Методическая статья

Индукция острого ишемического инсульта у мышей с использованием техники окклюзии дистального отдела средней артерии

DOI:

10.3791/66134

⸱

15 декабря 2023 г.

 ,  ,  , 
1Wuhan Institute of Biomedical Sciences, School of Medicine, Jianghan University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В данной работе мы представляем протокол для установления модели дистальной окклюзии средней мозговой артерии (dMCAO) с помощью транскраниальной электрокоагуляции у мышей C57BL/6J и оценки последующего неврологического поведения и гистопатологических особенностей.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ишемический инсульт остается преобладающей причиной смертности и функциональных нарушений среди взрослого населения во всем мире. Только меньшинство пациентов с ишемическим инсультом имеют право на получение внутрисосудистого тромболизиса или механической тромбэктомии в течение оптимального временного окна. Среди тех, кто пережил инсульт, около двух третей страдают от неврологических дисфункций в течение длительного периода времени. Создание стабильной и повторяемой экспериментальной модели ишемического инсульта чрезвычайно важно для дальнейшего изучения патофизиологических механизмов и разработки эффективных терапевтических стратегий при ишемическом инсульте. Средняя мозговая артерия (МКА) представляет собой преобладающее место ишемического инсульта у человека, при этом окклюзия МКА служит часто используемой моделью фокальной ишемии головного мозга. В данном протоколе мы описываем методологию создания модели дистальной окклюзии MCA (dMCAO) с помощью транскраниальной электрокоагуляции у мышей C57BL/6. Поскольку сайт окклюзии расположен в корковой ветви МЦА, эта модель генерирует умеренное инфарктное поражение, ограниченное корой. Неврологические поведенческие и гистопатологические характеристики продемонстрировали видимую двигательную дисфункцию, дегенерацию нейронов и выраженную активацию микроглии и астроцитов в этой модели. Таким образом, эта мышиная модель dMCAO представляет собой ценный инструмент для исследования ишемического инсульта и достойна популяризации.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Инсульт является распространенным острым цереброваскулярным заболеванием, характеризующимся высокой частотой инвалидности и летального исхода1. Из всех случаев инсульта почти 80% относятся к ишемическому инсульту2. До настоящего времени внутривенный тромболизис остается одним из ограниченного числа продуктивных подходов к лечению острого ишемического инсульта. Однако эффективность тромболитического лечения ограничена узким эффективным временным окном и возникновением геморрагической трансформации3. На этапе долгосрочной реабилитации после ишемического инсульта у значительного числа пациентов вероятны стойкие неврологические дисфункции4. Срочно необходимы дальнейшие исследования, чтобы разгадать основные патофизиологические механизмы ишемического инсульта, а также способствовать разработке новых терапевтических стратегий, нацеленных на ишемический инсульт. Создание надежной и воспроизводимой модели ишемического инсульта имеет решающее значение для фундаментальных исследований, а также для последующих трансляционных исследований в области ишемического инсульта.

В 1981 году Tamura et al. разработали модель фокальной ишемии головного мозга с использованием транскраниальной электрокоагуляции в проксимальном участке средней мозговой артерии (МКА)5. С тех пор многие исследователи использовали различные методологии, такие как лигирование, компрессия или клиппинг, для индуцирования дистальной окклюзии MCA (dMCAO) для создания моделей транзиторного или постоянного ишемического инсульта 6,7,8. По сравнению с филаментной моделью, модель dMCAO демонстрирует заметные преимущества, такие как меньший размер инфаркта и более высокая выживаемость, что делает ее более подходящей для исследования долгосрочного функционального восстановления после ишемического инсульта9. Кроме того, модель dMCAO демонстрирует более высокую выживаемость у пожилых грызунов по сравнению с филаментной моделью, что делает ее предпочтительным инструментом для исследования ишемического инсульта у пожилых и коморбидных животных моделей10. Было продемонстрировано, что фототромботическая (ПТ) модель инсульта обладает характеристиками меньшей хирургической травматичности и значительно более низкой смертности. Тем не менее, модель PT демонстрирует большую степень клеточного некроза и отека тканей по сравнению с моделью dMCAO, что приводит к отсутствию коллатерального кровообращения11. Кроме того, следует отметить, что ишемические поражения, наблюдаемые в модели ПТ, преимущественно возникают в результате микрососудистой окклюзии, которая существенно отличается от ишемии головного мозга, вызванной эмболией крупных сосудов в модели dMCAO12.

В этой статье мы представляем методологию индукции мышиной модели dMCAO путем коагуляции дистального отдела MCA с помощью краниотомии малого костного окна. Кроме того, мы провели гистологические исследования и поведенческие оценки, чтобы всесторонне охарактеризовать ишемические повреждения и исходы инсульта в этой экспериментальной модели. Мы стремимся познакомить исследователей с этой моделью и способствовать дальнейшим исследованиям патологических механизмов ишемического инсульта.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Протокол эксперимента был одобрен Комитетом по уходу за животными и их использованию Цзянханьского университета и проводился в соответствии с Этическими рекомендациями по экспериментальным животным, выпущенными Центром по контролю и профилактике заболеваний Китая. В этом протоколе использовались взрослые самцы мышей C57BL/6J в возрасте 10 недель весом 24-26 г. Все мыши содержались в 12-часовом контролируемом цикле свет/темнота с пищей и водой в неограниченном количестве.

1. Предоперационная подготовка

ПРИМЕЧАНИЕ: Основные приборы и оборудование, необходимые для этого протокола, показаны на рисунке 1.

  1. Перед процедурой простерилизуйте хирургические инструменты методом автоклавирования.
  2. Применяют мелоксикам подкожно в дозе 5 мг/кг для обезболивания за 60 мин до операции.
  3. Обезболите мышь 5% изофлураном в индукционной камере.
  4. Протрите операционную плату с 75% этанолом и включите выключатель нагрева с температурой 37 °C. Затем расположите мышь в левом боковом положении на доске, голова расположена в стороне от хирурга, а хвост — в сторону хирурга.
  5. Прикрепите к лицу мыши маску, которая обеспечивает постоянную подачу 2% изофлурана и 0,3 л/мин кислорода для поддерживающей анестезии. Нанесите глазную мазь на роговицу, чтобы защитить их от пересыхания во время процедуры.
  6. Сбрейте шерсть от левой орбиты до левого слухового прохода с помощью бритвы. Используйте кремы для депиляции, чтобы удалить остатки шерсти для стерилизации.
  7. Подготовьте операционное поле, трижды применив дезинфицирующее средство с повидон-йодом и 75% этанолом.

2. Дистальная модель MCAO

  1. Проверьте, находится ли мышь под глубоким обезболиванием, оценив рефлексы защемления пальца ноги.
  2. Сделайте вертикальный разрез между левой орбитой и левым слуховым проходом с помощью стерильного лезвия скальпеля.
  3. Втяните мягкие ткани кожи с помощью ретракторов и обнажите височную мышцу.
  4. Используйте прямые микрощипцы для отделения апикального и тыльного сегментов височной мышцы от черепа.
  5. Определите бифуркацию MCA, которая принимает форму буквы «Y» под височной костью со смещением к основанию черепа (рис. 2A).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Если бифуркация МКА визуально не различима (из-за анатомически нормальных вариаций), определите наиболее ростральный сосуд.
  6. С помощью электрического дрели, чтобы истончить череп, чтобы сделать костное окно (4 мм в диаметре) до тех пор, пока твердая мозговая оболочка с ее полупрозрачной текстурой не станет видимой.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Периодически добавляйте капли обычного физиологического раствора в череп, чтобы предотвратить перегрев во время этого процесса.
  7. Удалите твердую мозговую оболочку над артерией с помощью изогнутых микрощипцов, чтобы обнажить ветвь MCA.
  8. Установите электрокаутерию на 7 Вт. Коагулируйте артерию с помощью электрокоагуляционных щипцов в местах проксимального и дистального к бифуркации МКА (рис. 2А). Если бифуркация не видна из-за анатомических вариаций, выполните коагуляцию на точно идентифицированной ветви MCA (как упоминалось выше) в двух отдельных местахна расстоянии примерно 1 мм друг от друга.
  9. Контролируйте кровоток левой корковой ветви MCA с помощью лазерного спекл-измерителя кровотока.
    Мыши, у которых наблюдалось снижение кровотока менее чем на 40% от исходного значения после электрокоагуляции, были исключены из исследования.
  10. Сшить мышцу и кожу отдельно с помощью 5-0 полигликолевой кислоты. Нанесите на разрез кожи диклофенак, натриевый гель и мазь мупироцин с помощью стерильного ватного тампона.
  11. Поместите мышь в камеру восстановления. Следите за всеми мышами до тех пор, пока они полностью не проснутся. Применяйте мелоксикам (5 мг/кг,/к) для обезболивания каждые 24 ч до 72 ч.

3. Фиктивная операция

  1. Воспроизвести ту же процедуру, что и упомянутые выше, исключив процесс артериальной коагуляции.

4. Поведенческие тесты

Примечание: До dMCAO мыши проходили поведенческую тренировку два раза в день в течение 3 дней. На3-й день после dMCAO переместите мышей в комнату поведенческого тестирования для адаптации к окружающей среде в течение 2 часов перед тестированием.

  1. Тест на прочность хвата14
    ПРИМЕЧАНИЕ: Измеритель прочности захвата состоит из двухтактного тензометра и металлического горизонтального стержня.
    1. Возьмитесь за основание хвоста мыши. Постепенно опускайте мышь к металлической рукоятке, пока она не упрется в горизонтальную перекладину обеими передними лапами (рис. 2B).
    2. Потяните мышь назад с постоянной скоростью около 2 см/с и держите ее корпус горизонтально.
    3. Запишите пиковую силу в граммах (г), когда мышь отпускает передние лапы от планки.
  2. Тест на пилоне15
    1. Поместите мышь на вершину вертикального деревянного столба (высотой 50 см и диаметром 1 см) головой вверх и позвольте ей спуститься вниз по столбу (рисунок 2B).
    2. Запишите время, затраченное мышью на разворот (Т-образный поворот), и общее время, затраченное на подъем вниз по столбу (Т-всего) с отсечкой 60 секунд.
  3. Тест на удаление клейкой ленты16
    1. Удерживайте мышь и прикрепите пластырь из клейкой ленты (2 × 2 мм) к правой передней лапе мыши (рисунок 2B).
    2. Поместите мышь обратно в клетку для выращивания и дайте ей возможность свободно двигаться.
    3. Запишите время, затраченное мышкой на удаление клея с ограничением в 60 с.
  4. Испытание цилиндра17
    1. Поместите мышь в цилиндр из прозрачного стекла с открытым верхом (диаметр: 14 см; высота: 20 см) и записывайте ее спонтанное поведение стоя в течение 3 минут с помощью камеры (рис. 2B).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Во время экспериментальной процедуры два зеркала были расположены рядом с цилиндром для обеспечения оптимальной регистрации движений передних конечностей.
    2. Протрите цилиндр 75% этанолом, чтобы устранить остаточные обонятельные сигналы, прежде чем тестировать последующую мышь.
    3. Уменьшите скорость воспроизведения видео до 1/5 от фактической скорости и подсчитайте количество касаний стены левой (L) или правой передней лапой (R) или одновременное использование обеих передних лап (B). Рассчитайте коэффициент использования правой передней лапы как (L-R)/(L + R + B) × 100%.

5. Перфузия и пробоподготовка

  1. Усыпить мышь путем перитонеальной инъекции передозировки пентобарбитала (300 мг/кг). Расположите мышь на спине и обездвижьте конечности.
  2. Сделайте разрез по средней линии на коже, начиная от средней части брюшной полости и продолжая по направлению к верхней части грудной клетки.
  3. Вскройте грудную клетку с помощью хирургических ножниц и согните мечевидный кобель вверх с помощью гемостата. Осторожно удалите легкое и диафрагму, чтобы обнажить сердце.
  4. Введите кончик перфузионной иглы в левый желудочек и проколите ножницами правое предсердие. Перфузируйте сердце 20 мл физиологического раствора через левый желудочек.
  5. Обезглавьте мышь и разрежьте кожу головы по средней линии между глазами. Разрежьте кость с обеих сторон, начиная от основания черепа и открывая до глазницы.
  6. Поднимите кальварию и аккуратно отделите мозг от основания черепа с помощью щипцов.
    Примечание: Мозг половины мышей был подвергнут окрашиванию 2,3,5-трифенилтетразолия хлорида (ТТС), в то время как мозг другой половины был подвергнут гистологическому исследованию.
  7. Замочите мозг в 4% растворе параформальдегида на ночь для последующего гистологического анализа.

6. Определение объема инфаркта

  1. Поместите мозг в морозильную камеру холодильника при температуре -20 °C на 20 минут.
  2. Поместите мозг в матрицу мозга диаметром 1 мм и разрежьте мозг на коронарные участки толщиной 2 мм с помощью микротомных лезвий.
  3. Перенесите участки мозга на 24-луночный планшет для культивирования и добавьте 2% TTC, чтобы покрыть ткань мозга. Поставьте 24-луночный планшет для культивирования в духовку постоянной температуры на 30 минут с температурой 37 °C.
  4. Осторожно приподнять отделы мозга и зафиксировать их в 4% растворе параформальдегида на 15 минут.
  5. Выполните оптическое сканирование этих участков мозга с разрешением 1200 x 1200 dpi с помощью сканера.
  6. Измерьте объем инфаркта головного мозга путем суммирования площади инфаркта каждого участка (площадь правого полушария минус неповрежденная область левого полушария) с помощью программного обеспечения Image J (https://imagej.net/software/imagej/index)18. Рассчитайте процент объема инфаркта как объем/объем инфаркта правого полушария × 100%.

7. Гистопатологический и иммунофлуоресцентный анализ окрашивания

  1. Возьмите образцы мозга из раствора параформальдегида и промойте их проточной водой в течение 1 ч.
  2. Перенесите образцы мозга в автоматическую машину для обезвоживания тканей. Запустите предустановленную программу обезвоживания, витрификации и погружения в воск. Погрузите обезвоженные образцы мозга в парафин и разрежьте их на участки толщиной 5 мкм с помощью микротома.
  3. Окрашивание гематоксилином и эозином (H&E)
    1. Депарафинизируйте срезы ксилолом 3 раза по 8 мин каждый.
    2. Регидратируйте секции путем последовательного погружения в градиентный этанол (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) и дистиллированную воду каждый раз на 5 минут.
    3. Окрашивайте срезы раствором гематоксилина в течение 5 мин.
    4. Промойте срезы дистиллированной водой, чтобы смыть остатки гематоксилина, затем опустите их в 5% спирт соляной кислоты для 5-секундной дифференцировки. Промойте секции дистиллированной водой в течение 2 минут.
    5. Срезы окрашивать раствором эозина в течение 30 с и смывать излишки окрашивающей жидкости с помощью дистиллированной воды.
    6. Погрузите секции в 90% этанол, 95% этанол, 100% этанол и ксилол (2 раза) последовательно на 5 минут каждый раз. Монтируйте секции с помощью нейтрального бальзамина для монтажа.
  4. Иммунофлуоресцентное окрашивание
    1. Депарафинизируйте срезы ксилолом 3 раза в течение 8 мин каждый раз.
    2. Регидратируйте секции, последовательно погружая их в градиентный этанол (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) и дистиллированную воду каждый раз на 5 минут.
    3. Разогрейте раствор для извлечения цитрата антигена до кипения в микроволновой печи. Погрузите срезы в раствор для извлечения антигена. Нагрейте буфер для извлечения антигена с низкой мощностью (20 Вт) в течение 20 минут.
    4. Выключите микроволновую печь и дайте буферу для извлечения антигена остыть до комнатной температуры (RT).
    5. Промойте срезы трижды 0,1 мМ фосфатно-солевого буфера (PBS) в течение 5 минут каждый раз.
    6. Инкубируют срезы с блокирующим раствором (5% бычьим сывороточным альбумином) в режиме ОТ в течение 1 ч для блокирования неспецифического связывания иммуноглобулина.
    7. Инкубируйте срезы с антителом к NeuN кролика (1:300), антителом к Iba-1 кролика (1:500) и антителом к GFAP мыши (1:500) при 4°C в течение ночи.
    8. Каждый раз промывайте срезы трижды 0,1 мМ PBS в течение 5 минут.
    9. Инкубируйте срезы с конъюгированным IgG против кролика у козы Alexa 594 (1:500) или конъюгированным IgG против мышей у козы Alexa 488 (1:500) в течение 1 ч при RT.
    10. Промойте секции с помощью PBS 0,1 мМ и установите их с помощью монтажного материала, препятствующего выцветанию, содержащего 4',6-диамидино-2-фенилиндол (DAPI).
    11. Получить изображения трех микроскопических полей (300 мкм × 300 мкм) в ишемической полутени с помощью флуоресцентного микроскопа с длиной волны 594 нм и 488 нм соответственно.
    12. С помощью программного обеспечения ImageJ (https://imagej.net/software/imagej/index) оценить плотность положительно окрашенных клеток путем усреднения количества клеток в ишемической полутени19.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Основными инструментами, используемыми для проведения dMCAO, являются набор микрохирургических инструментов, вапорайзер изофлурана и монополярный микрохирургический генератор электрокоагуляции, показанный на рисунке 1. Экспериментальная методика данного исследования проиллюстрирована на рисунке 2. Короче говоря, для обнажения дистального отдела MCA была использована краниотомия небольшого костного окна, которая впоследствии была коагулирована, чтобы вызвать пост...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В настоящем протоколе краниотомической модели электрокоагуляции dMCAO хирургические процедуры проводятся с минимальной инвазивностью, при этом отделяется только часть височной мышцы для смягчения неблагоприятного воздействия на жевательную функцию. Все мыши хорошо восстановились после процедуры, без каких-либо случаев трудностей с кормлением. MCA можно легко различить в височной кости мыши, что облегчает точное определение подходящих мест трепанации черепа. Это ишемическое поражение, вызванное моделью dMCAO, было локализ...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет противоречащих друг другу интересов, которые можно было бы раскрыть.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было поддержано грантами Фонда естественных наук провинции Хубэй (2022CFC057).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
2,3,5-трифенилтетразолий
хлорид (TTC)		Sigma-Aldrich108380Краситель для окрашивания TTC
24-луночный культуральный планшетCorning (США)CLS3527Сосуд для окрашивания TTC
4% параформальдегидомWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1101Фиксация тканей
5% бычьим сывороточным альбуминомWuhan BOSTER Bio Co., Ltd.AR004Неспецифический антиген блокирующий
5-0 Полигликолевая кислота ШовJinhuan Medical Co., LtdKCR531Материал для хирургии
Наркозный аппаратMidmark CorporationVMRОбезболенное животное
Antifade Монтажное средствоBeyotime BiotechP0131Уплотнение для окрашивания IF
Автоматизация-тканевое обезвоживание 
машина		Leica Biosystems (Германия)TP1020Дегидратированный тканевый
крем для депиляцииVeet (Франция)20220328Материал для хирургии
Diclofenac  Натрий  гельWuhan Ma Yinglong Pharmaceutical
 Co., Ltd.		H10950214Обезболивание наконечника сверла для животных
(0,8 мм)Rwd Life Science Co., Ltd.Оборудование для хирургии
Эозин окрашивающий растворWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1001Краситель для H& E окрашивание
глаз мазьGuangzhou Pharmaceutical Co., LtdH44023098Материал для хирургии
Флуоресцентный микроскопOlympus (Япония)BX51Получение изображения
GFAP Мышиное моноклональное антителоCell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, США)		3670Первичное антитело для окрашивания IF
Goat anti-mouse Alexa
488-конъюгированный IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, США)		4408Второе антитело для окрашивания IF
Goat anti-rabbit Alexa
594-конъюгированное IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, США)		8889Второе антитело для окрашивания IF
Измеритель силы захватаShanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd.XR501Оборудование для поведенческих тестов
для окрашивания гематоксилинаWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1004Краситель для H& E окрашивание
Iba1 Rabbit моноклональное антителоAbcamab178846Первичное антитело для окрашивания IF
IsofluraneRwd Life Science Co., Ltd.R510-22-10
Лазерный допплеровский измеритель кровотокаMoor Instruments (UK)moorVMSМониторинг кровотока
MeloxicamBoehringer-IngelheimJ20160020Анальгезия для животных
MicrodrillRwd Life Science Co., Ltd.78001Оборудование для хирургии
Набор микрохирургических инструментовRwd Life Science Co., Ltd.SP0009-RОборудование для хирургии
МикротомThermo Fisher Scientific (США)HM325Производство срезов
Микротомное лезвиеLeica Biosystems (Германия)819Производство срезов тканей
Монополярный электрокоагуляционный генераторSpring Scenery Medical Instrument
Co., Ltd.		CZ0001Оборудование для хирургии
Мупироциновая мазьTianjin Smith Kline & French
Laboratories Ltd.		H10930064Противоинфекционное средство для животных
NeuN Rabbit моноклональное антителоCell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, США)		24307Первичное антитело для окрашивания IF
Нейтральный бальзамAbsin Bioscienceabs9177Seal for H& E окрашивание
Центр встраивания парафинаThermo Fisher Scientific (США)EC 350Производство парафиновых блоков
Пентобарбитал натрияSigma-AldrichP3761Эвтаназизированное животное
Фосфат буферизованный физиологический растворShanghai Beyotime Biotech Co., LtdC0221AПолоскание для секции тканей
ShaverShenzhen Codos Electrical Appliances
Co.,Ltd.		CP-9200Оборудование для хирургии
Раствор цитрата натрияShanghai Beyotime Biotech Co., Ltd.P0083Забор антигена для окрашивания ПЧ
раствор для животных под наркозом

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar. J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).
  2. GBD 2016 Stroke Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016. Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).
  3. Joo, H., Wang, G., George, M. G. A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke. Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).
  4. Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis. Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).
  5. Tamura, A., et al. Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  6. Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
  7. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Candelario-Jalil, E., Paul, S. Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective. J Exp Neurol. 335, 113494(2021).
  10. Zuo, X., et al. Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer. Neuropharmacology. 162, 107786(2020).
  11. Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke. J Chem Neuroanat. 130, 102261(2023).
  12. Caleo, M. Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models. Neuroscience. 311, 180-194 (2015).
  13. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729(2014).
  14. Lavayen, B. P., et al. Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice. Neurochem Int. 165, 105508(2023).
  15. Hu, K., et al. Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke. J Exp Neurol. 368, 114499(2023).
  16. Yu, S. P., et al. Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke. J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).
  17. Lin, Y. H., et al. Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2. J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).
  18. Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining. Front Neurosci. 13, 102(2019).
  19. Jensen, E. C., et al. Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ. Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).
  20. Donahue, J., Wintermark, M. Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review. J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).
  21. Sun, M., et al. Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway. Heliyon. 8 (7), e09909(2022).
  22. Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research. Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).
  23. Hao, T., et al. Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats. Phytomedicine. 79, 153353(2020).
  24. Pietrogrande, G., et al. Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke. Sci Rep. 9 (1), 4841(2019).
  25. Shi, X., et al. Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice. Nat Commun. 12 (1), 6943(2021).
  26. Chen, W. C., et al. Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain. JNeuroinflammation. 16 (1), 187(2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи