Методическая статья

«Аватар», модифицированная ex vivo рабочая петля, экспериментирующая с использованием штамма in vivo и активации

DOI:

10.3791/65610

⸱

18 августа 2023 г.

 , 
1Northern Arizona University

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье подробно описывается методология эмуляции производства мышечной силы in vivo во время экспериментов ex vivo с использованием мышцы-аватара лабораторного грызуна для оценки вклада переходных процессов напряжения и активации в реакцию мышечной силы.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Поведение движений - это эмерджентные особенности динамических систем, которые являются результатом производства мышечной силы и производительности. Взаимодействие между нейронными и механическими системами происходит на всех уровнях биологической организации одновременно, от настройки свойств мышц ног во время бега до динамики взаимодействия конечностей с землей. Понимание условий, при которых животные смещают свои стратегии нейронного контроля в сторону внутренней механики мышц («префлексов») в иерархии управления, позволит мышечным моделям предсказывать мышечную силу in vivo и работать более точно. Чтобы понять механику мышц in vivo, необходимо исследование ex vivo мышечной силы и работы в динамически изменяющихся условиях напряжения и нагрузки, аналогичных передвижению in vivo. Траектории деформаций in vivo обычно демонстрируют резкие изменения (т.е. переходные процессы деформации и скорости), которые возникают в результате взаимодействия между нейронной активацией, кинематикой опорно-двигательного аппарата и нагрузками, прилагаемыми окружающей средой. Основная цель нашей методики «аватара» состоит в том, чтобы исследовать, как мышцы функционируют во время резких изменений скорости деформации и нагрузки, когда вклад внутренних механических свойств в производство мышечной силы может быть наиболее высоким. В технике «аватар» традиционный подход к рабочей петле модифицируется с использованием измеренных in vivo траекторий деформации и электромиографических сигналов (ЭМГ) от животных во время динамических движений, чтобы управлять мышцами ex vivo через несколько циклов растяжения-укорачивания. Этот подход аналогичен технике рабочей петли, за исключением того, что траектории деформации in vivo соответствующим образом масштабируются и накладываются на мышцы мыши ex vivo, прикрепленные к сервомотору. Этот метод позволяет: (1) эмулировать in vivo напряжение, активацию, частоту шага и паттерны рабочей петли; (2) изменяйте эти шаблоны для наиболее точного сопоставления силовых откликов in vivo; и (3) варьировать специфические особенности деформации и/или активации в контролируемых комбинациях для проверки механистических гипотез.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Движущиеся животные достигают впечатляющих атлетических подвигов выносливости, скорости и ловкости в сложных условиях. Передвижение животных особенно впечатляет в отличие от машин, спроектированных человеком — стабильность и маневренность современных роботов, протезов и экзоскелетов остаются низкими по сравнению с животными. Передвижение ногами в естественной местности требует точного контроля и быстрых регулировок для изменения скорости и маневра в окружающей среде, которые действуют как неожиданные возмущения1,2,3,4. Тем не менее, понимание неустойчивой локомоции по своей сути является сложной задачей, потому что динамика зависит от сложных взаимодействий между физической средой, механикой опорно-двигательного аппарата и сенсомоторным контролем1,2. Передвижение ног требует реагирования на неожиданные возмущения с помощью быстрой мультимодальной обработки сенсорной информации и скоординированного приведения в действие конечностей и суставов1,5. В конечном счете, движение становится возможным благодаря мышцам, производящим силу благодаря внутренним механическим свойствам опорно-двигательного аппарата, а также благодаря нейронному контролю1,5,6,7. Нерешенным вопросом нейромеханики является то, как эти факторы взаимодействуют, вызывая скоординированное движение в ответ на неожиданные возмущения. Следующая техника использует внутреннюю механическую реакцию мышцы на деформацию с использованием траекторий деформации in vivo во время контролируемых экспериментов ex vivo с мышцей-«аватаром».

Техника мышечной петли предоставила важную основу для понимания внутренней механики мышц во время циклических движений8,9,10. Традиционная техника рабочей петли направляет мышцы по заранее определенным, обычно синусоидальным, траекториям деформации, используя частоты и паттерны активации, измеренные во время экспериментов in vivo2,8,9,11. Используя синусоидальные траектории длины, можно реалистично оценить работу и выходную мощность во время полета12 и swimming2 в условиях, когда животные не претерпевают быстрых изменений траекторий деформации из-за взаимодействия с окружающей средой и кинематики опорно-двигательного аппарата. Тем не менее, in vivo траектории мышечного напряжения во время передвижения ног динамически возникают из-за взаимодействия между нейронной активацией, кинематикой опорно-двигательного аппарата и нагрузками, применяемыми environment5,7,13,14. Для имитации нагрузок, траекторий деформаций и производства сил необходима более реалистичная техника рабочей петли, которая соответствует динамике мышц и сухожилий in vivo и дает представление о том, как внутренняя механика мышц и нейронный контроль взаимодействуют для создания скоординированных движений в условиях возмущений.

Здесь мы представляем новый способ эмуляции мышечных сил in vivo во время передвижения на беговой дорожке, используя мышцу "аватара" лабораторного грызуна во время контролируемых экспериментов ex vivo с траекториями деформации in vivo, которые представляют изменяющиеся во времени нагрузки in vivo. Использование измеренных in vivo траекторий деформации от целевой мышцы к мышцам лабораторного животного во время контролируемых экспериментов ex vivo позволит имитировать нагрузки, испытываемые во время локомоции. В описанных здесь экспериментах мышца ex vivo мышиного разгибателя пальца (EDL) используется в качестве "аватара" для медиальной икроножной мышцы (MG) in vivo во время ходьбы, бега рысью и галопом на беговой дорожке13. Этот подход аналогичен технике рабочей петли, за исключением того, что траектории деформации in vivo соответствующим образом масштабируются и накладываются на мышцы мыши ex vivo, прикрепленные к сервомотору. В то время как мышцы EDL мыши различаются по размеру, типу волокон и архитектуре по сравнению с МГ крысы, эти различия можно контролировать. Техника «аватара» позволяет: (1) имитировать in vivo напряжение, активацию, частоту шага и паттерны рабочей петли; (2) изменяйте эти шаблоны для наиболее точного сопоставления силовых откликов in vivo; и (3) варьировать специфические особенности деформации и/или активации в контролируемых комбинациях для проверки механистических гипотез.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все исследования на животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию в Университете Северной Аризоны. Для настоящего исследования были использованы мышцы разгибателя пальца пальца (EDL) самцов и самок мышей дикого типа (штамм B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J) в возрасте 60-280 дней. Животные были получены из коммерческого источника (см. Таблицу материалов) и обосновались в колонии в Университете Северной Аризоны.

1. Выбор траектории деформации in vivo и подготовка к использованию во время экспериментов с рабочим контуром ex vivo

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе в экспериментах ex vivo использовались предварительные измерения динамической локомоции in vivo, предоставленные непосредственно авторам (Николаю Коноу, UMass Lowell, личное сообщение). Исходные данные были собраны для Wakeling et al.15. Для репликации протокола требуются данные о времени, длине или деформации, ЭМГ/активации и силе.

  1. Разделите все исследование in vivo на отдельные этапы с использованием любой программной платформы (код MATLab приведен в файле дополнительного кодирования 1).
    1. Постройте график зависимости продолжительности от времени для всего исследования in vivo. Это используется для визуализации отдельных шагов (от стойки к стойке) и для оценки вариабельности среди шагов (Рисунок 1).
    2. Рассчитайте деформацию для всего испытания (Длина (L) / Максимальная изометрическая сила при оптимальной длине L0).
    3. Выберите шаг из всего испытания, который представляет все шаги и начинается и заканчивается примерно одинаковой продолжительностью. Это можно сделать визуально, построив график длины друг над другом, чтобы сравнить каждый шаг.
    4. После выбора репрезентативного шага сегментируйте данные о деформации, ЭМГ/активации и силе из всего исследования с использованием любой программной платформы (см. Файл дополнительного кодирования 1 для кодов, используемых в классе MATLab16).
    5. Если частота отбора проб различается в зависимости от деформации, ЭМГ/активации или силы, интерполируйте точки данных так, чтобы все они отбирались с одинаковой частотой.
      Примечание: Исследователи могут определить частоту захвата на основе временных интервалов между каждой точкой, отобранной во всем исследовании. Если переменные регистрируются с одинаковой частотой, время выборки будет одинаковым.
  2. Рассчитайте частоту сегментированных шагов.
    1. Рассчитайте частоту, определив продолжительность сегментированного шага в секундах и разделив 1 (секунду) на продолжительность (1/duration = # шагов в секунду).
    2. Вручную определите, сколько точек данных необходимо получить в экспериментах ex vivo, чтобы соответствовать частоте.
    3. Рассчитайте время, необходимое для двух шагов. Повторите шаги хотя бы один раз для оценки с точностью до погрешности измерения мышц, которая потребуется для последующего статистического анализа.
  3. Определение фазы стимуляции относительно входной деформации с использованием измеренной активности ЭМГ для определения начала и продолжительности стимуляции рабочих контуров ex vivo. Можно использовать любую платформу программирования (см. Дополнительный файл кодирования 1 для кода, используемого в этом исследовании).
    1. Просмотр сигнала ЭМГ в том же диапазоне (времени) по оси x, что и изменение деформации (Рисунок 1). Увеличьте сигнал ЭМГ, чтобы он был виден; Это можно сделать, умножив сигнал ЭМГ на произвольное число, изменив масштаб деформации и ЭМГ так, чтобы они оказались на одной шкале, и/или добавив сигнал ЭМГ к деформации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Авторы изменили масштаб деформации и ЭМГ так, чтобы они были на одной шкале, используя функцию «rescale» в MATLab (см. дополнительный рисунок 1).
    2. Найдите, где начинается и заканчивается активность ЭМГ, о чем свидетельствует изменение интенсивности на два стандартных отклонения17,18.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от животного и мышц, начало ЭМГ может соответствовать или не соответствовать контакту с ногами (Моника Дейли, Калифорнийский университет в Ирвайне, личное сообщение) (см. раздел «Обсуждение»).
    3. Рассчитайте процент цикла деформации (например, 40%), при котором происходит начало активации ЭМГ, и продолжительность стимуляции (например, 222 мс).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Исследователям необходимо будет учесть задержку связи возбуждения-сокращения (ECC), которая различается между рабочими петлями in vivo и ex vivo и может быть разной для каждого животного и мышцы (например, in vivo ECC составляет 24,5 мс для крысиного MG, ex vivo ECC ~5 мс для мышиной EDL).
  4. Подготовьте репрезентативные входные данные деформации для программы контроллера рабочего контура. Любая программа, которая может захватывать выходное усилие с входом для деформации и стимуляции, может быть использована для программы контроллера рабочего контура (см. раздел Обсуждение).
    1. Сделайте выбранный шаг и выполните интерполяцию на соответствующее количество точек, необходимое для того, чтобы шаг был зафиксирован с частотой in vivo в течение двух циклов (см. шаг 1.2).
    2. Измените масштаб шага так, чтобы он начинался и останавливался при «нулевом напряжении» (например, L0 или 95% L0) после растяжения на заранее определенный ход длины (см. шаг 3.3).
    3. "Scale" выбранный шаг, если это необходимо, использовать в качестве входных данных для изменения деформации в мышке EDL (см. раздел Обсуждение). Для масштабирования выберите отклонение длины, на которое EDL мыши может быть растянута без повреждений (например, мы обычно растягиваем EDL мыши на 10% L0 независимо от вида in vivo). Возможно, потребуется изменить это положение на основе предварительных результатов (см. шаг 3.3).

figure-protocol-1
Рисунок 1: Продолжительность всего испытания in vivo с течением времени. Длина (мм) нанесена на график в зависимости от времени полета крысы MG. Шаги разграничиваются кругами, от наименьшей длины до самой короткой длины, рассматриваемой как одиночный шаг. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

2. Оценка максимальной изометрической силы мышцы мыши ex vivo

  1. Настройка оборудования и хирургии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В разделе «Обсуждение» содержится информация об оборудовании, необходимом для работы в режиме ex vivo.
    1. Приготовьте ванну с тканевыми органами, вставив игольчатый клапан окситрубки в ванну с водяной рубашкой (см. Таблицу материалов). Подсоедините окситрубку к газовому баллону с 95% 02-5% CO2. Дайте 20 фунтов на квадратный дюйм наполнить ванну с водяной рубашкой.
    2. Подготовьте операционную зону, проведя дополнительную окситрубку от газовой магистрали к кристаллизующей чашке, наполненной раствором Кребса-Хенселеита (шаг 2.1.3) рядом с операционным зоной. Это будет использоваться для поддержания мышц в воздухе и гидратации во время и после операций.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мышцы также могут храниться в этом аэрированном растворе до 4 часов, если за один раз из мыши извлекается более одной мышцы.
    3. Приготовьте 1 л раствора Кребса-Хенселеита, содержащего (в ммоль л-1): NaCl (118); KCl (4,75); MgSO4 (1,18); КХ2ПО4 (1,18); CaCl2 (2,54); и глюкоза (10,0) при комнатной температуре и pH до 7,4 с использованием HCl и NaOH (см. Таблицу материалов). При работе с HCl и NaOH надевайте соответствующие СИЗ в виде защитных очков и перчаток.
    4. Наполните ванну раствором Кребса-Хенселеита комнатной температуры и pH 7,4. Полностью погрузите мышцу и крючок в раствор.
    5. Включите все оборудование: двухрежимную мышечную рычажную систему, стимулятор и сигнальный интерфейс (плату сбора данных) (см. Таблицу материалов).
  2. Диссекция мышц EDL.
    1. Глубоко обезболить мышь, а затем провести эвтаназию путем вывиха шейки матки. Положите мышь в правое или левое боковое лежачее положение, вытянув верхнюю заднюю конечность и касаясь пальцами ног доски для вскрытия. Снимите мех от лодыжки до коленного сустава.
    2. Зафиксируйте кожу щипцами и разрежьте от голеностопного сустава до области бедра. Как только мышца будет обнажена, разрежьте вокруг лодыжки, как «подол» брюк. Подтяните кожу вверх, чтобы более четко обнажить мышцы ног.
    3. Найдите линию фасции, разделяющую переднюю большеберцовую кость (ТА) и икроножную мышцу, отделите с помощью ножниц для препарирования, чтобы обнажить коленные сухожилия. Поместите ножницы для рассечения между двумя обнаженными коленными сухожилиями. Ножницы будут «зацепляться» за карман чуть ниже обнаженных коленных сухожилий. Тупым образом рассекайте «карман», оттягивая ножницы от ноги, пока ножницы не достигнут лодыжки, чтобы обнажить EDL.
    4. С помощью предварительно завязанного узла-петли в размере 4-0 шелкового хирургического шовного материала (см. Таблицу материалов) зашнуруйте один конец шовной нити под ближайшим к колену сухожилием. Завяжите двойной квадратный узел над проксимальным мышечно-сухожильным соединением, не помещая его на мышцу или не включая сухожилие. Разрежьте над узлом. Аккуратно потяните за петлю, привязанную к сухожилию, и EDL выйдет из «кармана».
    5. Прикрепите петлю к области рассечения, чтобы создать напряжение в EDL. Завяжите двойной квадратный узел с помощью другого предварительно завязанного узла-петли на дистальном мышечно-сухожильном соединении, не помещая его на мышцу и не включая сухожилие. Разрежьте узел сбоку ближе к ноге, чтобы снять весь EDL с мыши. Отрежьте дополнительный шов от двойных квадратных узлов на проксимальной и дистальной сторонах мышцы и поместите мышцу в вентилируемую ванну рядом с зоной операции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обязательно обратите внимание, какая сторона находится проксимально и/или дистально, если вы помещаете мышцу в вентилируемую ванну.
    6. Чтобы разместить на рычаге серводвигателя, прикрепите EDL вертикально между подвешенными платиновыми электродами. Прикрепите дистальный петлевой узел к неподвижному крючку и прикрепите проксимальный петлевой узел к крючку, прикрепленному к рычагу серводвигателя. Поднимите тканевую ванночку, чтобы погрузить мышцу в аэрированный раствор Кребса-Хенселеита.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Аэрация не должна нарушать работу мышцы, когда она погружена в воду. Если это так, снизьте давление газа. Дайте мышцам уравновеситься в течение 10 минут перед началом стимуляции.
  3. Изометрическая сила мышцы EDL.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В таблице 1 приведен протокол о том, как измерить максимальную изометрическую силу с помощью подергивания и столбняка. На дополнительном рисунке 1 приведена иллюстрация программы, используемой авторами.
    1. Стимулируйте мышцу супрамаксимальным подергиванием, чтобы мышца не была повреждена во время операции (80 В, 1 импульс в секунду, 1 мс; Таблица 1; см. дополнительный рисунок 2). Если повреждений не произошло, используйте ручку длины на системе мышечного рычага, чтобы найти длину мышцы с помощью стимуляции подергиванием, при котором активное напряжение составляет ~1 В / 0,1271 Н при пассивном напряжении менее ~0,1 В / 0,01271 Н.
    2. Запишите начальную длину мышцы от шовного узла до шовного узла в вольтах и миллиметрах. Ввод измерений в калибровочную часть программы для начальной длины (см. дополнительный рисунок 1).
    3. Найти сверхмаксимальную изометрическую силу при оптимальной длине (L0) EDL (табл. 1). Технически период отдыха не требуется, но ожидание 1 минуты между стимуляциями стабилизирует пассивное напряжение. Запишите длину (в вольтах), при которой сверхмаксимальное подергивание является максимальным. Это оптимальная длина мышцы (L0) для подергивания.
    4. Измерьте мышцу штангенциркулем на этой длине. Измерьте мышцу от шовного узла до шовного узла. Как только L0 будет найден, укоротите мышцу до исходной длины (активное напряжение ~ 1 В / 0,1271 Н).
    5. Найти сверхмаксимальную изометрическую силу ЭДЛ при столбняке (80 В, 180 pps, 500 мс; Таблица 1). Запишите длину (в вольтах и миллиметрах) сверхмаксимальной тетанической силы при L0 и измерьте волокна от шовного узла до шовного узла снова с помощью штангенциркуля.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение длины мышцы с шагом 0,5 В / 0,65 мм приведет к более точному L0 как для подергивания, так и для столбняка.
    6. Найти субмаксимальную изометрическую силу ЭДЛ (45 В, 110 импульсов в секунду, 500 мс; Таблица 1) при L0 до и после эксперимента, чтобы убедиться в отсутствии усталости от протокола стимуляции. Уменьшение силы на 10% считается «усталой» мышцей.
ЭкспериментИнтенсивность моделирования (В)Частота импульсов (pps / Гц)Продолжительность стимуляции (мс)Комментарии
1. "Разминка"8011Увеличьте или уменьшите длину на 0.50 В, чтобы найти пассивное напряжение 1 В
2. Оптимальная длина мышц (L0)8011Увеличьте или уменьшите длину на 0.50 В, чтобы найти пассивное напряжение ~1 В
3. Оптимальная длина мышц столбняка (L0)80180500Отдых 3 мин между изменением длины на 0.50 В
4. Субмаксимальный L0 перед экспериментом45110500При длине L0
6. Эксперименты с аватарами45110Циклически использовать репрезентативные изменения длины для EDL мыши
7. Субмаксимальный L0 после эксперимента45110500Вернитесь к L0 после эксперимента и измерьте L0

Таблица 1: Протокол стимуляции. Протокол стимуляции для нахождения оптимальной длины супрамаксимальных и субмаксимальных подергиваний и столбняка. Протокол варьируется в зависимости от интенсивности стимуляции, времени и количества импульсов в секунду.

3. Завершение техники рабочего цикла "аватар" с использованием выбранных траекторий деформации in vivo

  1. Настройте программное обеспечение, необходимое для выполнения техник рабочего цикла «аватара» (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Необходим входной файл (.csv или аналогичный), который указывает длину мышц на каждом временном шаге (см. шаг 1.4). Необходимы входные данные для процента цикла, в котором начинается стимуляция, и для продолжительности стимуляции (см., например, дополнительный рисунок 3).
  2. Полная техника рабочего цикла "аватар".
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хотя мы используем специальную программу LabView, исследователи могут использовать любую программу, которая позволяет контролировать изменения длины EDL мыши на сервомоторном рычаге, контролировать начало (% цикла) и продолжительность (мс) стимуляции в заданное время, а также измерять мышечную силу. На дополнительном рисунке 3 приведена иллюстрация использования авторами программы.
    1. Загрузите в программу отмасштабированные изменения деформации с экскурсией по масштабированной длине из шага 1.4. Дополнительные сведения о «масштабных изменениях деформации» см. в шагах 1.4, 3.3 и в разделе «Обсуждение».
    2. При необходимости отрегулируйте начальную длину мышцы (см. раздел 3.3). Введите начальную длину в V и мм для получения результатов калибровки (см. дополнительный рисунок 3).
    3. Используйте начало и продолжительность стимуляции, рассчитанные на шаге 1.3.
    4. Проведите мышцу через масштабированные изменения длины с определенным отклонением длины в течение двух циклов.
    5. Сохраните данные. Если на одну и ту же мышцу собрано несколько протоколов стимуляции, подождите 3 минуты между каждой стимуляцией.
    6. Стимулируйте на оптимальной длине (L0) с использованием субмаксимальной активации, чтобы определить, произошла ли усталость. Если сила уменьшается более чем на 10%, мышцы считаются усталыми. Протоколы стимуляции см. в Таблице 1.
    7. Выньте мышцу из ванны. Отрежьте петли от мышцы и промокните излишки раствора с мышцы. Взвесьте мышцы. Определите площадь физиологического поперечного сечения по стандартной формуле: мышечная масса/(L0*1.06)19.
  3. Настройка параметров для техники рабочего цикла "аватар" (см. раздел Обсуждение).
    1. Определите начальную длину и ход длины, сопоставив пассивный рост напряжения ex vivo с пассивным ростом напряжения, наблюдаемым in vivo (Рисунок 2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании использовали процент L0 для шкалы начальной длины (мм) и отклонения (% L0; см. шаг 1.4 и раздел «Обсуждение»). Для сопоставления роста напряжения у мышей ex vivo EDL с таковым у крысы in vivo MG авторы обнаружили, что начальная длина на L0 обеспечивает наилучшее соответствие (Рисунок 2).
    2. Выберите три начальные длины (например, -5% L0, L0 и +5% L0). Выполните рабочий цикл "аватара" на каждой из этих начальных длин с указанным отклонением длины (например, 10% L0).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В настоящих экспериментах с «аватаром» с использованием мышиного EDL использовался отклонение длины 10% L0.
    3. Повторяйте с новыми начальными длинами и/или отклонениями до тех пор, пока скорость пассивного роста напряжения ex vivo не станет такой же, как скорость пассивного роста напряжения in vivo (см. Рисунок 2B).
    4. В зависимости от типа волокон и динамики активации используемых мышц увеличивайте или уменьшайте продолжительность стимуляции, чтобы оптимизировать соответствие между ex vivo и силой in vivo. Таким образом, может возникнуть необходимость изменить начало и/или продолжительность стимуляции, чтобы наилучшим образом соответствовать выработке силы in vivo во время экспериментов с «аватарами».
    5. Чтобы решить, нужно ли это (см. раздел «Обсуждение»), измерьте временную силу «аватара» и мышцы in vivo (Рисунок 3) и рассчитайте коэффициент детерминации R2, возведя в квадрат масштабированное соотношение между целевой и «аватарской» мышечной силой (см. Репрезентативные результаты).

figure-protocol-2
Рисунок 2: Соответствующий пассивный рост напряжения. Рабочие петли, показывающие рост пассивного натяжения in vivo и ex vivo (стрелки). Масштабированная рабочая петля in vivo от крысы MG (черная), идущей с частотой 2,9 Гц (данные из Wakeling et al.15). Ex vivo масштабированные рабочие петли из мыши EDL (зеленые) с частотой 2,9 Гц. (A) Начальная длина мышцы мыши EDL составляет +5% L0. (B) Начальная длина мышцы мыши EDL равна L0. Обратите внимание, что пассивное повышение напряжения ex vivo соответствует повышению напряжения in vivo в А, но не в В. Более толстые линии указывают на стимуляцию. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-protocol-3
Рисунок 3: Оптимизация продолжительности стимуляции EDL мыши для соответствия in vivo силе крысиного MG (черная линия). Сила, генерируемая мышиной EDL с использованием стимуляции на основе ЭМГ (зеленая пунктирная линия), уменьшается раньше, чем сила in vivo, вероятно, из-за более быстрой деактивации мышиной EDL по сравнению с крысиным МГ. Чтобы оптимизировать соответствие между силами in vivo и ex vivo, мышь EDL стимулировали в течение более длительного времени (сплошная зеленая линия). Стимуляция на основе ЭМГ R2 = 0,55, оптимизированная стимуляция R2 = 0,91. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Цель экспериментов "аватар" - как можно точнее воспроизвести производство силы in vivo и выход работы во время экспериментов с рабочим циклом ex vivo. В этом исследовании было решено использовать мышиный EDL в качестве "аватара" для крысиного MG, потому что мышиный EDL и крысиный MG состоят в основном из быстро сокращающихся мышц20,21. Обе мышцы являются основными двигателями голеностопного сустава (тыльный сгибатель голеностопного сустава EDL, ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В то время как организмы плавно перемещаются по ландшафту, основные нагрузки и напряжения, которые испытывают мышцы, сильно варьируются 1,6,23. Как в экспериментах in vivo locomotion 1,24, так и в экспериментах «аватар», мышцы стимулируются субмаксимум в циклических, нестационарных условиях. Изометрические соотношения сила-длина и изотоническая зависимость силы-...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все авторы признают, что конфликта интересов не существует.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы благодарим доктора Николая Конова за предоставленные данные, использованные в этом исследовании. Финансируется NSF IOS-2016049 и NSF DBI-2021832.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Плетеный нерассасывающийся шелковый шовный материал 4-0 Mersilk 734H
Дигидрат хлорида кальция (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  раствор
Dextrose Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit  решение
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  раствор
Гидрохлорная кислота (HCl)Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  решение
LabView Data Collection Сульфат
магния (MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  раствор
хлорида калия (KCl) Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  раствор
Фосфат калия Моноосновной (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  раствор
S88 СтимуляторТраваM643H05Доступен для покупки на Ebay
Серия 300B Рычажная системаAurora1200Aвключает в себя водяную рубашку для ванны
с бикарбонатом натрия (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  раствор
хлорида натрия (NaCl) Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  раствор
гидроксида натрия (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  решение
Дикий тип мышейJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Ex Vivo Work LoopIn Vivo MuscleMuscle Force ProductionStrain TrajectoriesNeural ActivationMuscle MechanicsStretch Shortening CyclesElectromyographic SignalsServo MotorLocomotion Dynamics

Похожие статьи