Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Создание мышиной верхнечелюстной ортодонтической модели

2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66033

⸱

27 октября 2023 г.

 ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases and National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Endodontics, West China Stomatology Hospital, Sichuan University

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы продемонстрируем шаг за шагом управляемый ортодонтический протокол перемещения зубов, оперированный на мышиной модели верхней челюсти. С подробным объяснением каждого шага и наглядной демонстрацией исследователи могут освоить эту модель и применить ее к своим экспериментальным потребностям с небольшими изменениями.

Аннотация

Из-за отсутствия воспроизводимых протоколов для создания мышиной верхнечелюстной ортодонтической модели, мы представляем надежный и воспроизводимый протокол, чтобы предоставить исследователям осуществимый инструмент для анализа механического ремоделирования кости, связанного с механической нагрузкой. В этом исследовании представлена подробная блок-схема, а также различные типы принципиальных схем, фотографии и видео операций. Мы выполнили этот протокол на 11 взрослых мышах широкого типа C57/B6J и собрали образцы на 3, 8 и 14 сутки послеоперационного периода. Микро-КТ и гистопатологические данные доказали успешность перемещения зубов в сочетании с ремоделированием кости с использованием этого протокола. Кроме того, по результатам микро-КТ на 3, 8 и 14 сутки мы разделили моделирование кости на три этапа: подготовительный этап, этап резорбции костной ткани и этап костеобразования. Ожидается, что эти этапы помогут исследователям, занимающимся различными этапами, разумно установить время сбора образцов. Этот протокол может вооружить исследователей инструментом для проведения регенеративного анализа костного ремоделирования.

Введение

Кость - это высокоактивная реконструированная ткань, которая адаптирует свой размер, форму и свойства на протяжении всей жизни человека 1,2. В дополнение к гормонам, старению, питанию и другим биологическим или биохимическим факторам3, идея о том, что механическая нагрузка является наиболее определяющим фактором, получила всеобщее признание 4,5. При некоторых обстоятельствах при аномальной механической нагрузке дисбаланс между резорбцией и формированием костной ткани может привести к аномальному ремоделированию кости и костным заболеваниям. Заболевания костей, такие как остеопороз и потеря костной массы при длительном постельном режиме или в условиях микрогравитации во время космического полета, имеют тесную связь с аномальной механической нагрузкой 6,7,8.

Механическая нагрузка также используется для лечения заболеваний, связанных с костями, таких как дистракционное лечение и ортодонтическое лечение. Дистракционное лечение используется при таких заболеваниях развития, как краниосиностоз и гипоплазия нижней челюсти 9,10, в то время как ортодонтическое лечение широко используется для исправления неправильного положения зубов и любых аномалий прикуса11. В основе ортодонтического лечения также лежит управление механической нагрузкой. Когда костная ткань подвергается механической нагрузке, высоко скоординированный процесс ремоделирования кости индуцируется сочетанием резорбции кости с последующим формированием кости, которая может перемещать зубы для достижения ортодонтической цели12,13.

Несмотря на то, что ортодонтическое лечение широко применяется в клинической практике, поскольку наши знания о биологических эффектах механической нагрузки ограничены, результаты ортодонтического лечения не поддаются контролю. Чтобы преодолеть эти ограничения, было создано несколько моделей животных, таких как мышь, крыса, кролик, кошка, собака, обезьяна и свинья, чтобы исследовать основной механизм ремоделирования костей, вызванного механической нагрузкой (Таблица 1)14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24, 25,26,27,28,29,30,31,32. Крупные животные, такие как собаки, обезьяны и свиньи, имеют некоторые преимущества перед мелкими животными в ортодонтической хирургии - у них более похожие на человеческие зубы и зубные ряды, поэтому хирургическую процедуру легко воспроизвести на людях. Кроме того, широкий обзор позволяет снизить сложность операции и дать возможность применять различные ортодонтические схемы33,34. Однако крупных животных трудно получить, что приводит к проблемам, связанным с размером выборки, и на них распространяются этические ограничения35. Кроме того, рутинные процедуры экстракции и сложные инструменты затрудняют проведение экспериментов, из-за чего крупные животные используются редко.

В таких условиях грызуны в основном используются для создания ортодонтических моделей. Среди этих моделей крысы и кролики имеют меньшую сложность работы и больше схем движения зубов по сравнению с мышами. Тем не менее, мышиная модель имеет уникальное преимущество, заключающееся в том, что существует большое количество генетически модифицированных мышей, что особенно важно для изучения лежащих в ееоснове механизмов. Тем не менее, мышиная модель является самой сложной моделью для манипулирования из-за ее небольшого размера. Если рассматривать существующие методы, то перемещение первого моляра в мезиальном направлении является единственным практическим методом для ортодонтической модели. Два устройства в основном используются для перемещения зубчатой винтовой пружины и эластичной ленты. Использовать резинку проще, но ортодонтическое усилие сильно варьируется, что затрудняет получение стабильных результатов.

Xu et al.15 создали мышиную модель со спиральной пружиной на нижней челюсти. Тем не менее, из-за подвижности нижней челюсти и обструктивного характера языка, операция на верхней челюсти всегда является первым выбором как для интраоперационных, так и для послеоперационных соображений. Taddei et al.16 описали более подробный протокол для мышиной верхней челюсти 10 лет назад, и следует добавить больше визуальных и прозрачных деталей. Таким образом, в этом протоколе систематически описывается подробный ортодонтический протокол перемещения зубов на мышиной модели верхней челюсти, чтобы помочь исследователям освоить метод моделирования стандартизированным способом и обеспечить сравнительную оценку между различными исследованиями.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Процедуры на животных в этом исследовании были рассмотрены и одобрены Этическим комитетом Западно-Китайской школы стоматологии Сычуаньского университета (WCHSIRB-D-2017-041). В этом исследовании использовали взрослых мышей C57BL/6 (см. таблицу материалов). Этот протокол добавляет механическую нагрузку на правый первый моляр верхней челюсти (M1) для мезиального движения, где высоко скоординированный процесс ремоделирования кости индуцируется сочетанием резорбции кости и формирования кости (рис. 1).

1. Предоперационная подготовка

  1. Хирургические изделия
    1. Подготовьте следующие хирургические предметы для операции: хирургическую платформу (Рисунок 2A), крепеж (Рисунок 2B), хирургические инструменты (Рисунок 2C и дополнительный Рисунок S1), ортодонтические принадлежности (Рисунок 2C) и расходные материалы для реставрации зубов (Рисунок 2D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Винтовая пружина изготавливается по индивидуальному заказу и обеспечивает усилие 10 сН при растяжении до 10 мм.
  2. Стерилизация
    1. Стерилизовать хирургические инструменты автоклавированием, а все хирургические предметы ультрафиолетовым облучением в течение не менее 30 минут.
  3. Анестезия
    1. Обезболить мышь путем введения кетамина (100 мг/кг) и диазепама (5 мг/кг) путем внутрибрюшинной инъекции.
    2. Нанесите ветеринарную мазь на глаза мыши ватной палочкой, чтобы избежать сухости глаз.
    3. Приступайте к операции только в том случае, если мышь не реагирует на защемление пальцев ног щипцами.

2. Хирургический процесс

  1. Разведите и прикрепите конечности мыши под наркозом в положении лежа на спине к операционной платформе с помощью лейкопластыря.
  2. Приколите иглу 27 G с каждой стороны над головой и еще одну иглу 27 G с каждой стороны под подмышечной впадиной.
  3. Намотайте резинку на две вышеупомянутые иглы и верхние резцы и еще одну на две иглы и нижние резцы. Измените положение иглы, чтобы контролировать степень раскрытия и ориентацию рта (Рисунок 3A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: При ортодонтической операции по перемещению зубов держите рот открытым до тех пор, пока буцинатор не станет полностью закрытым. Язык должен быть вытянут в сторону неоперированного тела, чтобы обнажить операционное поле и предотвратить ишемию.
  4. Согните конец 1,5 мм проволоки из нержавеющей стали 304 диаметром 3 см и протолкните согнутый конец через междугороднее пространство между М1 и вторым моляром верхней челюсти (М2) со щечной стороны изогнутым офтальмологическим пинцетом (Рисунок 3В). Когда небный конец лигатурной проволоки виден с небной стороны, вытяните его примерно до половины его длины и пропустите через один конец индивидуальной спиральной пружины.
  5. Завяжите квадратный узел двумя концами лигатурной проволоки в мезиальном направлении верхнечелюстной М1 до тех пор, пока пружина не будет прочно закреплена на зубе (рисунок 3В). Вычтите лишнюю проволоку.
  6. Точно так же проткните вторую проволоку из нержавеющей стали 3 см 304 через другой конец винтовой пружины.
  7. Очистите и высушите поверхности резцов ватными шариками. Нанесите клей на все эти поверхности ватными палочками и отверждите их светом.
  8. Проденьте вторую проволоку из нержавеющей стали через междурядье между верхнечелюстными резцами и завяжите скользящий узел в лабиальном направлении (рис. 3D). Вычтите лишнюю проволоку и сделайте так, чтобы остальная проволока лежала близко к поверхности зуба.
  9. Введите светоотверждаемую смолу, чтобы покрыть узел и резцы; светоотверждение смолы (Рисунок 3E).

3. Послеоперационное ведение

  1. После операции мышам внутрибрюшинно вводят 0,05 мг/кг бупренорфина для послеоперационного обезболивания.
  2. Поместите мышь под наркозом на термостатическое электрическое одеяло с температурой 37 °C. Когда мышь придет в сознание при передвижении, верните ее в отдельную клетку-содержание.
  3. Из-за ограниченного функционирования резцов после операции замените обычный твердый корм только щадящим питанием.
  4. Проверяйте ортодонтические аппараты каждый день. Если во время осмотра наблюдаются какие-либо условия, влияющие на проведение ортодонтического усилия, такие как деформация пружины, ослабление пружины и падение устройства, мышь должна быть исключена из эксперимента.
  5. Чтобы сохранить сопоставимость экспериментов, оценивайте вес мышей ежедневно после операции. Любые мыши, у которых потеря веса превышает 30% от их дооперационного веса, должны быть исключены из эксперимента.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Мы провели операцию OTM на 11 взрослых самцах мышей (C57/BL6, 3 месяца). Они были подвергнуты эвтаназии на 3, 8 и 14 день после операции. В этих экспериментах правая верхнечелюстная сторона является операционной, а левая верхнечелюстная — контрольной. Микро-КТ показала, что на 3, 8 и 14 сутки после операции наблюдалось временное последовательное увеличение расстояния между М1 и М2: 30 мкм, 70 мкм и 110 мкм соответственно (рис. 4). Периодонтальная связка низкой плотности в результате механиче...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В данной работе мы попытались шаг за шагом описать простейший ортодонтический протокол перемещения зубов на мышиной модели верхней челюсти для изучения латентных механизмов механического ремоделирования кости, вызванного механической нагрузкой. Помимо исследований по ремоделированию костной ткани, существуют и другие основные применения этого метода: 1) методологические исследования по ускорению ортодонтического движения зубов; 2) исследование ортодонтической резорбции корня; 3) биологические механизмы ортодонтического д...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Работа выполнена при поддержке гранта Национального фонда естественных наук Китая 82100982 Ф.Л.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
экспериментальные модели: Mouse Lines
C57/B6J Компания экспериментальных животных Gempharmatech C57/B6J
<стронг>критические коммерческие анализы
для окрашивания гематоксилином и эозиномBiosharpBL700B
Masson' s Набор для окрашивания Trichrome SolarbioG1340
Tools
27 G иглаChengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD.SB1-074(IV)
КлеиMinnesota Mining and Manufacturing Co., Ltd.41282
Пробковая доскаDELI Group Co., Ltd.8705
Ватные шарикиHaishi Hainuo Group Co.,  Ltd.
Ватные палочкиLakong Medical Devices Co., Ltd.M6500R
Индивидуальная винтовая пружинаChengdu Mingxing Spring Co., Ltd.1109-02
ЩипцыChengdu Shifeng Co., Ltd.нет
Светоотверждаемая жидкая смолаShofu Dental Trading (SHANGHAI) Co., Ltd.
Средство для лечения светаLiang Ya Dental Equipment Co., Ltd.LY-A180
Медицинские клейкие ленты Haishi Hainuo Group Co.,  Ltd.0008-2014
Медицинский нетканый материалHenan Yadu Industrial Co., Ltd.
ИглодержателиChengdu Shifeng Co., Ltd.нет
резиновых лентHaishi Hainuo Group Co.,  Ltd.32X1
Хирургические ножницыChengdu Shifeng Co., Ltd.нет
пинцетаChengdu Shifeng Co., Ltd.никакой
набор 2012004751878501011500018

Ссылки

  1. Kenkre, J. S., Bassett, J. The bone remodeling cycle. Annals of Clinical Biochemistry. 55 (3), 308-327 (2018).
  2. Feng, X., McDonald, J. M. Disorders of bone remodeling. Annual Review of Pathology. 6 (1), 121-145 (2011).
  3. Alliston, T. Biological regulation of bone quality. Current Osteoporosis Reports. 12 (3), 366-375 (2014).
  4. Duncan, R. L., Turner, C. H. Mechanotransduction and the functional response of bone to mechanical strain. Calcified Tissue International. 57 (5), 344-358 (1995).
  5. García-Aznar, J. M., Nasello, G., Hervas-Raluy, S., Pérez, M. Á, Gómez-Benito, M. J. Multiscale modeling of bone tissue mechanobiology. Bone. 151 (10), 1-12 (2021).
  6. Rolvien, T., Amling, M. Disuse osteoporosis: clinical and mechanistic insights. Calcified Tissue International. 110 (5), 592-604 (2022).
  7. Vico, L., Hargens, A. Skeletal changes during and after spaceflight. Nature Reviews Rheumatology. 14 (4), 229-245 (2018).
  8. Iwaniec, U. T., Turner, R. T. Influence of body weight on bone mass, architecture and turnover. Journal of Endocrinology. 230 (3), R115-R130 (2016).
  9. Governale, L. S. Craniosynostosis. Pediatric Neurology. 53 (5), 394-401 (2015).
  10. Sahoo, N. K., Issar, Y., Thakral, A. Mandibular Distraction osteogenesis. Journal of Craniofacial Surgery. 30 (8), e743-e746 (2019).
  11. Roberts-Harry, D., Sandy, J. Orthodontics. Part 1: Who needs orthodontics. British Dental Journal. 195 (8), 433-437 (2003).
  12. Li, Y., Jacox, L. A., Little, S. H., Ko, C. C. Orthodontic tooth movement: The biology and clinical implications. Kaohsiung Journal of Medical Sciences. 34 (4), 207-214 (2018).
  13. Will, L. A. Orthodontic tooth movement: a historic prospective. Frontiers of Oral Biology. 18, 46-55 (2016).
  14. Xu, H., Lee, A., Sun, L., Naveh, G. R. S. 3D Imaging of PDL collagen fibers during orthodontic tooth movement in mandibular murine model. Journal of Visualized Experiments. (170), e62149(2021).
  15. Taddei, S. R., et al. Experimental model of tooth movement in mice: a standardized protocol for studying bone remodeling under compression and tensile strains. Journal of Biomechanics. 45 (16), 2729-2735 (2012).
  16. Deguchi, T., Takeshita, N., Balam, T. A., Fujiyoshi, Y., Takano-Yamamoto, T. Galanin-immunoreactive nerve fibers in the periodontal ligament during experimental tooth movement. Journal of Dental Research. 82 (9), 677-681 (2003).
  17. Gudhimella, S., et al. A rodent model using skeletal anchorage and low forces for orthodontic tooth movement. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 155 (2), 254-263 (2019).
  18. Lira Dos Santos, E. J., et al. Orthodontic tooth movement alters cementocyte ultrastructure and cellular cementum proteome signature. Bone. 153 (12), 116-139 (2021).
  19. Danz, J. C., Bibby, B. M., Katsaros, C., Stavropoulos, A. Effects of facial tooth movement on the periodontium in rats: a comparison between conventional and low force. Journal of Clinical Periodontology. 43 (3), 229-237 (2016).
  20. Kohno, T., Matsumoto, Y., Kanno, Z., Warita, H., Soma, K. Experimental tooth movement under light orthodontic forces: rates of tooth movement and changes of the periodontium. Journal of Orthodontics. 29 (2), 129-135 (2002).
  21. Gad, A. M., Soliman, S. O. Evaluation of systemic Omega-3 PUFAs effect on orthodontic tooth movement in a rabbit model: RCT. Angle Orthodontist. 93 (4), 476-481 (2023).
  22. Huang, C. Y., et al. Comparison of tooth movement and biological response resulting from different force magnitudes combined with osteoperforation in rabbits. Journal of Applied Oral Science. 29 (2), 20200734(2021).
  23. Alhasyimi, A. A., Pudyani, P. P., Asmara, W., Ana, I. D. Enhancement of post-orthodontic tooth stability by carbonated hydroxyapatite-incorporated advanced platelet-rich fibrin in rabbits. Orthodontics & Craniofacial Research. 21 (2), 112-118 (2018).
  24. Elkattan, A. E., et al. Effects of Different Parameters of Diode Laser on Acceleration of Orthodontic Tooth Movement and Its Effect on Relapse: An Experimental Animal Study. Open Access Macedonian Journal of Medical Sciences. 7 (3), 412-420 (2019).
  25. von Böhl, M., Maltha, J. C., Von Den Hoff, J. W., Kuijpers-Jagtman, A. M. Focal hyalinization during experimental tooth movement in beagle dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 125 (5), 615-623 (2004).
  26. Machibya, F. M., et al. Effects of bone regeneration materials and tooth movement timing on canine experimental orthodontic treatment. Angle Orthodontist. 88 (2), 171-178 (2018).
  27. Deguchi, T., et al. Histomorphometric evaluation of alveolar bone turnover between the maxilla and the mandible during experimental tooth movement in dogs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 133 (6), 889-897 (2008).
  28. Tanimoto, K., et al. Experimental tooth movement into new bone area regenerated by use of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Cleft Palate-craniofacial Journal. 52 (4), 386-394 (2015).
  29. Oltramari, P. V., et al. Orthodontic movement in bone defects filled with xenogenic graft: an experimental study in minipigs. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 131 (3), e10-e17 (2007).
  30. Verna, C., Dalstra, M., Lee, T. C., Melsen, B. Microdamage in porcine alveolar bone due to functional and orthodontic loading. European Journal of Morphology. 42 (1-2), 3-11 (2005).
  31. Steiner, G. G., Pearson, J. K., Ainamo, J. Changes of the marginal periodontium as a result of labial tooth movement in monkeys. Journal of Periodontology. 52 (6), 314-320 (1981).
  32. Celebi, A. A., Demirer, S., Catalbas, B., Arikan, S. Effect of ovarian activity on orthodontic tooth movement and gingival crevicular fluid levels of interleukin-1β and prostaglandin E(2) in cats. Angle Orthodontist. 83 (2), 70-75 (2013).
  33. Holmes, H. D., Tennant, M., Goonewardene, M. S. Augmentation of faciolingual gingival dimensions with free connective tissue grafts before labial orthodontic tooth movement: an experimental study with a canine model. American Journal of Orthodontics and Dentofacial Orthopedics. 127 (5), 562-572 (2005).
  34. Wennström, J. L., Lindhe, J., Sinclair, F., Thilander, B. Some periodontal tissue reactions to orthodontic tooth movement in monkeys. Journal of Clinical Periodontology. 14 (3), 121-129 (1987).
  35. Ibrahim, A. Y., Gudhimella, S., Pandruvada, S. N., Huja, S. S. Resolving differences between animal models for expedited orthodontic tooth movement. Orthodontics & Craniofacial Research. 20, 72-76 (2017).
  36. Kirschneck, C., Bauer, M., Gubernator, J., Proof, P., Schröder, A. Comparative assessment of mouse models for experimental orthodontic tooth movement. Scientific Reports. 10 (1), 1-12 (2020).
  37. Ransom, R. C., et al. Mechanoresponsive stem cells acquire neural crest fate in jaw regeneration. Nature. 563 (7732), 514-521 (2018).
  38. Mardas, N., et al. Experimental model for bone regeneration in oral and cranio-maxillo-facial surgery. Journal of Investigative Surgery. 27 (1), 32-49 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Ортодонтическая модель на мышахремоделирование костимеханическая нагрузкаперемещение зубовмикро-КТ анализрезорбция костиформирование костигистопатологический анализрегенеративный анализ
Создание мышиной верхнечелюстной ортодонтической модели
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.