Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

«Аватар», модифицированная ex vivo рабочая петля, экспериментирующая с использованием штамма in vivo и активации

1.6K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/65610

⸱

18 августа 2023 г.

 , 
1Northern Arizona University

В этой статье

Краткое содержание

В этой статье подробно описывается методология эмуляции производства мышечной силы in vivo во время экспериментов ex vivo с использованием мышцы-аватара лабораторного грызуна для оценки вклада переходных процессов напряжения и активации в реакцию мышечной силы.

Аннотация

Поведение движений - это эмерджентные особенности динамических систем, которые являются результатом производства мышечной силы и производительности. Взаимодействие между нейронными и механическими системами происходит на всех уровнях биологической организации одновременно, от настройки свойств мышц ног во время бега до динамики взаимодействия конечностей с землей. Понимание условий, при которых животные смещают свои стратегии нейронного контроля в сторону внутренней механики мышц («префлексов») в иерархии управления, позволит мышечным моделям предсказывать мышечную силу in vivo и работать более точно. Чтобы понять механику мышц in vivo, необходимо исследование ex vivo мышечной силы и работы в динамически изменяющихся условиях напряжения и нагрузки, аналогичных передвижению in vivo. Траектории деформаций in vivo обычно демонстрируют резкие изменения (т.е. переходные процессы деформации и скорости), которые возникают в результате взаимодействия между нейронной активацией, кинематикой опорно-двигательного аппарата и нагрузками, прилагаемыми окружающей средой. Основная цель нашей методики «аватара» состоит в том, чтобы исследовать, как мышцы функционируют во время резких изменений скорости деформации и нагрузки, когда вклад внутренних механических свойств в производство мышечной силы может быть наиболее высоким. В технике «аватар» традиционный подход к рабочей петле модифицируется с использованием измеренных in vivo траекторий деформации и электромиографических сигналов (ЭМГ) от животных во время динамических движений, чтобы управлять мышцами ex vivo через несколько циклов растяжения-укорачивания. Этот подход аналогичен технике рабочей петли, за исключением того, что траектории деформации in vivo соответствующим образом масштабируются и накладываются на мышцы мыши ex vivo, прикрепленные к сервомотору. Этот метод позволяет: (1) эмулировать in vivo напряжение, активацию, частоту шага и паттерны рабочей петли; (2) изменяйте эти шаблоны для наиболее точного сопоставления силовых откликов in vivo; и (3) варьировать специфические особенности деформации и/или активации в контролируемых комбинациях для проверки механистических гипотез.

Введение

Движущиеся животные достигают впечатляющих атлетических подвигов выносливости, скорости и ловкости в сложных условиях. Передвижение животных особенно впечатляет в отличие от машин, спроектированных человеком — стабильность и маневренность современных роботов, протезов и экзоскелетов остаются низкими по сравнению с животными. Передвижение ногами в естественной местности требует точного контроля и быстрых регулировок для изменения скорости и маневра в окружающей среде, которые действуют как неожиданные возмущения1,2,3,4. Тем не менее, понимание неустойчивой локомоции по своей сути является сложной задачей, потому что динамика зависит от сложных взаимодействий между физической средой, механикой опорно-двигательного аппарата и сенсомоторным контролем1,2. Передвижение ног требует реагирования на неожиданные возмущения с помощью быстрой мультимодальной обработки сенсорной информации и скоординированного приведения в действие конечностей и суставов1,5. В конечном счете, движение становится возможным благодаря мышцам, производящим силу благодаря внутренним механическим свойствам опорно-двигательного аппарата, а также благодаря нейронному контролю1,5,6,7. Нерешенным вопросом нейромеханики является то, как эти факторы взаимодействуют, вызывая скоординированное движение в ответ на неожиданные возмущения. Следующая техника использует внутреннюю механическую реакцию мышцы на деформацию с использованием траекторий деформации in vivo во время контролируемых экспериментов ex vivo с мышцей-«аватаром».

Техника мышечной петли предоставила важную основу для понимания внутренней механики мышц во время циклических движений8,9,10. Традиционная техника рабочей петли направляет мышцы по заранее определенным, обычно синусоидальным, траекториям деформации, используя частоты и паттерны активации, измеренные во время экспериментов in vivo2,8,9,11. Используя синусоидальные траектории длины, можно реалистично оценить работу и выходную мощность во время полета12 и swimming2 в условиях, когда животные не претерпевают быстрых изменений траекторий деформации из-за взаимодействия с окружающей средой и кинематики опорно-двигательного аппарата. Тем не менее, in vivo траектории мышечного напряжения во время передвижения ног динамически возникают из-за взаимодействия между нейронной активацией, кинематикой опорно-двигательного аппарата и нагрузками, применяемыми environment5,7,13,14. Для имитации нагрузок, траекторий деформаций и производства сил необходима более реалистичная техника рабочей петли, которая соответствует динамике мышц и сухожилий in vivo и дает представление о том, как внутренняя механика мышц и нейронный контроль взаимодействуют для создания скоординированных движений в условиях возмущений.

Здесь мы представляем новый способ эмуляции мышечных сил in vivo во время передвижения на беговой дорожке, используя мышцу "аватара" лабораторного грызуна во время контролируемых экспериментов ex vivo с траекториями деформации in vivo, которые представляют изменяющиеся во времени нагрузки in vivo. Использование измеренных in vivo траекторий деформации от целевой мышцы к мышцам лабораторного животного во время контролируемых экспериментов ex vivo позволит имитировать нагрузки, испытываемые во время локомоции. В описанных здесь экспериментах мышца ex vivo мышиного разгибателя пальца (EDL) используется в качестве "аватара" для медиальной икроножной мышцы (MG) in vivo во время ходьбы, бега рысью и галопом на беговой дорожке13. Этот подход аналогичен технике рабочей петли, за исключением того, что траектории деформации in vivo соответствующим образом масштабируются и накладываются на мышцы мыши ex vivo, прикрепленные к сервомотору. В то время как мышцы EDL мыши различаются по размеру, типу волокон и архитектуре по сравнению с МГ крысы, эти различия можно контролировать. Техника «аватара» позволяет: (1) имитировать in vivo напряжение, активацию, частоту шага и паттерны рабочей петли; (2) изменяйте эти шаблоны для наиболее точного сопоставления силовых откликов in vivo; и (3) варьировать специфические особенности деформации и/или активации в контролируемых комбинациях для проверки механистических гипотез.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все исследования на животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу и использованию животных Университета Северной Аризоны. В настоящем исследовании использовались мышцы длинного разгибателя пальцев (EDL) самцов и самок мышей дикого типа (линия B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J) в возрасте 60–280 дней. Животные были приобретены у коммерческого поставщика (см. Таблицу материалов) и разведены в колонии в Университете Северной Аризоны.

1. Выбор траектории штамма in vivo и подготовка к использованию в ходе экспериментов в контуре ex vivo

ПРИМЕЧАНИЕ: В данном протоколе в экспериментах ex vivo использовались результаты предварительных измерений динамической локомоции in vivo, предоставленные авторам напрямую (Николай Коноу, UMass Lowell, личное сообщение). Исходные данные были собраны для работы Wakeling et al.15. Для воспроизведения протокола необходимы данные о времени, длине или деформации, ЭМГ/активации и силе.

  1. Разбейте весь период испытаний in vivo на отдельные шаги, используя любую платформу программирования (код MATLab приведен в Дополнительном файле с кодом 1).
    1. Постройте график изменения длины от времени для всего испытания in vivo. Это используется для визуализации отдельных шагов (от опоры до опоры) и оценки вариабельности между шагами (Рисунок 1).
    2. Рассчитайте деформацию для всего испытания (Длина (L) / Максимальная изометрическая сила при оптимальной длине L0).
    3. Выберите из всего испытания шаг, который является репрезентативным для всех шагов и начинается и заканчивается при схожих значениях длины. Это можно сделать визуально, наложив графики длин друг на друга для сравнения каждого шага.
    4. После выбора репрезентативного шага выделите данные по деформации, ЭМГ/активации и силе из всего испытания с помощью любой платформы программирования (см. Дополнительный файл с кодом 1 для ознакомления с кодами, использованными в MATLab16).
    5. Если частота дискретизации для деформации, ЭМГ/активации или силы различается, интерполируйте точки данных так, чтобы все они были дискретизированы с одной и той же частотой.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Исследователи могут определить частоту захвата на основе временных интервалов между каждой точкой дискретизации во всем испытании. Если переменные регистрируются с одной и той же частотой, время дискретизации будет совпадать.
  2. Рассчитайте частоту сегментированных шагов.
    1. Рассчитайте частоту, определив продолжительность сегментированного шага в секундах и разделив 1 (секунду) на эту продолжительность (1/продолжительность = количество шагов в секунду).
    2. Вручную определите, сколько точек данных необходимо получить в экспериментах ex vivo, чтобы соответствовать данной частоте.
    3. Рассчитайте время, необходимое для двух шагов. Повторите шаги как минимум один раз для оценки в пределах погрешности измерения мышц, что потребуется для последующего статистического анализа.
  3. Определите фазу стимуляции относительно входной деформации, используя измеренную активность ЭМГ, чтобы определить начало и продолжительность стимуляции для рабочих петель ex vivo. Можно использовать любую платформу программирования (см. Дополнительный файл с кодом 1 для ознакомления с кодом, использованным в данном исследовании).
    1. Просмотрите сигнал ЭМГ в том же диапазоне оси x (время), что и изменение деформации (Рисунок 1). Увеличьте сигнал ЭМГ для обеспечения видимости; это можно сделать путем умножения сигнала ЭМГ на произвольное число, перемасштабирования деформации и ЭМГ для приведения их к одному масштабу и/или добавления сигнала ЭМГ к деформации.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Авторы перемасштабировали деформацию и ЭМГ к одному масштабу с помощью функции «rescale» в MATLab (см. Дополнительный рисунок 1).
    2. Найдите моменты начала и прекращения активности ЭМГ, которые определяются изменением интенсивности на два стандартных отклонения17,18.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от животного и мышцы, начало ЭМГ может соответствовать или не соответствовать контакту стопы с поверхностью (Моника Дейли, Университет Калифорнии в Ирвайне, личное сообщение) (см. раздел «Обсуждение»).
    3. Рассчитайте процент цикла деформации (например, 40%), при котором происходит начало активации ЭМГ, и определите, как долго будет продолжаться стимуляция (например, 222 ms).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Исследователям необходимо учесть задержку электромеханического сопряжения (ЭМС), которая различается между движением in vivo и рабочими петлями ex vivo и может быть разной для каждого животного и мышцы (например, ЭМС in vivo составляет 24,5 ms для MG крысы, ЭМС ex vivo составляет ~5 ms для EDL мыши).
  4. Подготовьте репрезентативные входные данные деформации для программы контроллера рабочих петель. Для программы контроллера рабочих петель можно использовать любую программу, способную регистрировать выходную силу с вводом данных по деформации и стимуляции (см. раздел «Обсуждение»).
    1. Возьмите выбранный шаг и проведите интерполяцию до соответствующего количества точек, необходимого для захвата шага с частотой in vivo для двух циклов (см. шаг 1.2).
    2. Перемасштабируйте шаг так, чтобы он начинался и заканчивался при «нулевой деформации» (например, L0 или 95% L0) после растяжения на заранее определенную величину изменения длины (см. шаг 3.3).
    3. При необходимости «отмасштабируйте» выбранный шаг для использования в качестве входных данных для изменений длины в EDL мыши (см. раздел «Обсуждение»). Для масштабирования выберите амплитуду изменения длины, до которой EDL мыши может быть растянута без повреждений (например, мы обычно растягиваем EDL мыши на 10% L0 независимо от вида животного in vivo). Это значение может потребоваться изменить на основе предварительных результатов (см. шаг 3.3).

Данные о сокращении сердечной мышцы; график зависимости длины от времени, демонстрирующий циклические закономерности движения.
Рисунок 1: Изменение длины с течением времени в ходе всего испытания in vivo. График зависимости длины (мм) от времени для MG крысы. Шаги отмечены кругами; один шаг считается как интервал от минимальной длины до следующей минимальной длины. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

2. Оценка максимальной изометрической силы мышц мыши ex vivo

  1. Подготовка оборудования и проведение операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Описание оборудования, необходимого для создания рабочего контура ex vivo, приведено в разделе «Обсуждение» (Discussion).
    1. Подготовьте ванночку для тканей и органов, вставив игольчатый клапан oxytube в ванночку с водяной рубашкой (см. Таблицу материалов). Подключите oxytube к газовому баллону с газовой смесью 95% O2-5% CO2. Установите давление 20 psi для заполнения ванночки с водяной рубашкой.
    2. Подготовьте операционную зону, проложив дополнительный oxytube от газовой линии к кристаллизационной чаше, наполненной раствором Кребса-Хензелейта (шаг 2.1.3), расположенной рядом с местом операции. Это необходимо для обеспечения аэрации и увлажнения мышц во время и после операций.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мышцы также можно хранить в этом аэрированном растворе до 4 ч, если из одной мыши извлекается несколько мышц.
    3. Приготовьте 1 L раствора Кребса-Хензелейта, содержащего (в ммоль l-1): NaCl (118); KCl (4.75); MgSO4 (1.18); KH2PO4 (1.18); CaCl2 (2.54) и глюкозу (10.0) при комнатной температуре; доведите pH до 7,4 с помощью HCl и NaOH (см. Таблицу материалов). При работе с HCl и NaOH используйте соответствующие средства индивидуальной защиты: защитные очки и перчатки.
    4. Заполните ванночку раствором Кребса-Хензелейта при комнатной температуре и pH 7,4. Полностью погрузите мышцу и крючок в раствор.
    5. Включите все оборудование: двухрежимную систему рычагов для мышц, стимулятор и интерфейс передачи сигналов (плата DAQ) (см. Таблицу материалов).
  2. Диссекция длинного разгибателя пальцев (EDL).
    1. Глубоко анестезируйте мышь, затем проведите эвтаназию путем перелома шейных позвонков. Поместите мышь в правое или левое боковое положение, вытянув верхнюю заднюю конечность так, чтобы пальцы касались диссекционной доски. Удалите шерсть от лодыжки до области выше коленного сустава.
    2. Приподнимите кожу пинцетом и сделайте разрез от голеностопного сустава до области бедра. После обнажения мышцы сделайте разрез вокруг лодыжки, подобно «подолу» брюк. Откиньте кожу, чтобы мышцы ноги стали видны более четко.
    3. Найдите линию фасции, разделяющую переднюю большеберцовую мышцу (TA) и икроножную мышцу; разделите их с помощью диссекционных ножниц, чтобы обнажить коленные сухожилия. Поместите диссекционные ножницы между двумя обнаженными коленными сухожилиями. Ножницы «зацепятся» за карман чуть ниже обнаженных коленных сухожилий. Выполните тупую диссекцию «кармана», отодвигая ножницы от ноги до тех пор, пока они не достигнут лодыжки, чтобы обнажить EDL.
    4. Используя заранее завязанную петлю из шелковой хирургической нити размера 4-0 (см. Таблицу материалов), пропустите один конец нити под сухожилием, ближайшим к колену. Завяжите двойным квадратным узлом выше проксимального соединения мышцы с сухожилием, не затягивая узел на самой мышце и не захватывая сухожилие. Обрежьте нить выше узла. Осторожно потяните за петлю, закрепленную на сухожилии, и EDL выйдет из «кармана».
    5. Приклейте петлю скотчем к поверхности для диссекции, чтобы создать натяжение EDL. Завяжите двойным квадратным узлом другую заранее заготовленную петлю на дистальном соединении мышцы с сухожилием, не затягивая узел на мышце и не захватывая сухожилие. Перережьте узел с той стороны, которая ближе к ноге, чтобы полностью извлечь EDL из организма мыши. Обрежьте лишнюю нить от двойных квадратных узлов на проксимальной и дистальной сторонах мышцы и поместите мышцу в аэрированную ванночку рядом с местом операции.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При помещении мышцы в аэрированную ванночку обязательно отметьте, какая сторона является проксимальной, а какая — дистальной.
    6. Для установки на установку с сервоприводом закрепите EDL вертикально между подвешенными платиновыми электродами. Прикрепите дистальный узел к неподвижному крючку, а проксимальный узел — к крючку, прикрепленному к рычагу сервопривода. Поднимите ванночку, чтобы погрузить мышцу в аэрированный раствор Кребса-Хензелейта.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Аэрация не должна беспокоить мышцу при ее погружении. Если это происходит, снизьте давление газа. Перед началом стимуляции дайте мышце стабилизироваться в течение 10 минут.
  3. Измерение максимальной изометрической силы мышцы EDL.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Протокол измерения максимальной изометрической силы с использованием одиночных сокращений (twitch) и тетануса приведен в Таблице 1. Иллюстрацию программы, использованной авторами, см. на Дополнительном рисунке 1.
    1. Стимулируйте мышцу супрамаксимальным одиночным импульсом, чтобы убедиться, что мышца не была повреждена во время операции (80 V, 1 pps, 1ms; Таблица 1; см. Дополнительный рисунок 2). Если повреждений нет, с помощью ручки регулировки длины системы рычагов найдите такую длину мышцы при стимуляции одиночными импульсами, при которой активное натяжение составляет ~1V / 0.1271 N, а пассивное натяжение составляет менее ~0.1V / 0.01271N.
    2. Запишите начальную длину мышцы от узла нити до узла нити в вольтах и миллиметрах. Введите эти значения в раздел калибровки программы для начальной длины (см. Дополнительный рисунок 1).
    3. Определите максимальную изометрическую силу при супрамаксимальном одиночном сокращении при оптимальной длине (L0) EDL (Таблица 1). Период отдыха технически не требуется, но ожидание в течение 1 мин между стимуляциями стабилизирует пассивное натяжение. Запишите длину (в вольтах), при которой амплитуда супрамаксимального одиночного сокращения максимальна. Это оптимальная длина мышцы (L0) для одиночных сокращений.
    4. Измерьте мышцу штангенциркулем при этой длине. Измерьте мышцу от узла нити до узла нити. После нахождения L0 укоротите мышцу до начальной длины (активное натяжение ~1V / 0.1271 N).
    5. Определите максимальную изометрическую силу при супрамаксимальном тетанусе EDL (80 V, 180 pps, 500 ms; Таблица 1). Запишите длину (в вольтах и миллиметрах) при супрамаксимальной тетанической силе при L0 и снова измерьте волокна от узла нити до узла нити штангенциркулем.
      ​ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение длины мышцы с шагом 0.5 V/0.65 mm позволит более точно определить L0 как для одиночных сокращений, так и для тетануса.
    6. Измерьте субмаксимальную изометрическую силу EDL (45 V, 110 pps, 500ms; Таблица 1) при L0 до и после эксперимента, чтобы убедиться, что в результате протокола стимуляции не возникло утомление. Снижение силы на 10% считается признаком «утомления» мышцы.
ЭкспериментИнтенсивность стимуляции (V)Частота импульсов (pps / Hz)Длительность стимуляции (ms)Примечания
1. «Разминка»8011Увеличивайте или уменьшайте длину на 0,50 V, чтобы найти пассивное напряжение 1 V
2. Оптимальная длина мышцы при одиночном сокращении (L0)8011Увеличивайте или уменьшайте длину на 0,50 V, чтобы найти пассивное напряжение ~1 V
3. Оптимальная длина мышцы при тетанусе (L0)80180500Соблюдайте отдых в течение 3 min после каждого изменения длины на 0,50 V
4. Предэкспериментальный субмаксимальный L045110500При длине L0
6. Эксперименты с «аватаром»45110Циклически используйте репрезентативные изменения длины для mEDL мыши
7. Постэкспериментальный субмаксимальный L045110500Вернитесь к L0 после завершения эксперимента и измерьте L0

Таблица 1: Протокол стимуляции. Протокол стимуляции для определения оптимальной длины при надмаксимальном и подмаксимальном одиночном сокращении (твиче) и тетанусе. Протокол варьируется в зависимости от интенсивности стимуляции, времени и количества импульсов в секунду.

3. Завершение цикла метода «аватар» с использованием выбранных траекторий штаммов in vivo

  1. Настройте программное обеспечение, необходимое для выполнения техники рабочих петель «аватара» (см. Таблицу материалов).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Требуется входной файл (.csv или аналогичный), в котором указана длина мышцы на каждом временном шаге (см. шаг 1.4). Также необходимы входные данные о проценте цикла, при котором начинается стимуляция, и о продолжительности стимуляции (пример см. на Дополнительном рисунке 3).
  2. Выполните технику рабочих петель «аватара».
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хотя мы используем специальную программу LabView, исследователи могут использовать любую программу, позволяющую контролировать изменения длины мышцы EDL мыши на рычаге сервомотора, управлять моментом начала (% цикла) и продолжительностью (ms) стимуляции в заданное время, а также измерять силу мышцы. Иллюстрацию программы, используемой авторами, см. на Дополнительном рисунке 3.
    1. Загрузите в программу масштабированные изменения деформации с масштабированным отклонением длины из шага 1.4. Дополнительную информацию о «масштабированных изменениях деформации» см. в шагах 1.4, 3.3 и в разделе Обсуждение.
    2. При необходимости отрегулируйте начальную длину мышцы (см. раздел 3.3). Введите начальную длину в V и mm для калибровки результатов (см. Дополнительный рисунок 3).
    3. Используйте значения начала и продолжительности стимуляции, рассчитанные в шаге 1.3.
    4. Проведите мышцу через масштабированные изменения длины с определенным отклонением длины в течение двух циклов.
    5. Сохраните данные. Если для одной и той же мышцы собирается несколько протоколов стимуляции, выдерживайте интервал 3 min между каждой стимуляцией.
    6. Проведите стимуляцию при оптимальной длине (L0) с использованием субмаксимальной активации, чтобы определить, наступило ли утомление. Если сила снижается более чем на 10%, мышцы считаются утомленными. Протоколы стимуляции см. в Таблице 1.
    7. Извлеките мышцу из ванночки. Отрежьте узлы петли от мышцы и удалите излишки раствора с поверхности мышцы. Взвесьте мышцу. Определите физиологическую площадь поперечного сечения по стандартной формуле: масса мышцы/(L0*1.06)19.
  3. Оптимизируйте параметры техники рабочих петель «аватара» (см. раздел Обсуждение).
    1. Определите начальную длину и отклонение длины путем сопоставления роста пассивного натяжения ex vivo с ростом пассивного натяжения, наблюдаемым in vivo (Рисунок 2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В данном исследовании для масштабирования начальной длины (mm) и отклонения (% L0) использовался процент L0 (см. шаг 1.4 и раздел Обсуждение). Для сопоставления роста натяжения в мышце EDL мыши ex vivo с натяжением в мышце MG крысы in vivo авторы обнаружили, что наилучшее соответствие было достигнуто при начальной длине L0 (Рисунок 2).
    2. Выберите три варианта начальной длины (например, -5% L0, L0 и +5% L0). Выполните рабочую петлю «аватара» для каждой из этих начальных длин с заданным отклонением длины (например, 10% L0).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В данных экспериментах «аватара» с использованием мышцы EDL мыши использовалось отклонение длины 10% L0.
    3. Повторяйте процедуру с новыми начальными длинами и/или отклонениями до тех пор, пока скорость роста пассивного натяжения ex vivo не станет близкой к скорости роста пассивного натяжения in vivo (см. Рисунок 2B).
    4. В зависимости от типов волокон и динамики активации используемых мышц, увеличьте или уменьшите продолжительность стимуляции, чтобы оптимизировать соответствие между силой ex vivo и in vivo. Таким образом, для наилучшего соответствия продукции силы in vivo в ходе экспериментов «аватара» может потребоваться изменить время начала и/или продолжительность стимуляции.
    5. Чтобы решить, необходимо ли это (см. раздел Обсуждение), постройте график зависимости силы от времени для мышц «аватара» и in vivo (Рисунок 3) и рассчитайте коэффициент детерминации R2 , возведя в квадрат масштабированную корреляцию между силой целевой мышцы и мышцы «аватара» (см. Типичные результаты).

График статического равновесия, ΣFx=0, демонстрирующий анализ петли гистерезиса; масштабированная диаграмма зависимости напряжения от деформации.
Рисунок 2Соответствие росту пассивного натяжения. Рабочие циклы, демонстрирующие in vivo и ex vivo повышение пассивного натяжения (стрелки). In vivo масштабированная петля работы мышцыs m. gastrocnemius крысы (черный цвет) при ходьбе с частотой 2,9 Гц (данные из работы Wakeling et al.15). Ex vivo масштабированные петли рабочей нагрузки мышцы EDL мыши (зеленый цвет) при частоте 2,9 Гц. (A) Начальная длина мышцы-разгибателя длинных пальцев (EDL) мыши составляет +5% L0. (B) Начальная длина мышцы-разгибателя длинных пальцев (EDL) мыши составляет L0. Обратите внимание, что повышение пассивного натяжения ex vivo соответствует in vivo напряжение возрастает в A, но не в B. Более толстые линии обозначают стимуляцию. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

График зависимости напряжения от времени, показывающий кривые динамического отклика при анализе испытаний материала.
Рисунок 3: Оптимизация длительности стимуляции EDL мыши для соответствия силе MG крысы in vivo (черная линия). Сила, генерируемая EDL мыши при стимуляции на основе ЭМГ (зеленая пунктирная линия), снижается быстрее, чем сила in vivo, что, вероятно, связано с более быстрой деактивацией EDL мыши по сравнению с MG крысы. Чтобы оптимизировать соответствие между силами in vivo и ex vivo, EDL мыши стимулировали в течение более длительного времени (сплошная зеленая линия). Стимуляция на основе ЭМГ R2 = 0,55, оптимизированная стимуляция R2 = 0,91. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Цель экспериментов с использованием «аватара» заключается в том, чтобы максимально точно воспроизвести генерацию силы и совершаемую работу in vivo в ходе экспериментов с рабочими петлями ex vivo. В данном исследовании в качестве «аватара» для икроножной мышцы (MG) крысы была выбрана длинная разгибателья пальцев (EDL) мыши, поскольку обе эти мышцы состоят преимущественно из быстросокращающихся волокон20,21. Обе мышцы являются основными двигателям...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В то время как организмы плавно перемещаются по ландшафту, основные нагрузки и напряжения, которые испытывают мышцы, сильно варьируются 1,6,23. Как в экспериментах in vivo locomotion 1,24, так и в экспериментах «аватар», мышцы стимулируются субмаксимум в циклических, нестационарных условиях. Изометрические соотношения сила-длина и изотоническая зависимость силы-...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Все авторы признают, что конфликта интересов не существует.

Благодарности

Мы благодарим доктора Николая Конова за предоставленные данные, использованные в этом исследовании. Финансируется NSF IOS-2016049 и NSF DBI-2021832.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Плетеный нерассасывающийся шелковый шовный материал 4-0 Mersilk 734H
Дигидрат хлорида кальция (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  раствор
Dextrose Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit  решение
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  раствор
Гидрохлорная кислота (HCl)Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  решение
LabView Data Collection Сульфат
магния (MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  раствор
хлорида калия (KCl) Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  раствор
Фосфат калия Моноосновной (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  раствор
S88 СтимуляторТраваM643H05Доступен для покупки на Ebay
Серия 300B Рычажная системаAurora1200Aвключает в себя водяную рубашку для ванны
с бикарбонатом натрия (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  раствор
хлорида натрия (NaCl) Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  раствор
гидроксида натрия (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  решение
Дикий тип мышейJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J

Ссылки

  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

in vivo
«Аватар», модифицированная ex vivo рабочая петля, экспериментирующая с использованием штамма in vivo и активации
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.