Методическая статья

Моделирование хирургии катаракты у мышей

DOI:

10.3791/66050

⸱

1 декабря 2023 г.

 ,  , 
1Department of Biological Sciences, University of Delaware

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот метод моделирует хирургию катаракты in vivo путем удаления волокон хрусталика у взрослых мышей и оставления капсульного мешка с прикрепленными эпителиальными клетками хрусталика (LEC). Затем реакция на травму оценивается в разное время после операции с использованием молекулярных и морфологических критериев.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Хирургия катаракты (КС) является эффективным методом лечения катаракты, которая является основной причиной инвалидности по зрению во всем мире. Тем не менее, ХС приводит к воспалению глаз и в долгосрочной перспективе может привести к заднему капсулярному помутнению (СПКЯ) и/или вывиху хрусталика, вызванному послеоперационным чрезмерным разрастанием эпителиальных клеток хрусталика (ЛЭК) и их превращением в миофибробласты и/или аберрантные волоконные клетки. Тем не менее, молекулярные механизмы, с помощью которых КС приводит к воспалению и ПЦО, до сих пор неясны, потому что большинство моделей in vitro не повторяют реакцию заживления ран LEC, наблюдаемую in vivo, в то время как традиционные животные модели хирургии катаракты, такие как кролики, не позволяют генетически манипулировать экспрессией генов для тестирования механизмов. Недавно наша лаборатория и другие успешно использовали генетически модифицированных мышей для изучения молекулярных механизмов, которые управляют индукцией провоспалительной сигнализации и переходом эпителия LEC в мезенхимальный, что привело к новому пониманию патогенеза ПЦЯ. В данной работе мы сообщаем об установленном протоколе моделирования хирургии катаракты у мышей, который позволяет проводить надежное транскрипционное профилирование ответа LEC на удаление клеток волокна хрусталика с помощью RNAseq, оценивать экспрессию белков с помощью полуколичественной иммунофлуоресценции и использовать современные инструменты генетики мышей для проверки функции генов, которые, как предполагается, участвуют в патогенезе острых осложнений, таких как воспаление, а также последующее преобразование LEC в миофибробласты и/или аберрантные клетки хрусталика.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Хрусталик представляет собой высокоорганизованную прозрачную ткань, которая преломляет свет для получения четко сфокусированного изображения на сетчатке глаза 1,2,3. Этот специализированный орган окружен непрерывной базальной мембраной (капсулой), которая изолирует хрусталик от других частей глаза. Внутренняя передняя поверхность капсулы закрепляет монослой эпителиальных клеток хрусталика (LECs), которые затем дифференцируются на экваторе хрусталика в клетки хрусталика, которые составляют подавляющеебольшинство хрусталика3. Катаракта возникает, когда хрусталик теряет свою прозрачность из-за таких факторов, как старение, генетическая мутация, ультрафиолетовое излучение, окислительный стресс и травма глаза4. Катаракта является основной причиной слепоты во всем мире, особенно в странах с плохим медицинскимобслуживанием 5. Тем не менее, это состояние в настоящее время легко лечится хирургическим удалением помутневших клеток хрусталика методом факоэмульсификации, при котором удаляется центральная капсула хрусталика и прикрепленный эпителий хрусталика, с последующим использованием вибрирующего зонда для разбиения клеточной массы хрусталика на более мелкие фрагменты, которые могут быть отсасываются; оставив после себя капсульную сумку с прикрепленными к ней экваториальными LEC1. Зрение чаще всего восстанавливается с помощью послеоперационной имплантации искусственной интраокулярной линзы (ИОЛ).

В то время как хирургия катаракты (КС) является высокоэффективным и минимально инвазивным методом лечения катаракты, послеоперационное восстановление пациента может быть остро затруднено развитием воспаления глаз 5,6,8. Это воспаление может вызвать послеоперационную боль, отек сетчатки, приводящий к отслоению сетчатки, а также обострение других воспалительных и фиброзных состояний, таких как увеит и глаукома 4,7,8,9. Воспаление глаз после КС (ПКС) обычно лечится противовоспалительными глазными каплями, которые страдают от плохого соблюдения пациентом режима лечения, или операции по удалению катаракты без капель, что может привести к увеличению распространенности плавающих помутнений 8,10,11. В долгосрочной перспективе исходы КС могут быть скомпрометированы развитием заднего капсулярного помутнения (СПКЯ)12. ПКЯ возникает, когда остаточные ЛЭК, оставшиеся после операции, подвергаются реакции заживления раны, пролиферируют и мигрируют на капсулу заднего хрусталика в возрасте от нескольких месяцев до лет.

Понимание молекулярных механизмов, с помощью которых ХС приводит к таким острым и хроническим реакциям, представляет собой серьезную проблему в этой области, поскольку большая часть литературы, посвященной СПКЯ, основана на индукции преобразования LEC в миофибробласты в культуре посредством лечения активным трансформирующим фактором роста бета (TGFβ)12,15. Модели капсульной сумки человека, созданные из трупных линз, культивированных in vitro, лучше отражают биологию ПКС хрусталика, поскольку LEC культивируются на своей родной базальной мембране, но ими трудно манипулировать механически, они не повторяют внутриглазную среду и по своей природе изменчивы из-за вариабельности хрусталика к линзе (или от донора к донору)16,17. Модели хирургии катаракты на кролике1,18 и нечеловекообразном примате19,20 in vivo преодолевают некоторые из этих проблем, но все еще нелегко манипулировать ими для механистических исследований. Примечательно, что предыдущее исследование регенерации хрусталика млекопитающих показало значительную регенерацию хрусталика в течение четырех недель после того, как клетки хрусталика были удалены у мышей, оставив эпителиальные клетки хрусталика и капсулу, в то время как при удалении всего хрусталика не произошло повторного роста хрусталика. Впоследствии мы усовершенствовали эту процедуру и оптимизировали ее для изучения острой реакции ЛЭК на удаление волокон хрусталика и их последующую конверсию в смешанную популяцию клеток со свойствами миофибробластов и волоконных клеток. 

Используя эту мышиную модель хирургии катаракты, мы показали, что эпителиальные клетки хрусталика резко ремоделируют свой транскриптом через 6 часов PCS для продуцирования многочисленных провоспалительных цитокинов23, в то время как они начинают экспрессировать фиброзные маркеры уже через 24 часа PCS 12,23, до начала канонической передачи сигналов TGFβ. Механистические эксперименты на мышах с нокаутом с использованием этой модели показали, что экспрессия клеточного фибронектина LEC необходима для устойчивого фиброзного ответа PCS, вероятно, из-за его роли как в сборке фиброзной ECM, так ив передаче клеточной сигнализации. Другие исследования показали, что αVβ8-интегрин необходим для перехода LEC в миофибробласты из-за его функции в активации TGFβ, и потенциал этого подхода для идентификации терапевтических отведений против ПКЯ был подтвержден, поскольку антагонист αVβ8-интегрина также блокировал LEC EMT15.

Здесь мы приводим подробный протокол, описывающий, как удалить клетки волокон хрусталика у живых мышей (Рисунок 1и Рисунок 4), оставив капсулу хрусталика и LEC, чтобы смоделировать реакцию LEC на операцию по удалению катаракты.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Следующий протокол был одобрен Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Университета штата Делавэр в соответствии с протоколом #1039-2021-1. В соответствии с Ассоциацией исследований в области зрения и офтальмологии (ARVO) по использованию животных в офтальмологии и исследованиях зрения24, все операции по выживанию в глазах могут быть выполнены только на одном глазу. Подробную информацию о реагентах и инструментах, используемых в этом протоколе, см. в Таблице материалов . Альтернативные подходы к извлечению волокон хрусталика и наложению швов показаны на рисунках 2 и 3.

1. Животные

  1. Для этой процедуры используйте любую линию мышей дикого типа или генетически модифицированную лабораторную мышь, у которой есть глаза с неповрежденными хрусталиками.
    1. В качестве отправной точки используйте мышей C57BL/6, так как их ответы высоко воспроизводимы как на морфологическом, так и на молекулярном уровнях25,26.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Можно использовать C57BL/6 или любой другой штамм мыши. В видеопротоколе мышь FVB используется для лучшей визуальной демонстрации.
    2. Проводите исследования реакции мутантов на другие линии мышей с контролем, подобранным по штамму.
      ПРИМЕЧАНИЕ: С практикой эта процедура может быть выполнена на мышах, у которых хрусталик имеет катаракту, при условии, что капсула хрусталика не повреждена и хрусталик не подвергся значительному разжижению. См. исследование мышей с условным делением хрусталика фактора транскрипции Sip127.
  2. Проведите эту операцию на мышах обоего пола в возрасте от 8 недель до24 месяцев 25,26.
    1. Выполняйте эту операцию у еще более молодых мышей (после открытия век) с практикой, хотя это будет сложнее, так как эти глаза будут значительно меньше.
    2. Будьте особенно осторожны при операциях на пожилых мышах из-за их более низкой переносимости анестезии25,26.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Половые различия в реакциях на хирургическое вмешательство более распространены у пожилых мышей26.

2. Приготовление растворов и хирургических инструментов

  1. Получите обезболивающие и обезболивающие средства, расширяющие капли, стерильный одноразовый скальпель, щипцы Дюмона #5, щипцы для наложения швов 2-110, иглы (26 G 1/2 и 27 G 45° изогнутый дозирующий наконечник 1"), шприцы и сбалансированный физиологический раствор (BSS).
  2. Стерилизуйте хирургические инструменты в автоклаве.

3. Перед анестезией

  1. Перед анестезией дайте мыши по одной капле 1% атропина и 2,5% фенилэфрина для расширения зрачка (см. рисунок 1A) глаза, подвергшегося операции. Нанесите офтальмологическую мазь на неоперированный глаз, чтобы предотвратить высыхание поверхности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Заявление ARVO об использовании животных в глазных исследованиях24 позволяет хирургическому вмешательству по выживанию только одного глаза, оставляя другой глаз нетронутым, чтобы животное сохраняло зрение. Таким образом, операции по выживанию всегда односторонние; Тем не менее, контралатеральный, неоперированный глаз может быть прооперирован непосредственно перед жертвоприношением, чтобы создать соответствующий животным контроль «нулевого времени».
  2. Следите за тем, чтобы глазные капли не стекали по морде мыши и не попадали в нос, так как это может затруднить ее дыхание.
  3. Приготовьте шприц со стерильным BSS с помощью стерильной иглы 26 G 1/2. Установите на шприц стерильный тупой дозирующий наконечник 27 G 45° с углом наклона 1 дюйм (далее — дозирующий наконечник).

4. Анестезия

  1. После закапывания глазных капель обезболите мышь внутрибрюшинной инъекцией раствора ксилазина/кетамина/ацепромазина (35 мг/кг, 80 мг/кг и 0,5 мг/кг) (рисунок 1B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ингаляционная анестезия может быть невозможна, если не будет использован специальный носовой конус для обеспечения доступа к глазу, необходимому для операции.

5. Делаем разрез

  1. Как только мышь полностью находится под наркозом, о чем свидетельствует отсутствие рефлекса защемления пальцев ног, а ее зрачок полностью расширяется (на 2 мм) (рис. 4A), мышь готова к операции.
    1. Переместите мышь под наркозом в стадию составного рассекающего светового микроскопа. Используйте нагревательную подставку, чтобы обеспечить достаточную терморегуляцию мыши, и используйте стерильные простыни.
    2. Рассматривайте глаз при 10-20-кратном увеличении с помощью препарирующего микроскопа (подробности см. в Таблице материалов ).
  2. Сделайте разрез 1-1,5 мм в центре роговицы с помощью стерильного хирургического скальпеля. Убедитесь, что разрез проходит через роговицу и разрезает переднюю капсулу хрусталика (рисунок 1C и рисунок 4B).

6. Отделение волокон хрусталика от капсульного мешка

  1. Возьмитесь за шприц с помощью дозирующего наконечника, содержащего стерильный BSS, и аккуратно вытолкните 1 каплю BSS над роговицей, чтобы смочить поверхность для дальнейших манипуляций.
  2. Отделите массу волокна хрусталика от капсулы хрусталика.
    1. Вставьте дозирующий наконечник через центральный разрез роговицы в разрез капсулы хрусталика, затем осторожно перемещайте иглу круговыми движениями, медленно отпуская BSS для разделения апикально-апикальных связей между эпителиальными и волоконными клетками хрусталика (гидродиссекция), в конечном итоге изгоняя массу волокна хрусталика (Рисунок 1D).
    2. В большинстве случаев во время этой процедуры волокнистая масса в конечном итоге прилипнет к дозирующему наконечнику (рисунок 2А). Если это произошло, аккуратно снимите дозирующий наконечник с внутренней стороны глаза; и утрите стерильным полотенцем, чтобы удалить эту салфетку. Повторяйте до тех пор, пока не будут удалены все волокна хрусталика.
    3. В качестве альтернативы используйте микрощипцы (номер 5 Дюмона) для извлечения ядра хрусталика (рисунок 2B). При использовании этого метода будьте осторожны, чтобы первоначальный разрез роговицы превышал диаметр ядра, чтобы обеспечить легкое удаление.
  3. Промойте капсулу линзы стерильным BSS, чтобы удалить оставшиеся волокна.
  4. Убедитесь, что капсула хрусталика оставлена внутри глаза (Рисунок 1E и Рисунок 4C), рассмотрев его полупрозрачный/стеклянный вид через микроскоп.

7. Надувание передней камеры и наложение швов на разрез роговицы

  1. Раздуйте переднюю камеру на нормальную глубину, вводя BSS через разрез в переднюю камеру.
    1. Добавьте ингибиторы или активаторы сигнальных путей, представляющих интерес для BSS, чтобы проверить их роль в реакции на повреждение хрусталика12,15.
      Примечание: Животных также можно систематически лечить ингибиторами пути, которые могут потребоваться в зависимости от фармакокинетики оборота препарата, поскольку баланс водянистой влаги восстанавливаетсяпосле хирургического вмешательства.
  2. Сшить разрез роговицы квадратными узлами с использованием нейлоновой нити 10-0 с помощью конической изогнутой иглы 5,3 мм 1/2c (Рисунок 1F и Рисунок 4D-F).
    1. Нанесите либо один квадратный стежок в центральную часть разреза, либо два квадратных стежка в верхней и нижней половинах первоначального разреза (см. рисунок 3). Количество швов зависит от длины разреза роговицы.
    2. Не прокалывайте оба лоскута роговицы одновременно. Вместо этого держите один лоскут роговицы с помощью щипцов в недоминантной руке и протолкните иглу/нейлон через нее. После того, как одна сторона роговицы будет проколота, протолкните иглу/нейлон через следующий лоскут роговицы. Закройте лоскуты роговицы квадратными узелковыми стежками.

8. Послеоперационный уход

ПРИМЕЧАНИЕ: Местная мазь с антибиотиком наносится на глаз и вводится обезболивающее средство. Мыши обычно не проявляют признаков дистресса после первоначальной операции. При необходимости можно использовать версию бупренорфина с медленным высвобождением.

  1. Сразу после этой операции выполните следующие подшаги.
    1. Нанесите одну каплю 0,5% эритромициновой офтальмологической мази непосредственно над швом. Убедитесь, что весь разрез покрыт мазью.
    2. Введите внутрибрюшинную инъекцию бупренорфина (0,1 мг/кг).
  2. Позвольте мыши восстановиться после анестезии в клетке, помещенной на грелку, для оптимизации тепловой поддержки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за животным на предмет признаков травмы, стресса или дискомфорта. Некоторые признаки включают инфекцию/расчесывание в месте операции, смещение шва, потерю шерсти и т. д.

9. Мониторинг восстановления животных

  1. Следите за восстановлением животного после операции до тех пор, пока оно не придет в себя от наркоза.
  2. Проверяйте мышей каждый день в течение первых 3 дней после операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обычно нет необходимости снимать швы, потому что мышей либо убивают до полного заживления (2 недели PCS), либо швы выпадают самопроизвольно.
  3. Вводите бупренорфин перорально, по мере необходимости для снятия боли через 4-8 часов после операции, в дозировке 0,5 мг/кг (в желе) или в дозировке 0,1 мг/кг для тех, кто не ест. В качестве альтернативы следует ввести бупренорфин с пролонгированным высвобождением непосредственно перед операцией.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Когда это возможно, следует использовать упреждающие анальгетики, но это может потребовать корректировки протокола обезболивания, что потребует рассмотрения и одобрения со стороны институционального комитета по уходу за животными и их использованию.

10. Эвтаназия

  1. Усыпьте мышь в желаемое время после операции
    1. Удален прооперированный глаз с использованием неоперированного глаза в качестве контрольной ткани; или повторно обезболить животное, провести операцию по удалению клеток хрусталика на ранее неоперированном контралатеральном глазу, а затем немедленно пожертвовать животным (не давая ему проснуться от анестезии), чтобы обеспечить нулевой контроль над операцией.
    2. Обеспечьте быстрое рассечение и забор тканей.
      ПРИМЕЧАНИЕ: ЛЭК претерпевают транскриптомные изменения в течение нескольких минут после операции, поэтому быстрый забор тканей и фиксация/замораживание необходимы при изучении ранних реакций ЛЭК на хирургическое вмешательство.

11. Проведение дальнейшего анализа на собранных тканях хрусталика

  1. Используйте полученную ткань для иммуноокрашивания, секвенирования РНК, культивирования клеток или вестерн-анализа 12,15,23,25,26,28. Проточная цитометрия также теоретически возможна12, хотя небольшое количество LEC в хрусталике мыши (~40 000)29 и наличие связанного с капсулой клеточного мусора после операции делают эту задачу сложной.
  2. Иммуноокрашивание
    1. Усыпьте мышь в камере с помощью ингаляции CO2 (4 л/мин) из газового баллона. Увеличьте скорость потока до 8-10 л/мин, когда мышь потеряет сознание, и продолжайте эту воздействие до полного прекращения дыхания плюс 1 минута.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Мышь может быть усыплена с использованием соответствующего метода в соответствии с Руководящими принципами AVMA по эвтаназии животных или в соответствии с руководящими принципами или политиками, утвержденными Комитетом по уходу и использованию институциональных животных.
    2. Обеспечьте надлежащую жертву, используя вторичный метод эвтаназии, например, вывих шейки матки.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Лаборатория Дункана исследовала временные точки в диапазоне от минут до месяцев PCS 12,15,23.
    3. После того, как мышь была гуманно принесена в жертву, изолируйте прооперированный глаз для анализа.
      1. Держите микрощипцы в недоминантной руке, чтобы захватить прооперированный глаз, в то время как микроножницы держите в доминирующей руке.
      2. Аккуратно зафиксируйте зрительный нерв и мышцы, удерживающие глаз.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте особенно осторожны при работе с глазами, которые были недавно прооперированы, по сравнению с теми, у которых заживление длилось дольше. Недавно прооперированные глаза стали более структурно хрупкими.
    4. Встраивание рассекаемого глаза в среду ОКТ для последующего криосечения, иммуноокрашивания и полуколичественной конфокальной микроскопии28,30.
  3. Выделение капсульного мешка с ассоциированными клетками для секвенирования РНК, культивирования клеток или вестерн-блоттинга
    1. Усыпьте мышь в камере с помощью ингаляции CO2 (4 л/мин) из газового баллона. Увеличьте скорость потока до 8-10 л/мин, когда мышь потеряет сознание, и продолжайте эту воздействие до полного прекращения дыхания плюс 1 минута.
    2. Обеспечьте надлежащую жертву, используя вторичный метод эвтаназии, например, вывих шейки матки.
    3. Если требуется ранняя ПКС (в течение 1-2 дней), либо снимите швы перед извлечением ткани, либо сделайте еще один разрез в роговице, через который будет извлечена капсула хрусталика.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В более поздние моменты PCS швы, скорее всего, выпадут, поэтому потребуется новый разрез.
  4. Найдите полупрозрачный капсюль для линз.
    1. Аккуратно введите микрощипцы через отверстие роговицы, захватите капсулу и извлеките ее из передней камеры.
    2. Поместите капсулу в микроцентрифужную пробирку объемом 1,5 мл или чашку для культивирования для дальнейшего анализа.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Основываясь на результатах этого хирургического метода, лаборатория Дункана использовала эту мышиную модель хирургии катаракты для построения временного курса реакции на травму эпителиальных клеток хрусталика после операции (Рисунок 5). Через 6 ч после операции дифференциально экспрессируется 5% эпителиального транскриптома хрусталика (рисунок 6A), включая активацию многочисленных генов немедленного раннего ответа и провоспалительных цитокинов2...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта хирургическая техника требует продвинутого обращения с мышами и микрохирургических навыков, для развития которых требуется практика. Самым сложным для освоения является наложение тонких швов в роговицу для закрытия раны. Предположим, что экспериментатор является абсолютным новичком в наложении швов. В этом случае рекомендуется сначала потренироваться с использованием веревки и ткани, а затем перейти к практике с использованием швов большого диаметра на мелких фруктах, чтобы освоить н...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Лаборатория Дункана получила финансовую поддержку от Pliantx для тестирования анти-PCO терапии с использованием этой хирургической модели.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана Национальным институтом глаза (EY015279 и EY028597) и Delaware INBRE (P20 GM103446).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,5% Эритриомицин офтальмологическая мазь USPBaush Lomb24208-910-55
1% Атропина сульфат офтальмологический растворAmneal60219-1748-2
1% Тропикамид офтальмический раствор USPAkorn17478-102-12
10-0 Нейлоновый шовEthicon7707G
2,5% Фенилэфрина гидрохлорид офтальмический раствор USPAkorn17478-200-12
26 G 1/2 Иглы - прямыеBD PrecisionGlide5111
27 G 45° изогнутый дозирующий наконечник 1"Harfington
Сбалансированный физиологический растворPhoenix57319-555-06
Бупранорфин (0,1 мг/кг)APP Pharmaceticals401730D
Растворхлоргексидина
Иглодержатель 2-110Duckworth & Kent2-110-3E
Noyes ножницы, прямыеFine Science Tools12060-02
SMZ800 Nikon модель микроскопаNikon
Стерильный одноразовый скальпель No11Перо2975#11
Пинцет #5 DumontElectron Microscopy Sciences72700-D Ксилазин
/кетамин/ацепромазин (35 мг/кг, 80 мг/кг, 0,5 мг/ кг) растворAPP Аптеки401730D

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wormstone, I. M., Wormstone, Y. M., Smith, A. J. O., Eldred, J. A. Posterior capsule opacification: What's in the bag. Prog Retin Eye Res. 82, 100905(2021).
  2. Bassnett, S., Shi, Y., Vrensen, G. F. Biological glass: structural determinants of eye lens transparency. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 366 (1568), 1250-1264 (2011).
  3. Danysh, B. P., Duncan, M. K. The lens capsule. Exp Eye Res. 88 (2), 151-164 (2009).
  4. Liu, Y. C., Wilkins, M., Kim, T., Malyugin, B., Mehta, J. S. Cataracts. Lancet. 390 (10094), 600-612 (2017).
  5. Khairallah, M., et al. Number of people blind or visually impaired by cataract worldwide and in world regions, 1990 to 2010. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (11), 6762-6769 (2015).
  6. Chan, E., Mahroo, O. A., Spalton, D. J. Complications of cataract surgery. Clin Exp Optom. 93 (6), 379-389 (2010).
  7. Taravati, P., Lam, D. L., Leveque, T., Van Gelder, R. N. Postcataract surgical inflammation. Curr Opin Ophthalmol. 23 (1), 12-18 (2012).
  8. Shihan, M. H., Novo, S. G., Duncan, M. K. Cataract surgeon viewpoints on the need for novel preventative anti-inflammatory and anti-posterior capsular opacification therapies. Curr Med Res Opin. 35 (11), 1971-1981 (2019).
  9. El-Harazi, S. M., Feldman, R. M. Control of intra-ocular inflammation associated with cataract surgery. Curr Opin Ophthalmol. 12 (1), 4-8 (2001).
  10. Lindstrom, R. L., Galloway, M. S., Grzybowski, A., Liegner, J. T. Dropless Cataract Surgery: An Overview. Curr Pharm Des. 23 (4), 558-564 (2017).
  11. Assil, K. K., et al. Dropless cataract surgery: modernizing perioperative medical therapy to improve outcomes and patient satisfaction. Curr Opin Ophthalmol. 32 (Suppl 1), S1-S12 (2021).
  12. Shihan, M. H., et al. Fibronectin has multifunctional roles in posterior capsular opacification (PCO). Matrix Biol. 90, 79-108 (2020).
  13. Wormstone, I. M., Wang, L., Liu, C. S. Posterior capsule opacification. Exp Eye Res. 88 (2), 257-269 (2009).
  14. Awasthi, N., Guo, S., Wagner, B. J. Posterior capsular opacification: a problem reduced but not yet eradicated. Arch Ophthalmol. 127 (4), 555-562 (2009).
  15. Shihan, M. H., et al. αVβ8 integrin targeting to prevent posterior capsular opacification. JCI Insight. 6 (21), e145715(2021).
  16. Wormstone, I. M. The human capsular bag model of posterior capsule opacification. Eye (Lond). 34 (2), 225-231 (2020).
  17. Wormstone, I. M., Collison, D. J., Hansom, S. P., Duncan, G. A focus on the human lens in vitro. Environ Toxicol Pharmacol. 21 (2), 215-221 (2006).
  18. Konopińska, J., Młynarczyk, M., Dmuchowska, D. A., Obuchowska, I. Posterior capsule opacification: A review of experimental studies. J Clin Med. 10 (13), 2847(2021).
  19. Koopmans, S. A., et al. Prevention of capsule opacification after accommodating lens refilling: pilot study of strategies evaluated in a monkey model. J Cataract Refract Surg. 40 (9), 1521-1535 (2014).
  20. Koopmans, S. A., et al. Accommodative lens refilling in rhesus monkeys. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47 (7), 2976-2984 (2006).
  21. Call, M. K., Grogg, M. W., Tsonis, P. A. Eye on regeneration. Anat Rec B New Anat. 287 (1), 42-48 (2005).
  22. Call, M. K., Grogg, M. W., Del Rio-Tsonis, K., Tsonis, P. A. Lens regeneration in mice: implications in cataracts. Exp Eye Res. 78 (2), 297-299 (2004).
  23. Novo, S. G., et al. The immediate early response of lens epithelial cells to lens injury. Cells. 11 (21), 3456(2022).
  24. ARVO Statement for the Use of Animals in Ophthalmic and Vision Research. , https://www.arvo.org/About/policies/arvo-statement-for-the-use-of-animals-in-ophthalmic-and-vision-research/ (2021).
  25. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The aging mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108663(2021).
  26. Faranda, A. P., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. The effect of sex on the mouse lens transcriptome. Exp Eye Res. 209, 108676(2021).
  27. Grabitz, A. L., Duncan, M. K. Focus on molecules: Smad Interacting Protein 1 (Sip1, ZEB2, ZFHX1B). Exp Eye Res. 101, 105-106 (2012).
  28. Shihan, M. H., Novo, S. G., Le Marchand, S. J., Wang, Y., Duncan, M. K. A simple method for quantitating confocal fluorescent images. Biochem Biophys Rep. 25, 100916(2021).
  29. Shi, Y., De Maria, A., Lubura, S., Sikic, H., Bassnett, S. The penny pusher: a cellular model of lens growth. Invest Ophthalmol Vis Sci. 56 (2), 799-809 (2014).
  30. Reed, N. A., Oh, D. J., Czymmek, K. J., Duncan, M. K. An immunohistochemical method for the detection of proteins in the vertebrate lens. J Immunol Methods. 253 (1-2), 243-252 (2001).
  31. Jiang, J., Shihan, M. H., Wang, Y., Duncan, M. K. Lens epithelial cells initiate an inflammatory response following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 59 (12), 4986-4997 (2018).
  32. Mamuya, F. A., et al. The roles of αV integrins in lens EMT and posterior capsular opacification. J Cell Mol Med. 18 (4), 656-670 (2014).
  33. Manthey, A. L., et al. The Zeb proteins δEF1 and Sip1 may have distinct functions in lens cells following cataract surgery. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (8), 5445-5455 (2014).
  34. Hupy, M. L., et al. Suppression of epithelial to mesenchymal transition markers in mouse lens by a Smad7-based recombinant protein. Chem Biol Interact. 344, 109495(2021).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Posterior Capsule OpacificationLens Epithelial CellsMouse Cataract ModelTGF Beta SignalingAlpha V Beta Eight IntegrinMyofibroblast FormationOcular InflammationGenetic ManipulationImmunofluorescence Analysis

Похожие статьи