBard Access Systems603710
Hickman Катетер Ремкомплект для ремонта, 7Fr, красные и белые соединителиBard Access Systems0601690 (красный), 0601680 (белый), 502017
Кровоостанавливающий щипецKelly MPM Medical Supply115-7014
КетаминVet One383010-03
Lactated RingersBaxter2B2324X
Маропитант ЦитратZoetis106
Ножницы МайоMPM Medical Supply103-5014
Ножницы MetzenbaumMPM Medical Supply132-711
ПантопразолJH PharmacyNDC 0143-9284-10
Рукоятка лезвия скальпеляMedlineMDS10801
Vein PickSAI Инфузионные технологииVP-10
Ветеринарная офтальмологическая мазьDechraIS4398
XylazineVet One510004
XH002016489

Ссылки

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , StatPearls Publishing. (2022).
  3. Brainard, B. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360. , Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011).
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. Williams, K., Linklater, A. Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique. , Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015).
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224(2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. deP. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385(2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886(2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. Advances in Swine in Biomedical Research. 2, Springer Science & Business Media. (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475(2013).
  25. Nordström, C. -H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238(2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Центральный венозный катетерустановка катетерауход за катетеромдоступ к яремной венеосложнения при катетеризацииисследования на крупных животныхпроходимость катетера
Использование катетера Хикмана для долгосрочного сосудистого доступа в доклинической модели свиней
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.