Методическая статья

Эффективные методы кормления и культивирования ex situ выводкового склерактиниевого коралла, Pocillopora acuta

DOI:

10.3791/65395

⸱

23 июня 2023 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Planning and Research, National Museum of Marine Biology & Aquarium, 2Department of Marine Biotechnology and Resources, National Sun Yat-sen University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Изменение климата влияет на экосистемы коралловых рифов во всем мире. Кораллы, полученные из систем аквакультуры ex situ, могут помочь в восстановлении и исследованиях. В этой статье описаны методы кормления и культивирования кораллов, которые могут быть использованы для содействия долгосрочному поддержанию выводковых склерактиниевых кораллов ex situ .

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Изменение климата влияет на выживание, рост и пополнение кораллов во всем мире, при этом в течение следующих нескольких десятилетий в рифовых экосистемах ожидаются крупномасштабные изменения в численности и составе сообществ. Признание этой деградации рифов послужило толчком к проведению ряда новых активных мероприятий, основанных на исследованиях и восстановлении. Аквакультура ex situ может играть вспомогательную роль путем создания надежных протоколов культивирования кораллов (например, для улучшения здоровья и воспроизводства в долгосрочных экспериментах) и путем обеспечения постоянного запаса маточного стада (например, для использования в проектах по восстановлению). Здесь описаны простые методы кормления и культивирования ex situ выводковых склерактиниевых кораллов на примере распространенного и хорошо изученного коралла Pocillopora acuta. Чтобы продемонстрировать этот подход, колонии кораллов подвергались воздействию различных температур (24 °C против 28 °C) и кормления (кормление и некормление), а также сравнивались репродуктивная продуктивность и сроки, а также возможность кормления кораллов науплиями артемий при обеих температурах. Репродуктивная производительность показала высокую вариабельность между колониями, при этом различные тенденции наблюдались между температурными обработками; При 24 °C откормленные колонии производили больше личинок, чем некормленные колонии, но в колониях, культивируемых при 28 °С, наблюдалось обратное. Все колонии размножались до полнолуния, и различия в сроках размножения были обнаружены только между некормленными колониями при 28 °C и накормленными колониями при 24 °C (средний лунный день размножения ± стандартное отклонение: 6,5 ± 2,5 и 11,1 ± 2,6 соответственно). Колонии кораллов эффективно питались науплиями артемий при обеих температурах обработки. Эти предлагаемые методы кормления и культивирования направлены на снижение стресса кораллов и содействие репродуктивному долголетию экономически эффективным и настраиваемым способом, с универсальной применимостью как в проточных, так и в оборотных системах аквакультуры.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Многие экосистемы коралловых рифов во всем мире утрачиваются и деградируют в результате высокотемпературного стресса, вызванного изменением климата 1,2. Обесцвечивание кораллов (т.е. разрушение симбиоза кораллов и водорослей3) считалось относительно редким явлением впрошлом4, но в настоящее время происходит все чаще5, а ежегодное обесцвечивание, как ожидается, произойдет во многих регионах к середине-концу века 6,7. Такое сокращение промежуточного периода между обесцвечиванием может ограничивать способность рифов к устойчивости8. Прямое воздействие высокотемпературного стресса на колонии кораллов (например, повреждение тканей9; истощение энергии10) неразрывно связано с косвенными воздействиями на уровне рифов, из которых особую озабоченность вызывает снижение репродуктивной способности и способности к пополнению популяции11. Это послужило толчком к проведению целого ряда прикладных исследований, изучающих, например, активное увеличение рекрутинга in situ (например, засев рифов12), новые технологии для расширения масштабов восстановления кораллов13 и моделирование репродуктивных сигналов для стимуляции размножения в системах ex situ 14. В дополнение к этим активным мероприятиям недавнее признание преимуществ гетеротрофного питания кораллов в условиях высокотемпературного стресса15 и изучение роли, которую обеспечение пищей может играть в воспроизводстве16.

Известно, что гетеротрофное питание влияет на продуктивность кораллов17 и конкретно связано с усилением роста кораллов18,19, а также с термическим сопротивлением и устойчивостью20,21. Тем не менее, преимущества гетеротрофии не являются повсеместными среди видов кораллов22 и могут различаться в зависимости от типа потребляемой пищи23, а также уровня воздействия света24. В контексте размножения кораллов гетеротрофное питание показало различные результаты, при этом сообщалось о наблюдениях более высокой и более низкой репродуктивной способности25, а также более низкой26 после гетеротрофного питания. Влияние гетеротрофного питания на размножение кораллов в диапазоне температур оценивается редко, однако у кораллов умеренного пояса Cladocora caespitosa было обнаружено, что гетеротрофия более важна для размножения в более низких температурных условиях27. Вероятно, потребуется более глубокое понимание роли температуры и питания в репродуктивной продуктивности, чтобы определить, обладают ли конкретные рифы (например, рифы, связанные с высокой доступностью пищи) более высокой способностью к пополнению популяции в условиях изменения климата.

Как и в случае с репродуктивной продуктивностью, влияние температуры и питания на сроки размножения кораллов остается относительно малоизученным, несмотря на то, что синхронизация размножения с абиотическими/биотическими условиями является важным фактором для успешного пополнения популяции в условиях потепления океана29. Было показано, что более высокие температуры приводят к более раннему размножению в исследованиях теплового кондиционирования кораллов, проведенных в лаборатории30, и это также наблюдалось у кораллов, собранных с естественных рифов в течение31 сезона. Тем не менее, интересно, что противоположная тенденция недавно наблюдалась у кораллов, культивируемых в течение 1 года в проточной системе ex situ (т.е. размножение происходило в начале лунного цикла при более низких зимних температурах и позже в лунном цикле при более теплых летних температурах)32. Этот контрастный результат говорит о том, что репродуктивные сроки могут отклоняться от типичных закономерностей в условиях, связанных с обильными энергетическими ресурсами.

Длительные контролируемые эксперименты при различных температурных сценариях могут способствовать лучшему пониманию влияния гетеротрофии на размножение склерактиниевых кораллов. Однако поддержание воспроизводящихся колоний кораллов в условиях ex situ в течение нескольких репродуктивных циклов может быть сложной задачей (см. предыдущее исследование32,33). В данной работе описаны простые и эффективные методы активного кормления (источник пищи: науплии артемий) и длительного культивирования выводкового коралла (Pocillopora acuta) в проточной системе аквакультуры; Тем не менее, следует отметить, что все описанные методы могут быть использованы и в системах рециркуляционной аквакультуры. Чтобы продемонстрировать эти методы, было проведено предварительное сравнение репродуктивной продуктивности и сроков содержания коралловых колоний при температуре 24 °C и 28 °C при «кормлении» и «некормлении». Эти температуры были выбраны для приближения температуры морской воды зимой и летом, соответственно, на юге Тайваня30,34; Более высокая температура была выбрана не потому, что основной целью этого эксперимента было продвижение долгосрочного культивирования ex situ, а не тестирование реакции кораллов на термический стресс. Кроме того, плотность науплиусов артемий до и после сеансов кормления была количественно определена для сравнения возможности гетеротрофного кормления при обеих температурных обработках.

В частности, 24 колонии P. acuta (среднее суммарное линейное удлинение ± стандартное отклонение: 21,3 см ± 2,8 см) были получены из проточных резервуаров в исследовательских центрах Национального музея морской биологии и аквариума на юге Тайваня. Pocillopora acuta - распространенный вид кораллов, обладающий как широковещательной нерестовой, так и типично насиживающей репродуктивной стратегией35,36. Родительские колонии этих кораллов были первоначально собраны с рифа Аутлет (21,931° в. д., 120,745° с. ш.) примерно за 2 года до этого для другого эксперимента32. Следовательно, колонии кораллов, использованные в настоящем эксперименте, выращивались в течение всей своей жизни в условиях культивирования ex situ; В частности, колонии подвергались воздействию температуры окружающей среды и цикла 12 ч:12 ч свет: темнота при 250 мкмоль квантов м−2·с−1 и кормили науплиями артемий два раза в неделю. Мы признаем, что эта долгосрочная культура ex situ могла повлиять на то, как колонии реагировали на условия лечения в этом эксперименте. Поэтому мы хотели бы подчеркнуть, что основная цель здесь – проиллюстрировать, как описанные методы могут быть эффективно использованы для культивирования кораллов ex situ, демонстрируя прикладной пример, в котором оценивалось влияние температуры и питания на размножение кораллов.

Колонии кораллов были равномерно распределены по шести проточным резервуарам для культивирования (внутренняя длина резервуара x ширина x высота: 175 см x 62 см x 72 см; режим освещения резервуара: цикл 12 ч:12 ч свет:темнота при 250 мкмоль квантов м−2·с−1) (рис. 1A). Температура в трех резервуарах была установлена на уровне 28 °C, а в трех других — на уровне 24 °C; В каждом резервуаре имелся регистратор, который регистрировал температуру каждые 10 минут (см. Таблицу материалов). Температура в каждом резервуаре регулировалась независимо друг от друга с помощью чиллеров и нагревателей, а циркуляция воды поддерживалась с помощью проточных двигателей (см. Таблицу материалов). Половину колоний в каждом аквариуме (n = 2 колонии/аквариум) кормили науплиями артемий два раза в неделю, в то время как остальные колонии не кормили. Каждый сеанс кормления длился 4 часа и проводился в двух независимых резервуарах для кормления с определенной температурой. Во время кормления все колонии были перемещены в резервуары для кормления, включая некормленные колонии, чтобы стандартизировать потенциальный стрессовый эффект от перемещения колоний между резервуарами. Колонии, находящиеся на корме и без кормления, были размещены в отдельном отсеке с помощью сетчатой рамы внутри резервуаров для кормления, зависящих от температуры, таким образом, чтобы корм получали только те колонии, которые находились в условиях кормления. Репродуктивную продуктивность и время размножения кораллов оценивали для каждой колонии ежедневно в 09:00 утра путем подсчета количества личинок, которые были выпущены в контейнеры для сбора личинок за ночь.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Подвешивание колоний коралловв резервуарах для аквакультуры ex situ

  1. Расположите зубчатую планку (длина x ширина x высота: 75 см x 1 см x 3 см), далее именуемую «подвесной планкой», поперек резервуара для культивирования, чтобы подготовиться к подвешиванию колоний кораллов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Штанга для подвешивания, используемая в этом эксперименте, была изготовлена на заказ, но простой трубы из ПВХ с выступающими винтами (т.е. выступающими в качестве насечек) было бы достаточно, если бы она могла быть устойчиво расположена в верхней части аквариума с культурой и достаточно прочна, чтобы удерживать кораллы.
  2. Отмерьте кусок лески (см. Таблицу материалов) до ~1,5 м в длину, а затем сложите его пополам дважды.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Начальная длина лески должна быть выбрана исходя из желаемого конечного положения колонии кораллов в аквариуме с культурой.
  3. Завяжите небольшой верхний узел на конце сложенной лески, который имеет начальные концы лески.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После завязывания узла должны остаться две большие петли внизу и одна маленькая петля вверху.
  4. Поместите коралловую колонию в середину двух больших петель так, чтобы петли располагались вокруг колонии и могли надежно удерживать коралл, когда он подвешен в воде.
  5. Зацепите маленькую верхнюю петлю лески за выемку на перекладине для подвешивания (рисунок 1B).

2. Подкормка кораллов

  1. Изготовление контейнера для кормления
    1. Соорудите прямоугольную раму, используя акриловую трубу (длина х ширина х высота: 25 см х 60 см х 25 см). Сделайте два отдельных отсека в рамке, куда можно поместить кормленные и некормленные кораллы соответственно (рис. 1C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Акриловая труба была использована, потому что она легкая (т.е. в отличие от более тяжелой трубы из ПВХ) и, следовательно, может облегчить перемещение контейнера для кормления внутрь/из резервуаров для культивирования.
    2. Используйте пистолет для горячего клея, чтобы приклеить 100 мкм планктонной сетки к нижней и боковым сторонам рамы.
    3. Просверлите в общей сложности ~10 небольших отверстий (0,5 см в диаметре) в трубах (особенно по бокам и в нижней части рамы), чтобы контейнер для кормления не всплывал при помещении в резервуар для культивирования.
    4. Просверлите отверстия (~0,5 см в диаметре) через планктонную сетку в каждом углу контейнера для кормления.
    5. Поместите трубку длиной 8 см и диаметром 0,5 см в угловые отверстия и с помощью пистолета для горячего клея зафиксируйте ее на месте.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Эти части трубки будут соединены с воздушным насосом и пузырьковыми камнями во время кормления (см. шаг 2.3.2 для получения более подробной информации).
  2. Выращивание артемии
    1. Наберите 2 л морской воды из отдельного резервуара для кормления и налейте морскую воду в контейнер для инкубации артемии (Рисунок 1D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В настоящем эксперименте, используемом для демонстрации протоколов, использовались два независимых резервуара для кормления, специфичных для лечения, что потребовало подготовки двух инкубационных контейнеров для выращивания артемии .
    2. Подключите воздушный насос к трубке, прикрепленной ко дну контейнера для инкубации, примерно за 10 минут до добавления цист артемии .
    3. Во время ожидания с помощью весов отмерьте 8 г цист артемии (см. Таблицу материалов).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для получения средней плотности 35 отдельных науплиусов артемий /мл, как предложено Huang et al.19, используйте соотношение 4 г цист артемии к 1 л морской воды.
    4. Через 10 мин высыпьте 8 г цист артемии в емкость для инкубации.
    5. Инкубируют цисты артемии в течение 48 ч.
  3. Подготовка емкости для кормления
    1. Поместите контейнер для кормления в резервуар для кормления так, чтобы верхняя часть контейнера находилась над поверхностью воды.
    2. Подсоедините внешнюю часть угловой трубки контейнера для кормления к воздушному насосу, который будет подавать воздух к пузырьковым камням для облегчения циркуляции воды во время кормления.
    3. Включите воздушный насос за ~5 мин до начала кормления.
  4. Обогащение и сбор науплиусов артемий
    1. Добавьте 1,5 мл обогащенного рациона (см. таблицу материалов) в инкубационный контейнер за 2 ч до желаемого времени кормления.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Соотношение 0,75 мл обогащенной диеты к 1 л морской воды рекомендовано Huang et al.19.
    2. Через 2 ч перекройте вентиль, подающий воздух в контейнер для вывода.
    3. Накройте контейнер для инкубации картонной коробкой, чтобы исключить попадание окружающего света, и поместите источник света (достаточно фонарика для мобильного телефона) на дно контейнера для инкубации на 5 мин, чтобы привлечь науплии артемий ко дну контейнера и тем самым облегчить отделение живых науплиусов артемий от пустых оболочек.
    4. Через 5 минут снимите коробку и источник света.
    5. Поставьте мерный кувшин объемом 3 л под контейнер для инкубации.
    6. Отсоедините трубку от инкубационного контейнера, чтобы в мерный кувшин стекали науплиусы артемии и раствор морской воды; набрать по 1 л науплиуса артемии и раствор морской воды.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Соберите только половину объема в контейнер для инкубации, чтобы исключить нежелательные пустые скорлупы.
    7. Стоя в непосредственной близости от емкости для кормления, налейте науплии артемий и раствор морской воды через ситечко 100 мкм, чтобы отделить науплии артемий (которые останутся в ситечке) от морской воды.
    8. Дважды промойте науплии артемий , удерживаемые в сетчатом фильтре, водой из резервуара для кормления.
    9. Теперь науплии артемий готовы к использованию.
  5. Кормление коралловых колоний
    1. Выгрузите науплии артемий , поместив ситечко из шага 2.4.8 в емкость для подачи.
    2. Перемешайте воду в емкости вручную, чтобы равномерно распределить науплиусы артемий .
      ПРИМЕЧАНИЕ: После этого этапа соберите образцы для количественной оценки плотности науплиусов артемий перед кормлением (см. шаг 3.1 для получения более подробной информации).
    3. Переместите каждую подвесную планку (с колониями кораллов, все еще свисающими с перекладины) из резервуара для культуры в резервуар для кормления и расположите стержень так, чтобы он надежно опирался на верхнюю часть резервуара для кормления. Продолжительность, в течение которой кораллы находятся на воздухе, должна быть как можно короче.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что колонии не соприкасаются друг с другом и имеют достаточно места для захвата пищи (например, на расстоянии ~5 см друг от друга).
    4. Выключите свет в резервуарах для кормления или накройте резервуар для кормления герметичной крышкой, чтобы избежать световых помех во время кормления.
    5. Дайте колониям спокойно питаться в течение 4 часов.
    6. Через 4 ч соберите пробы для количественного определения плотности науплиусов артемий «после кормления» (более подробную информацию см. в шаге 3.1).
  6. Уборка после кормления
    1. После завершения сеанса кормления удалите колонии кораллов. Выньте подвесные стержни из резервуара для кормления по отдельности и тщательно промойте каждый коралл морской водой из соответствующего резервуара для культивирования, чтобы удалить остатки науплиусов артемий .
      ПРИМЕЧАНИЕ: Промывайте колонии на устойчивой поверхности, а не в подвешенном состоянии, чтобы снизить риск повреждения, которое может произойти, если колонии будут раскачиваться вперед и назад во время промывки. В соответствии с первоначальной пересадкой, продолжительность, в течение которой кораллы находятся на воздухе, должна быть как можно короче.
    2. Поместите подвесные стержни (с подвешенными кораллами) обратно в резервуары для культивирования.
    3. Отсоедините трубки, соединяющие контейнер для кормления с воздушным насосом, и извлеките контейнер для кормления из резервуара для кормления.
    4. Тщательно промойте емкость для кормления пресной водой, чтобы удалить все оставшиеся науплиусы артемий .

3. Количественная оценка плотности науплиусов артемий до и после кормления

  1. Сбор образцов
    1. Отбирайте пробы в двух временных точках: во-первых, когда науплиусы артемий будут выгружены и равномерно распределены в контейнере для кормления (шаг 2.5.2), а затем после завершения сеанса кормления (шаг 2.5.6).
    2. В каждый момент времени используйте три шприца, чтобы набрать 20 мл воды с поверхности, среднего слоя и нижнего слоя емкости для кормления соответственно.
  2. Разбавление образца
    1. Для каждого шприца перелейте 20 мл образца воды в независимый стакан объемом 500 мл.
    2. Добавьте в стакан 180 мл горячей воды (~60 °C) (разбавление 1:10).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Горячая вода используется для иммобилизации науплиусов артемий для повышения точности подсчета.
    3. Добавьте 2 мл пробы воды из стакана в каждую лунку 9-луночного планшета.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Смешайте образец в стакане, чтобы равномерно распределить науплиусы артемий в толще воды, прежде чем брать 2 мл образца.
    4. Подсчитайте количество науплиусов артемий в каждой лунке под стереомикроскопом с 6,5-кратным увеличением (см. таблицу материалов).
  3. Расчет плотности науплиусов артемий
    1. Разделите количество науплиусов артемий в каждой лунке на 2, чтобы получить количество науплиусов артемий на мл. Затем умножьте это число на 10 (чтобы учесть разбавление), чтобы рассчитать плотность науплиусов артемий.
    2. Рассчитайте среднюю плотность науплиусов артемий (т.е. среднюю плотность в 27 лунках до и после кормления), чтобы сравнить плотность науплиусов артемий между кормлением до и после кормления.

4. Сбор личинок кораллов

  1. Изготовление контейнера для сбора личинок (рис. 1E)
    1. Выберите пластиковую бутылку для воды объемом 6 л и полностью отрежьте дно бутылки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Это отверстие будет использоваться для перемещения колоний в контейнер для сбора личинок и из него.
    2. Создайте два окна, вырезав прямоугольник ~15 см х 20 см с каждой стороны бутылки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Пластиковая бутылка для воды объемом 6 л подходит для кораллов диаметром ~15 см; Изменяйте размер бутылки в зависимости от размера изучаемых кораллов.
    3. Используйте пистолет для горячего клея, а затем эпоксидную смолу, чтобы приклеить планктонную сетку толщиной 100 мкм к каждому из окон.
    4. Создайте два небольших отверстия (~0,5 см в диаметре) с каждой стороны дна бутылки.
    5. Проденьте веревку через два небольших отверстия и завяжите оба конца, чтобы создать ручку для зацепления контейнера для сбора личинок за перекладину для подвешивания.
    6. Перед первым использованием поместите бутылки в проточный резервуар (без кораллов) не менее чем на 24 часа, чтобы удалить остатки клея.
  2. Подготовка к сбору кораллов
    1. Полностью погрузите контейнер для сбора личинок в резервуар для культивирования.
    2. Поместите колонию в контейнер для сбора личинок, при этом и колония, и контейнер должны быть погружены в воду.
    3. Зацепите ручку контейнера для сбора личинок за штангу для подвешивания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: После подвешивания убедитесь, что верхняя часть контейнера для сбора находится на ~3 см над водой.
    4. Повторяйте шаги 4.2.1-4.2.3 до тех пор, пока все колонии не окажутся в контейнерах для сбора личинок.
  3. Сбор и подсчет личинок кораллов
    1. Подготовьте мерный кувшин объемом 3 л, миску, пипетку объемом 3 мл и пробирки объемом 50 мл.
    2. Отцепите леску от штанги для подвешивания и извлеките одну колонию из контейнера для сбора личинок. Немедленно поместите колонию обратно в культуральный резервуар.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что продолжительность пребывания на воздухе как можно короче.
    3. Положите одну руку на конец крышки контейнера для сбора личинок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Когда контейнер для сбора личинок наполнен водой, он может быть тяжелым. Без надлежащей опоры контейнер может сломаться при извлечении из воды.
    4. Отцепите «ручку» контейнера для сбора личинок от штанги для подвешивания.
    5. Медленно поднимите контейнер для сбора личинок из воды.
    6. Держите контейнер для сбора под углом примерно 45° над резервуаром для культивирования в течение нескольких секунд, чтобы лишняя вода стекала обратно в резервуар через окна контейнера для сбора личинок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Не наклоняйте контейнер более чем на 45°, чтобы снизить вероятность высыпания личинок из верхней части контейнера.
    7. Извлеките контейнер для сбора личинок из резервуара и установите его на мерный кувшин.
    8. Прежде чем отвинтить колпачок, одним пальцем приложите умеренное давление к колпачку, а затем отвинтите колпачок.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Вода внутри контейнера для сбора может быть быстро выпущена при снятии крышки, если ее предварительно не поддерживать пальцем (т.е. это может привести к потере личинок).
    9. Перелейте немного воды из мерного кувшина в миску.
    10. Вручную подсчитайте количество личинок в чаше, используя пипетку объемом 3 мл, чтобы переместить личинки в пробирку объемом 50 мл.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Имейте в виду, что некоторые личинки могут застрять внутри пипетки. В этом случае наберите в пипетку немного морской воды и осторожно встряхните, запечатав пипетку одним пальцем, чтобы ослабить личинок.
    11. Продолжайте шаги 4.3.9 и 4.3.10 до тех пор, пока не будут подсчитаны все личинки. На этом этапе личинки могут быть использованы в последующих экспериментах.
    12. Повторите шаги 4.3.2-4.3.10 для всех остальных колоний кораллов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мерный кувшин и чаша следует промывать между колониями.
    13. После окончания подсчета тщательно промойте каждую емкость для сбора пресной водой, особенно окна.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Описанные протоколы позволили (1) сравнить репродуктивную продуктивность и сроки отдельных колоний кораллов при различных кормлениях и температурных обработках и (2) оценить возможность питания науплиусов артемий при различных температурах. В данной работе дается краткий обзор полученных результатов, но следует проявлять осторожность в отношении широкой интерпретации сообщений о влиянии температуры и питания на размножение кораллов из-за краткосрочного характера этого эксперимента (т.е. только один репродуктивны...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта предварительная оценка влияния температуры и питания на размножение кораллов выявила различия в репродуктивной продуктивности и сроках между колониями, культивируемыми в различных условиях обработки. Кроме того, было обнаружено, что кормление колоний кораллов науплиями артемий оказалось эффективным как при относительно прохладных (24°С), так и при теплых температурах (28°С). Эти комбинированные результаты подчеркивают применимость этих простых методов для кормления и культивирования воспроизводящихся склерак...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы не имеют конкурирующих финансовых интересов или иных конфликтов интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Данное исследование финансировалось Министерством науки и технологий Тайваня, номера грантов MOST 111-2611-M-291-005 и MOST 111-2811-M-291-001.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Цисты артемии Supreme plusNAИсточник продуктов питания 
ЧиллерResunCL650Для охлаждения температуры воды при необходимости
Портативный измеритель проводимостиWTWCond 3110Для измерения солености
Обогащение рационовOmegaNAИспользуется при выращивании артемии
ЛескаСупернейлоновая мононитьДля подвешивания коралловых колоний
Проточные двигателиMaxspectGP03Для создания расход воды
Нагреватель 350 Вт ISTANAНагреватели, используемые в резервуарах
HOBO Подвесной регистратор температурыКомпьютер Onset UA-002-08Для регистрации температуры воды
светодиодные лампыMean WellFTS: HLG-185H-36BNA
Световой портативный измерительLI-CORLI-250A Прибор,используемый с датчиком освещенности для измерения интенсивности света в PAR
Датчик освещенностиLI-CORLI-193SANA
Планктонная сетка 100 &микро; м размер ячеекОмегаNAДля сбора личинок и артемий 
Первичный насос 6000 л/чMr. AquaBP6000Для забора воды из резервуаров в чиллер
Пропеллерный измеритель токаKENEKGR20Прибор для измерения расхода с пропеллерным детектором
KENEKGR3T-2-20N
NA СтереомикроскопZeissStemi 2000-C Чтобы подсчитать количество артемий 
Регулятор температуры 1000 ВтRep ParkO-RP-SDP-1Для установки и поддержания температуры воды

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019).
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , Springer. Cham, Switzerland. 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510(2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830(2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443(2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -L., Mayfield, A. B., Fan, T. -Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988(2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644(2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956(2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -B., Fan, T. -Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218(2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976(2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388(2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362(2019).
  36. Yeoh, S. -R., Dai, C. -F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. An R Companion to Applied Regression. Third edition. , SAGE Publications, Inc. Newbury Park, CA. (2019).
  41. Harell, F. E. Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27(2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -Y., Dai, C. -F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -L., Weis, V. M., Fan, T. -Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906(2014).
  52. Lin, C. -H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246(2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200(2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68(2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466(2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631(2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399(2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

ex situArtemia

Похожие статьи