Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Зеленый синтез, характеризация, инкапсуляция и измерение потенциала высвобождения новых микро-/субмикронных частиц щелочного лигнина

1.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66216

⸱

1 марта 2024 г.

 ,  , 
1Department of Pharmacology, Animal Physiology, Biochemistry and Chemistry, Faculty of Veterinary Medicine, Trakia University

В этой статье

Краткое содержание

Описаны новые, простые методики синтеза и характеристики биосовместимых микро- и субмикронных частиц лигнина. Эти составы обеспечивают простой подход к использованию гетерополимера, а также альтернативу для рационального проектирования многофункциональных матриц носителей с потенциальной применимостью в биомедицине, фармацевтической технологии и пищевой промышленности.

Аннотация

Применение биополимерных микро-/нанотехнологий в человеческой, ветеринарной, фармацевтической и пищевой технике быстро растет в связи с большим потенциалом частиц на основе биополимеров в качестве эффективных систем-носителей. Использование лигнина в качестве основной гетерополимерной биоматрицы для разработки инновационных микро-/субмикронных составов позволяет достичь повышенной биосовместимости и предлагает различные активные функциональные группы, представляющие возможности для индивидуализации физико-химических свойств и биологической активности составов для различных применений. Целью настоящего исследования явилась разработка простой и экологичной методики синтеза частиц лигнина микро- и субмикронного размера; оценить их физико-химические, спектральные и структурные характеристики; и изучить их способность к инкапсуляции биологически активных молекул и потенциал высвобождения биофлавоноидов in vitro в смоделированных желудочно-кишечных средах. В представленных методиках применяются дешевые и экологически чистые растворители; Простые, простые, быстрые и чувствительные процессы, требующие небольшого количества оборудования, нетоксичных веществ и простых методов для их характеристики, определения инкапсуляционной способности к плохо растворимым в воде биологически активных соединений морина и кверцетина, а также потенциала высвобождения лигниновых матриц in vitro .

Введение

В настоящее время склонность к биополимерам, таким как целлюлоза, хитозан, коллаген, декстран, желатин и лигнин, в качестве прекурсоров для разработки микро- и субмикронных носителей с настраиваемым размером, физико-химическими свойствами и биофункциональностью, возросла в биомедицинской, фармацевтической и пищевой промышленности из-за их применимости в тканевой инженерии, 3D-биопечати, in vitro платформы моделирования заболеваний, упаковочная промышленность, приготовление эмульсий и доставка питательных веществ, среди прочего 1,2,3.

Новые исследования подчеркивают аспекты гидрогелей на основе лигнина, а также микро- и наносоставов4 как предпочтительных носителей, используемых для упаковочных материалов для пищевых продуктов5, накопителей энергии6, косметики7, термостабилизаторов/светостабилизаторов, армированных материалов и матриц носителей лекарств8 для доставки гидрофобных молекул, улучшения УФ-барьеров9, в качестве армирующих агентов в нанокомпозитах, а также в качестве альтернативы неорганическим наночастицам в связи с некоторыми недавними проблемами безопасности 10,11,12. Причиной этой тенденции является биосовместимость, биоразлагаемость и нетоксичность природного гетеробиополимера, а также его доказанная биологическая активность лигнин-антиоксидантного потенциала и поглощения радикалов, антипролиферативная и антимикробная активность 13,14,15,16,17.

В научной литературе описываются различные методы синтеза (самосборка, осаждение против растворителей, кислотное осаждение и сдвиг растворителя)18 и характеристика микро-/наноразмерных составов на основе лигнина, включая применение дорогостоящих или вредных растворителей, таких как тетрагидрофуран (ТГФ), диметилсульфоксид (ДМСО), N,N-диметилформамид (ДМФА) и ацетон, а также сложные, непрямые и утомительные процессы, в которых используется много оборудования и токсичных веществ.,19,20.

Для преодоления последних недостатков в следующих протоколах представлены новые методики синтеза микро- и субмикронных частиц на основе лигнина с использованием дешевых и экологически чистых растворителей; простые, простые, быстрые и чувствительные процессы, требующие небольшого количества оборудования, нетоксичных веществ и простых методов для их характеризации и определения инкапсуляционной способности к плохо растворимым в воде биологически активным соединениям и потенциала высвобождения лигниновых матриц in vitro . Представленные лабораторные методы производства выгодны для производства функциональных носителей лигнина с перестраиваемыми размерами, высокой инкапсулирующей способностью и устойчивым поведением высвобождения in vitro с использованием простых процедур определения характеристик и экологически чистых химических веществ, которые могут найти применение в различных областях биомедицинских наук и пищевых технологий. Два флавоноида применялись в качестве молекул-мишеней, инкапсулированных в частицы лигнина: морин — в микрочастицы, а кверцетин — в субмикронные частицы. Различие в структурах обоих флавоноидов заключается только в положении второй -OH-группы в В-ароматическом кольце: -ОН-группа находится в 2'-положении в морине и в 3'-положении в кверцетине, таким образом, оба органических соединения являются позиционными изомерами. Последний факт предполагает сходное поведение обоих биологически активных природных соединений в процессах инкапсуляции и/или высвобождения.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Синтез микрочастиц лигнина

  1. Приготовьте водный раствор щелочного лигнина 50 мг/мл, растворив 2,5 г щелочного лигнина в 50 мл сверхчистой воды на магнитной мешалке.
  2. Приготовьте 1% раствор Tween 80, растворив 1 мл Tween 80 в 100 мл сверхчистой воды.
  3. Приготовьте 2 М раствор HNO3 путем разбавления 6,65 мл 67% HNO3 (плотность = 1,413 г/мл) со сверхчистой водой до конечного объема 50 мл.
  4. Медленно добавьте 15 мл 1% раствора Tween 80 к 50 мл раствора щелочного лигнина 50 мг/мл.
  5. Перемешивайте смесь на магнитной мешалке при 500 об/мин в течение 10 мин, чтобы поверхностно-активное вещество хорошо диспергировалось.
  6. Добавьте в смесь 20 мл 2 М HNO3 по каплям с помощью шприца со скоростью потока примерно 150 мкл/с.
  7. Продолжайте помешивать смесь в течение 30 минут, пока темно-коричневый раствор не превратится в светло-коричневую суспензию микрочастиц.
  8. Перенесите суспензию в пробирки объемом 1,5-2 мл и центрифугируйте в течение 30 мин при 15 000 × г в ультрацентрифуге при 10 °C.
  9. Соберите надосадочную жидкость для дальнейших анализов и промойте микрочастицы сверхчистой водой.
  10. Повторите процедуры ополаскивания/ультрацентрифугирования 3 раза.
  11. Перед ультразвуковой гомогенизацией емкость с микрочастицами опустить на ледяную баню.
  12. Гомогенизировать микрочастицы в течение 4 мин с интенсивностью 93% на ультразвуковом гомогенизаторе.
  13. Лиофилизируйте микрочастицы при температуре -64 °C в сублимационной сушилке и храните их в эксикаторе для дальнейшего использования.

2. Синтез субмикронных частиц лигнина

  1. Приготовьте водный раствор щелочного лигнина 5 мг/мл, растворив 125 мг щелочного лигнина в 25 мл сверхчистой воды на магнитной мешалке.
  2. Медленно добавьте 1 мл 96% EtOH в раствор щелочного лигнина.
  3. Перемешивайте смесь на магнитной мешалке при 500 об/мин в течение 3 мин.
  4. Приготовьте 50 мл 1% раствора лимонной кислоты, растворив 0,5 г лимонной кислоты в сверхчистой воде до конечного объема 50 мл.
  5. Добавьте в смесь 7 мл 1% лимонной кислоты по каплям с помощью шприца со скоростью потока примерно 4 мл/мин.
  6. Продолжайте помешивать смесь в течение 10 минут, когда коричневый прозрачный раствор превратится в мутную светло-коричневую суспензию субмикронных частиц.
  7. Перенесите суспензию в пробирки и центрифугуйте в течение 30 мин при 15 000 × g в ультрацентрифуге при 10 °C.
  8. Соберите надосадочную жидкость для дальнейших анализов и промойте микрочастицы сверхчистой водой.
  9. Повторите процедуры ополаскивания/ультрацентрифугирования 3 раза.
  10. Перед ультразвуковой гомогенизацией емкость с микрочастицами опустить на ледяную баню.
  11. Гомогенизируйте микрочастицы ультразвуком в течение двух циклов по 4 мин каждый с интенсивностью 96% в ультразвуковом гомогенизаторе.
  12. Охладите емкости в течение 1 минуты после первого цикла.
  13. Лиофилизируйте микрочастицы при температуре -64 °C в сублимационной сушилке и храните их в эксикаторе для дальнейшего использования.

3. Синтез микро-/субмикронных частиц лигнина, инкапсулированных флавоноидами

  1. Повторите шаги 1.1-1.5 для микрочастиц.
  2. Взвесьте 0,08 г морина, растворите его в 1 мл EtOH и добавьте этот этаноловый раствор в смесь.
  3. Перемешивайте смесь на магнитной мешалке при 500 об/мин в течение 20 мин.
  4. Добавьте в смесь 20 мл 2 Н HNO3 по каплям с помощью шприца со скоростью потока примерно 150 мкл/с.
  5. Продолжайте помешивать смесь в течение 60 минут.
  6. Повторите шаги 1.8-1.13.
  7. Повторите шаг 2.1 для субмикронных частиц.
  8. Масса 0,04 г кверцетина, растворите его в 1 мл этанола и добавьте этот этанольный раствор в щелочной водный раствор лигнина.
  9. Перемешивайте смесь на магнитной мешалке при 500 об/мин в течение 10 мин.
  10. Повторите шаги 2.4-2.13.

4. Определение эффективности инкапсуляции микро-/сумикрочастиц лигнина

  1. Рассчитать содержание добавляемого биологически активного вещества в ходе процедуры синтеза обоих типов инкапсулированных флавоноидами частиц лигнина.
    1. Спектрофотометрически определяют поглощение флавоноида в надосадочной жидкости, полученной на этапах 1.9 и 2.8 после разбавления его 96% EtOH.
    2. Рассчитайте концентрацию незахваченного морина/кверцетина, используя калибровочные кривые флавоноидов.
    3. Рассчитать эффективность инкапсуляции (EE, %) микрочастиц лигнина по отношению к природным флавоноидам с помощью уравнения (1):
      figure-protocol-1(1)
      где wo – общее количество добавленного биологически активного вещества (мг), а wf – количество свободного незахваченного флавоноида (мг).
    4. Рассчитайте загрузочную способность лекарственного средства (DLC, %) — важный параметр, представляющий количество лекарственного препарата в частицах на единицу веса несущей системы — с помощью уравнения (2):
      figure-protocol-2(2)
      где wp – общее количество (выход) микро-/субмикронных частиц лигнина, полученных после лиофилизации (мг).

5. Характеристика микро- и субмикронных частиц лигнина

  1. Определение количества, размера и распределения частиц по размерам
    1. Оцените размер частиц и распределение частиц в образцах с помощью автоматического счетчика ячеек с возможностью подсчета гранул. Добавьте с помощью микропипетки 1 мкл суспензии микро-/субмикронных частиц лигнина/флавоноидов в сверхчистую воду в лунку счетного стекла, необходимую для операции.
    2. Дождитесь, пока количество частиц в 1 мл суспензии, а также их количество и распределение по размерам отобразятся на дисплее автоматического счетчика клеток.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Устройство позволяет хранить данные на флэш-памяти USB. Специальное программное обеспечение автоматического счетчика ячеек позволяет осуществлять дальнейшую обработку сохраненных цифровых и фотофайлов.
  2. Определение содержания поверхностных кислотно-основных групп частиц лигнина методом потенциометрического титрования
    1. Масса 0,04 г незагруженных/инкапсулированных флавоноидами частиц лигнина.
    2. Переложите их в колбу Эрленмейера, добавьте 10 мл 0,1 М HCl и поместите колбу на магнитную мешалку при 250 об/мин.
    3. Наполните 50 мл бюретки 0,1 М стандартным раствором титранта NaOH.
    4. Перед началом титрования измерьте исходный pH раствора в колбе Эрленмейера настольным рН-метром.
    5. Начните титрование и измерьте рН анализируемого раствора после каждых 0,5 мл добавленной порции титранта.
    6. Сохраните экспериментальные данные в таблице, содержащей объем примененного титранта и соответствующее значение pH.
    7. Прекратите титрование при достижении приблизительно постоянного значения рН, увеличив объем раствора титранта.
    8. Построение экспериментальных данных в виде кривых дифференциального титрования с нулевыми, первыми и вторыми производными.
    9. Определите эквивалентные точки и соответствующие эквивалентные объемы используемых титрантов.
    10. Рассчитать содержание кислотных основных групп А, аи А, bна поверхности незагруженных и загруженных флавоноидами частиц лигнина с помощью уравнений (3) и (4):
      figure-protocol-3 , мгэкв/г (3)
      figure-protocol-4 мгэкв/г (4)
      где Veqi — эквивалентный объем (мл); NT нормальность титранта (мгекв/мл); V T объем титранта, используемого для процедуры определения (мл); m вес анализируемого образца (г).
  3. Определение точки нулевого заряда (рНPZC) частиц на основе лигнина методом добавления твердых веществ.
    1. Приготовьте 60 мл 0,1 М водного раствора NaCl.
    2. Добавьте 9 мл 0,1 М раствора NaCl в каждую из пяти конических колб с пробками и отрегулируйте рН до рНi = 2, 4, 7, 10 и 12 (где i = 1-5 обозначают номер соответствующего раствора), соответственно путем добавления 0,1 М HCl или 0,1 М NaOH. Общий объем раствора в каждой колбе довести до 10 мл точно, добавив раствор NaCl той же крепости.
    3. Добавьте 40 мг сухих частиц лигнина (разгруженных, наполненных флавоноидами микро/субмикронов) в каждую колбу и надежно закройте колбы.
    4. Закрепите колбы вертикально на орбитальном вибростенде и удерживайте их в течение 24 часов.
    5. Дайте уравновеситься в течение 30 минут и затем измерьте конечный pH (pHf) надосадочной жидкости в каждой колбе.
    6. Сравните значения pHf с соответствующими начальными значениями pH (pHi).
    7. Точка нулевого заряда (pHPZC) определяется как значение pH, при котором кривая ΔpH в зависимости от pHi пересекает прямую с координатами (pHi; pHi).
  4. Определение общего содержания фенольных соединений (ТФК) частиц лигнина
    ПРИМЕЧАНИЕ: Общее содержание фенольных соединений (TPC) микро-/субмикронных частиц лигнина определяется модифицированным колориметрическим методом Фолина-Чокальтеу.
    1. Смешать 200 мкл водной суспензии частиц с концентрацией 500 мкг/мл с 600 мкл сверхчистой воды и 200 мкл реагента Фолина-Чокальтеу (1:1, v/v).
    2. Через 5 мин добавить в смесь 1,0 мл 8%Na2CO3 и 1,0 мл воды Milli-Q и инкубировать ее в темноте при 40 °C в течение 30 мин на водяной бане с прерывистым перемешиванием.
    3. Центрифугируйте суспензию при 5 300 × г в течение 2 мин.
    4. Подготовьте заготовку, не содержащую частиц.
    5. Перенесите 3,5 мл надосадочной жидкости в кварцевую кювету толщиной 10 мм и измерьте поглощение на УФ/ВИД спектрофотометре в видимой области на длине волны 760 нм относительно бланка.
    6. Подготовить калибровочную кривую стандартной галловой кислоты в соответствии с этапами 5.3.1-5.3.5; только вместо 200 мкл суспензии частиц лигнина используют этанольный раствор галловой кислоты с исходными концентрациями 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90, 100, 150 и 200 мкг/мл.
    7. Выразите экспериментальные данные микрочастиц в мг эквивалента галловой кислоты в миллиграммах на грамм сухого образца (мг ГАЕ/г).
    8. Рассчитайте TPC с помощью уравнения (5):
      figure-protocol-5 мг ГАЕ/г (5)
      где CGA - концентрация образца, эквивалентная концентрации стандартной галловой кислоты, полученной на калибровочном графике кислоты (μг GA/мл); Cs — концентрация образца, равная массе сухого образца, деленной на объем растворителя (μг/мл).

6. Определение способности частиц лигнина к высвобождению in vitro

  1. Приготовьте 250 мл смоделированной бесферментной желудочной среды, регулируя рН стандартного раствора PBS с 0,1 М HCl до рН = 1,2.
  2. Приготовьте по 250 мл каждого из двух смоделированных растворов кишечной жидкости, регулируя рН стандартного раствора PBS с 0,1 М NaOH/0,1 М HCl до рН = 6,8 и 7,4 соответственно.
  3. Добавить 25 мг инкапсулированных флавоноидами микро-/субмикронных частиц к 50 мл имитируемой бесферментной желудочной среды в стеклянном реакторе, снабженном механической мешалкой, и поместить его в водяную баню при постоянной температуре T = 37 ± 0,2 °С.
  4. Опустите мешалку на глубину 2/3 объема жидкости, чтобы обеспечить полное смешивание твердой и жидкой фаз и обеспечить максимальный массоперенос без застойных зон.
  5. Вынимайте 1 мл пробы из реактора каждые 10 мин до90-й минуты и немедленно пипетируйте 1 мл свежего раствора моделируемой жидкости в реактор, чтобы предотвратить изменение общего объема и обеспечить условия погружения.
  6. Повторите ту же процедуру, включая шаги 6.3-6.6, с обоими смоделированными растворами кишечной жидкости с рН = 6,8 и 7,4 соответственно в течение 200 мин.
  7. Провести аналогичные эксперименты с незагруженными частицами лигнина в трех имитируемых средах и использовать образцы в качестве заготовок для обнуления спектрофотометра.
  8. Определить поглощение образцов спектрофотометрическим путем после фильтрации образцов и разбавления их 96% EtOH по сравнению с холостыми образцами из шага 6.7 и рассчитать соответствующую концентрацию флавоноидов с использованием соответствующих калибровочных кривых морина, полученных при рН = 1,2, 6,8 и 7,4 соответственно.
  9. Рассчитать кумулятивное высвобождение (CR) биофлавоноидов с помощью уравнения (6) в μг/мл и процент кумулятивного высвобождения (CRP) по уравнению (7):
    figure-protocol-6(6)
    где Ci и Ci+1 – концентрации морина/кверцетинав i и (i+1)м образцах (μг/мл); Vs объем пробы, отобранной из реактора периодического действия (мл); V общий объем моделируемой среды (мл).
    figure-protocol-7(7)
    ГдеCmax — максимальная концентрация биологически активного соединения в носителе (μг/мл).

7. Статистический анализ

  1. Выразите экспериментальные данные в виде средств ± стандартных отклонений (SD) трех независимых измерений.
  2. Определите статистическую значимость экспериментальных результатов, выполнив тест ANOVA в качестве апостериорного теста. Рассмотрим значение p < 0,05 статистически значимым.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Для получения микро-/субмикронных частиц щелочного лигнина был применен метод осаждения против растворителей. Водный раствор разбавленной неорганической кислоты-азотной кислоты/органической кислоты-лимонной кислоты диспергировали в водный раствор щелочного лигнина, обогащенный экологически чистым поверхностно-активным веществом/этанолом, что приводило к постепенному осаждению растворенного вещества биополимера и после обработки ультразвуком получалась суспензия компактных микро-/субмикронных частиц (...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

К числу основных критических вопросов современных методик синтеза для разработки лекарственных препаратов-носителей на основе биополимеров относится применение опасных органических реагентов – летучих и легковоспламеняющихся растворителей, таких как тетрагидрофуран, ацетон, метанол и даже ДМСО в высоких концентрациях, что ограничивает их применимость в биомедицине, фармацевтической промышленности, пищевых технологиях из-за проявления возможных токсическихэффектов20,

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

Это исследование было поддержано Болгарским научным фондом по контракту No KΠ-06 H59/3 и научным проектом No 07/2023 FVM, Университет Тракия.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
счетчик автоматических ячеекEVE, NanoEnTek
Лимонная кислотаSigma251275  реагент ACS, ≥ 99,5%
цифровая водяная баняMemmert
Eppendorf tubes, 1,5-2 мл
ЭтанолSigma34852-Mабсолют, подходит для ВЭЖХ, ≥ 99,8%
Фолин– Чокальтеу s фенольный реактивSigmaF9252
  сублимационная сушилкаBiobase
галловая кислотаSigma-BCBW7577моногидрат
HClSigma258148реагент ACS, 37%
HNO3Sigma438073  Реагент ACS, 70%
лигнин, щелочьSigma370959
моринSigmaPHL82601
реагент NaClSigmaS9888ACS, ≥ 99,0%
Na<суб>2CO3Sigma223530порошок, ≥ 99,5%, реактив
ACS NaOHSigma655104класс реагента, 97%, порошковый
орбитальный шейкерIKAKS 130 базовый
pH-метрConsort
фосфатно-солевой буферный (PBS)SigmaRNBH7571
гидрат кверцетинаSigmaSTBG3815V
статистическое программное обеспечение для ExcelКорпорацияXLSTAT  Версия 2022.4.5.
Твин 80SigmaP8074BioXtra, вязкая жидкая
ультрацентрифугаHermleZ 326 K
Система сверхчистой водыAdronaINTEGRITY+
ультразвуковой гомогенизаторBandelin SonopulsHD 2070
УФ/ВИД спектрофотометрHach-LangeDR 5000
Microsoft

Ссылки

  1. Yu, X., et al. Lignin nanoparticles with high phenolic content as efficient antioxidant and sun-blocker for food and cosmetics. ACS Sustainable Chem. Eng. 11 (10), 4082-4092 (2023).
  2. Boarino, A., Klok, H. -A. Opportunities and challenges for lignin valorization in food packaging, antimicrobial, and agricultural applications. Biomacromolecules. 24 (3), 1065-1077 (2023).
  3. Aadil, K., Barapatre, A., Jha, H. Synthesis and characterization of Acacia lignin-gelatin film for its possible application in food packaging. Bioresour. Bioprocess. 3 (27), 1-11 (2016).
  4. Sharma, S., et al. Valorization of lignin into nanoparticles and nanogel: characterization and application. Bioresour. Technol. Reports. 18, 101041(2022).
  5. Zadeh, E. M., O'Keefe, S. F., Kim, Y. -T. Utilization of lignin in biopolymeric packaging films. ACS Omega. 3 (7), 7388-7398 (2018).
  6. Beaucamp, A., et al. Lignin for energy applications - state of the art, life cycle, technoeconomic analysis and future trends (Critical Review). Green Chem. 24, 8193-8226 (2022).
  7. Antunes, F., et al. From sugarcane to skin: Lignin as a multifunctional ingredient for cosmetic application. Int J Biol Macromol. 234, 123592(2023).
  8. Garg, J., et al. Applications of lignin nanoparticles for cancer drug delivery: An update. Materials Letters. 311, 131573(2022).
  9. Anushikha, K. K. Lignin as a UV blocking, antioxidant, and antimicrobial agent for food packaging applications. Biomass Conv. Bioref. , 1-14 (2023).
  10. Freitas, F. M. C., et al. synthesis of lignin nano- and micro-particles: Physicochemical characterization, bioactive properties and cytotoxicity assessment. Int J Biol Macromol. 163, 1798-1809 (2020).
  11. Rismawati, R., Nurdin, I. A., Pradiptha, M. N., Maulidiyah, A., Mubarakati, N. J. Preparation and characterization of lignin nanoparticles from rice straw after biosynthesis using Lactobacillus bulgaricus. Journal of Physics: Conference Series. 9th International Seminar on New Paradigm and Innovation of Natural Sciences and its Application. 1524, 012070(2020).
  12. Worku, L. A., et al. Synthesis of lignin nanoparticles from Oxytenanthera abyssinica by nanoprecipitation method followed by ultrasonication for the nanocomposite application. Journal of King Saud University - Science. 35 (7), 102793(2023).
  13. Gala Morena, A., Tzanov, T. z Antibacterial lignin-based nanoparticles and their use in composite materials. Nanoscale Adv. 4, 4447-4469 (2022).
  14. Ivanova, D., Nikolova, G., Karamalakova, Y., Marutsova, V., Yaneva, Z. Water-soluble alkali lignin as a natural radical scavenger and anticancer alternative. Int J Mol Sci. 24 (16), 12705(2023).
  15. Ivanova, D., Toneva, M., Simeonov, E., Antov, G., Yaneva, Z. Newly synthesized lignin microparticles as bioinspired oral drug-delivery vehicles: Flavonoid-carrier potential and in vitro radical-scavenging activity. Pharmaceutics. 15 (4), 1067(2023).
  16. Yaneva, Z., et al. Antimicrobial potential of conjugated lignin/morin/chitosan combinations as a function of system complexity. Antibiotics. 11, 650(2022).
  17. Handral, H. K., Wyrobnik, T. A., Lam, A. T. -L. Emerging trends in biodegradable microcarriers for therapeutic applications. Polymers. 15 (6), 1487(2023).
  18. Figueiredo, P., Lintinen, K., Hirvonen, J. T., Kostiainen, M. A., Santos, H. A. Properties and chemical modifications of lignin: Towards lignin-based nanomaterials for biomedical applications. Prog. Mater. Sci. 93, 233-269 (2018).
  19. Tang, Q., et al. Lignin-based nanoparticles: a review on their preparations and applications. Polymers. 12 (11), Basel. 2471(2020).
  20. Zhao, W., Simmons, B., Singh, S., Ragauskas, A., Cheng, G. From lignin association to nano-/micro-particle preparation: extracting higher value of lignin. Green Chemistry. 18 (21), 5693-5700 (2016).
  21. Stewart, H., Golding, M., Matia-Merino, L., Archer, R., Davies, C. Manufacture of lignin microparticles by anti-solvent precipitation: Effect of preparation temperature and presence of sodium dodecyl sulfate. Food Res Int. 66, 93-99 (2014).
  22. Beisl, S., Friedl, A., Miltner, A. Lignin from micro- to nanosize: Applications. Int. J. Mol. Sci. 18, 2367(2017).
  23. Mishra, P. K., Ekielski, A. A simple method to synthesize lignin nanoparticles. Colloids Interfaces. 3, 52(2019).
  24. Qian, Y., Deng, Y., Qiu, X., Li, H., Yang, D. Formation of uniform colloidal spheres from lignin, a renewable resource recovered from pulping spent liquor. Green Chem. 16, 2156-2163 (2014).
  25. Tardy, B. L., et al. Lignin nano- and microparticles as template for nanostructured materials: formation of hollow metal-phenolic capsules. Green Chem. 20, 1335-1344 (2018).
  26. Silva, M., et al. Paraquat-loaded alginate/chitosan nanoparticles: preparation, characterization and soil sorption studies. J Haz Mat. 190 (1-3), 366-374 (2011).
  27. Georgieva, N., Yaneva, Z. Comparative evaluation of natural and acid-modified layered mineral materials as rimifon-carriers using UV/VIS, FTIR, and equilibrium sorption study. Cogent Chem. 1 (1), 1-16 (2015).
  28. Zhang, P., Chen, D., Li, L., Sun, K. Charge reversal nano-systems for tumor therapy. J Nanobiotechnol. 20, 31(2022).
  29. Yaneva, Z. L., Georgieva, N. V. Removal of diazo dye from the aqueous phase by biosorption onto ball-milled maize cob (BMMC) biomass of Zea mays. Maced. J. Chem. Chem. Eng. 32 (1), 133-149 (2013).
  30. Zatorska, M., et al. Drug-loading capacity of polylactide-based micro- and nanoparticles - Experimental and molecular modeling study. Int J Pharmaceutics. 591, 120031(2020).
  31. Yaneva, Z., Georgieva, N. Chapter 5 - Physicochemical and morphological characterization of pharmaceutical nanocarriers and mathematical modeling of drug encapsulation/release mass transfer processes. Nanoscale Fabrication, Optimization, Scale-Up and Biological Aspects of Pharmaceutical Nanotechnology. Grumezescu, A. M. , William Andrew Publishing. 173-218 (2018).
  32. Yaneva, Z., Georgieva, N., Staleva, M. Development of d,l-α-tocopherol acetate/zeolite carrier system: equilibrium study. Monatshefte fur Chemie Chemical Monthly. 147 (7), 1167-1175 (2016).
  33. Yaneva, Z., Georgieva, N. Study on the physical chemistry, equilibrium, and kinetic mechanism of Azure A biosorption by Zea mays biomass. Journal of Dispersion Science and Technology. 35 (2), 193-204 (2014).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Частицы лигнинаинкапсуляция частицвысвобождение in vitroдоставка биофлавоноидовимитированные среды желудочно-кишечного трактахарактеристика частицлиофилизацияультразвуковая гомогенизация
Зеленый синтез, характеризация, инкапсуляция и измерение потенциала высвобождения новых микро-/субмикронных частиц щелочного лигнина
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.