Методическая статья

Предварительная валидация стереотаксических координат инжекции с помощью криосекции

DOI:

10.3791/66262

⸱

19 июля 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Renji Hospital, Shanghai Jiaotong University, School of Medicine, 2Key Laboratory of Anesthesiology (Shanghai Jiaotong University), Ministry of Education, 3Department of Anesthesiology, Shanghai General Hospital, Shanghai Jiaotong University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В настоящем протоколе описана практическая стратегия для ускорения этапа верификации координат стереотаксической инъекции перед проведением отслеживания вируса с использованием красителей и замороженных срезов.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Стереотаксическая инъекция в определенную область мозга представляет собой фундаментальный экспериментальный метод в фундаментальной нейробиологии. Исследователи обычно основывают свой выбор параметров стереотаксической инъекции на атласах мозга мышей или опубликованных материалах, в которых использовались различные популяции/возрасты мышей и различное стереотаксическое оборудование, что требует дальнейшей проверки параметров стереотаксических координат. Эффективность визуализации кальция, хемогенетических и оптогенетических манипуляций зависит от точной экспрессии репортерных генов в исследуемой области, что часто требует нескольких недель усилий. Таким образом, это трудоемкая задача, если заранее не проверены координаты целевой области мозга. Используя соответствующий краситель вместо вируса и реализуя криосекцию, исследователи могут наблюдать за местом инъекции сразу после введения красителя. Это способствует своевременной корректировке параметров координат в тех случаях, когда существуют расхождения между фактическим местом введения и теоретическим положением. Такие корректировки значительно повышают точность экспрессии вируса в целевой области в последующих экспериментах.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Почти все современные инструменты нейромодуляции, включая запись кальция in vivo, оптогенетические и хемогенетические инструменты, требуют использования стереотаксических координат для нацеливания на область мозга, представляющую интерес 1,2,3, что составляет основу нейронных манипуляций. Стереотаксические координаты областей мозга мыши определяются по отношению к брегме и лямбде, костным ориентирам на черепе, образуя так называемую стереотаксическую систему координат, производную от черепа. Либо брегма, либо лямбда могут служить нулевой точкой трехмерных координат. Три оси — переднезадняя (AP), медиолатеральная (ML) и дорсовентральная (DV), представляющие оси y, x и z на цифровом дисплее стереотаксических инструментов. Для хорошо известных областей мозга параметры стереотаксических координат конкретной области могут быть получены из атласов мозга мышей4 (например, мозг мыши Паксиноса и Франклина в стереотаксических координатах) и/или из опубликованной литературы 5,6. Тем не менее, дальнейшая валидация необходима из-за различий в стереотаксическом оборудовании и возрасте/популяциях мышей, используемых различными исследователями.

Структура – это основа функции. Нейронные цепи формируют основу для многих функций мозга, таких как когнитивная деятельность, эмоции, память, сенсорные и моторныефункции. Маркировка структуры и манипулирование активностью нейронных цепей жизненно важны для понимания функции конкретной нейронной цепи. За последние десятилетия нейронные индикаторы развивались на протяжении многих поколений; в ранних исследованиях в качестве антероградных индикаторов использовались агглютинин зародышей пшеницы (WGA) и агглютинин phaseolus vulgaris (PHA), а в качестве ретроградных индикаторов - фторзолото (FG), субъединица холерного токсина B (CTB), карбоцианин. Однако, в отличие от вирусных индикаторов, эти традиционные нейронные индикаторы не могут интегрировать экзогенные гены в организм хозяина, а также не обладают селективностью по типу клеток. В настоящее время вирусная стратегия стала важным предложением в фундаментальных исследованиях в области нейробиологии. Для различных исследовательских целей могут быть выбраны различные вирусные средства 7,8. Различают нетранссинаптические вирусы, транс-мультисинаптические вирусы (ретроградные и антероградные) и транс-моносинаптические вирусы (ретроградные и антероградные). Каждая категория содержит несколько типов с соответствующими характеристиками.

Процесс введения и экспрессии вируса очень трудоемкий и ресурсоемкий, часто занимает недели или даже дольше. Среди различных вирусных векторов аденоассоциированный вирус был идентифицирован как перспективное средство доставки генов, обеспечивающее широкое окно в диапазоне от 3 до 8 недель после инъекции для экспериментальной процедуры 7,8. По мере развития AAV анализ может быть проведен через 2-3 недели после введения 9,10. Другие индикаторы нейронных цепей, такие как вирус псевдобешенства (PRV) и вирус бешенства (RV), также требуют периода отслеживания не менее 2-7 дней 11,12,13,14,15. Таким образом, предварительная верификация места инъекции перед наблюдением сигналов флуоресценции является как быстрой, так и экономически эффективной.

Чтобы облегчить простую и быструю верификацию стереотаксических инъекций, в этом исследовании краситель вводится перед вирусными векторами, а криосекция позволяет исследователям наблюдать за местом инъекции и отслеживать его в течение 30 минут после инъекции.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все эксперименты на животных проводились в соответствии с руководящими принципами Animal Research Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE) и Руководством Национальных институтов здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных. Настоящее исследование было одобрено Комитетом по уходу за животными и их использованию больницы Жэньцзи Медицинской школы Шанхайского университета Цзяотун. Для настоящего исследования были использованы восьминедельные самцы мышей C57BL/6J. Животные были коммерчески получены (см. Таблицу материалов) и содержались в стандартных клетках (22 °C ± 2 °C, 12 ч/12 ч светлый/темный цикл, пища и вода ad libitum).

1. Выбор целевых областей мозга

ПРИМЕЧАНИЕ: Это стерильная процедура. Убедитесь, что все хирургические инструменты стерилизованы. Опрыскайте перчатки спиртом перед контактом с хирургическими инструментами. Не прикасайтесь в перчатках к кончикам инструментов или к области операции. Перед началом процедуры убедитесь, что мышь надлежащим образом обезболивается, проверив потерю корректирующих рефлексов и отсутствие реакции на стимуляцию кожи. Перед сверлением и инъекцией внимательно следите за частотой дыхания (60-220 вдохов в минуту, в среднем 100-150 вдохов в минуту) и амплитудой дыхания (она должна быть постоянной и не должна быть чрезмерно поверхностной или глубокой). Следует отметить любые значительные изменения частоты дыхания или амплитуды.

  1. Обезболивайте мышь с помощью внутрибрюшинной инъекции 1,25% трибромэтанола (250 мг/кг) с помощью иглы 29 G. Сбрейте волосы на черепе, как только исчезнет корректирующий рефлекс. Закрепите мышь в стереотаксической раме (см. Таблицу материалов), зафиксировав верхние резцы носовым зажимом и стабилизировав голову с помощью двух ушных планок.
  2. Применяйте офтальмологическую мазь для профилактики сухости глаз. Продезинфицируйте кожу головы, трижды протерев ее анердианом (дезинфицирующим раствором; см. Таблицу материалов). Введите 0,2 мл 1% лидокаина подкожно с помощью инсулиновой иглы 29 г для обеспечения местной анальгезии.
  3. Сделайте разрез 0,5 см с помощью глазных ножниц, чтобы обнажить черепную коробку. Используйте ватный тампон, смоченный в 3%H2O2 , чтобы потереть открытый череп, чтобы удалить надкостницу. Дайте черепной коробке высохнуть.
  4. Прикрепите дрель к стереотаксическому инструменту. С помощью лупы отрегулируйте ручки стереотаксических рычагов так, чтобы наконечник сверла находился точно на брегме, и запишите значение оси Z с помощью цифрового ЖК-дисплея.
    1. Отрегулируйте ручки и расположите наконечник сверла на лямбде и запишите значение оси z. Отрегулируйте носовой зажим и ушные планки, чтобы сделать два z-значения ближе, и повторяйте описанные выше шаги, пока разница между двумя z-значениями не станет менее 0,1 мм.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Оси x, y и z на цифровом ЖК-дисплее соответствуют медиолатеральной (ML), переднезадней (AP) и дорсовентральной (DV) соответственно. Брегма и лямбда могут рассматриваться как находящиеся в одной горизонтальной плоскости, если разница между двумя z-значениями составляет менее 0,1 мм.
  5. Обеспечьте лево-правый уровень мозга. Отрегулируйте амбушюры, прикрепленные к стереотаксической раме, с той же шкалой. Возьмем, к примеру, латеродорсальное тегментальное ядро, вентральную часть (LDTgV); его стереотаксические координаты равны -5,2 для x, +0,8 для y, -4,0 для z, согласно атласу мозга мыши Paxinos and Franklin's16.
    1. Отрегулируйте ушную планку, чтобы сверло находилось в положении (-5,2, +0,8), чтобы измерить значение z в дорсально-вентральном направлении, и переместите сверло в положение (-5,2, -0,8), чтобы измерить значение z.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Левый-правый считается равным, когда разница между двумя z-значениями составляет менее 0,2 мм. Ушные планки должны быть вставлены в нужное место, потому что наружный слуховой проход симметричен. Если разница между двумя z-значениями составляет более 0,5 мм, ушная планка может быть вставлена не в то место.
  6. Снова установите дрель на брегму и установите три координаты на цифровом ЖК-дисплее равными нулю. Расположите сверло над областью интереса, используя опорные координаты. Начните бурение.
    1. Постепенно опускайте сверло с помощью вертикального рычага, пока оно не проникнет в черепную коробку. Удалите мусор и кровь с помощью ватных палочек.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не повредить ткани мозга.

2. Приготовление раствора красителя и микроинъекция в мозг

  1. Возьмите 25 мкл загрузочного буфера SDS-PAGE, содержащего бромфенольный синий (см. Таблицу материалов) в микроцентрифужную пробирку объемом 200 мкл. Добавьте в пробирку 50 мкл ddH2O для приготовления раствора красителя.
  2. Накройте черепное окно ватным диском, смоченным в физрастворе. Обеспечьте проходимость микрошприца путем многократной аспирации и вытеснения физиологического раствора. Загрузите 0,3 мкл красителя в микрошприц. Прикрепите шприц и моторизованный стереотаксический микроинъектор к стереотаксическому кронштейну.
  3. Расположите наконечник шприца на брегме и установите координаты на ноль на цифровом ЖК-дисплее. Отрегулируйте иглу в интересующей области в соответствии с опорными координатами. Установите скорость впрыска на 0,1 μл/мин и запустите моторизованный микроинъектор, подающий 0,3 μL синего красителя в целевую область. Оставьте шприц в нужном положении не менее чем на 10 минут, прежде чем медленно извлекать инжектор.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На одних и тех же мышах можно использовать красители разных цветов для различения близко расположенных областей. Проверьте другие красители на подходящие концентрации в зависимости от их физических свойств. Рекомендуется использовать формулу бромофенолового синего и тщательно промывать шприц до и после использования, чтобы предотвратить закупорку. Регулируйте объемы инъекций в зависимости от диффузии красителя.

3. Забор ткани головного мозга и криосекция

  1. Освободите мышь от стереотаксической рамки. Обезболивайте мышь с помощью внутрибрюшинной инъекции 50 мг/кг пентобарбитала натрия с помощью иглы 29 G. Закрепите мышь на поролоновой доске с помощью скотча.
  2. Вскрыть обе стороны грудной клетки, чтобы вызвать быстрое удушье. Сделайте разрез 1-2 мм в придатке правого предсердия. Введите инфузионную иглу в левый желудочек. Влейте 20 мл предварительно охлажденного физиологического раствора и 20 мл 4% раствора параформальдегида со льдом.
  3. Обезглавьте мышь ножницами для рассечения тканей (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами). Снимите кожу, сделав разрез по средней линии от шеи к носу, а затем обнажите череп. Удалите остатки мышц на черепе с помощью щипцов или ножниц.
  4. Расположите кончик одного лезвия тонких ножниц между большим затылочным отверстием и мозгом, острым краем к кости, на ростральном конце среднего сагиттального шва. Приступайте к скольжению и разрезу черепной коробки по среднесагиттальному шву. С помощью щипцов удалите череп, обнажив обнаженный мозг.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Соблюдайте осторожность, чтобы не нанести вред мозгу во время операции. Перед удалением костной стружки осторожно снимите все мозговые оболочки, которые могут быть прикреплены к черепу. Эта мера предосторожности имеет решающее значение для предотвращения непреднамеренного разрезания мозговой ткани во время процесса.
  5. Включите питание ротационного микротомного криостата (см. Таблицу материалов) и установите температуру камеры на -20 °C. Налейте немного ОКТ-состава, чтобы равномерно покрыть поверхность диска образца. Поместите его в криокамеру и дайте ОКТ застыть.
  6. Прикрепите диск к головке образца. Поднесите лезвие ближе к блоку и обрежьте блок OCT, чтобы получилась плоская плоскость, параллельная диску.
  7. Разрежьте мозг в корональном направлении от места инъекции в форме для среза мозга с помощью бритвенного лезвия. Поместите мозговую ткань, содержащую место инъекции, стороной разреза вниз на плоскую плоскость ОКТ.
    1. Налейте ОКТ на мозг и поместите диск в криокамеру, позволив блоку образца затвердеть. Многократно вводите ОКТ в мозг до тех пор, пока мозг полностью не будет внедрен в ОКТ.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Добавляйте ОКТ-соединение слой за слоем. Как только предыдущий слой ОКТ будет заморожен, влейте следующий слой соединения ОКТ в мозг.
  8. Обрезайте блок образца до тех пор, пока не приблизится целевая область. Сделайте несколько секций от уровня места инъекции. Соберите срезы коронального мозга в 6-луночный планшет, содержащий PBS комнатной температуры, с помощью маленькой кисти для письма, поддерживаемой при температуре -20 °C.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Установите большую толщину резки, чтобы обрезать блок, а затем установите толщину резки на 40 мкм, когда лезвие приближается к месту впрыска. Если используются трассировщики нейронных цепей, мыши не приносятся в жертву сразу. Поместите мышь в стерильную клетку для послеоперационного восстановления поверх нагревательного одеяла для восстановления после анестезии. Верните мышей в исходную клетку или в новую клетку после пробуждения.

4. Визуализация

  1. Промойте ОКТ комнатной температурой PBS. С помощью кисти возьмите участки мозга и поместите их на предметное стекло. Дайте секциям высохнуть на воздухе при комнатной температуре.
  2. Наблюдайте за вводимой областью визуально или используйте микроскоп, когда ядра мишени мельчайшие. Сравните расположение введенного красителя с соответствующей областью в атласе мозга.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отрегулируйте значения осей x, y и z в соответствии с направлением и расстоянием отклонения точки впрыска. Может потребоваться повторить все шаги в этом протоколе несколько раз для точного определения координат.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании было успешно идентифицировано место инъекции в течение 30 мин с использованием продемонстрированного метода. Первоначально раствор для загрузки образцов SDS-PAGE, содержащий бромфенольный синий, вводили в LDTgV мышам C57/BL. На рисунке 1А показано схематическое изображение введения раствора красителя. Распределение синего красителя в LDTgV показано на рисунке 1B.

Бромфеноловый синий также вводили в прелимбическую кору mPFC, инфралимбическую кору mPFC и базомедиальное миндалевидное тело (BMA) для оценки универсальности этого протокола. Как показано на рисунках 1C-E и 2A, синий краситель был распределен в прелимбической коре mPFC, инфралимбической коре mPFC и BMA.

Кроме того, в LDTgV был введен аденоассоциированный вирус, несущий флуоресцентный белок mCherry (координаты были проверены с помощью раствора красителя). Экспрессия вируса заняла четыре недели. Распределение нейронов mCherry+ в LDTgV показано на рисунке 2B.

figure-results-1
Рисунок 1: Инъекция раствора красителя. (A) Принципиальная схема инъекции раствора красителя. (B) Распределение синего красителя в LDTgV. (C) Распределение синего красителя в прелимбической коре mPFC. (D) Распределение синего красителя в инфралимбической коре mPFC. (E) Распределение синего красителя в BMA. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Распределение синего красителя и распределение mCherry под микроскопом. (A) Распределение синего красителя в прелимбической коре mPFC (10-кратное увеличение, масштабная линейка = 500 мкм). (B) Репрезентативное изображение распределения mCherry в области LDTgV, полученное с помощью флуоресцентной микроскопии (10-кратное увеличение, масштабная линейка = 500 мкм). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этой статье описана стабильная стратегия более быстрой и простой проверки точности стереотаксических инъекций в мозг до отслеживания вируса, но незаменимый аспект экспрессии репортерных генов в области мозга имеет решающее значение для маркировки областей мозга. Синий краситель, который мы использовали, позволил немедленно визуализировать место инъекции.

Несколько критических этапов в этом протоколе способствуют повышению точности места инъекции. Во-первых, обеспечение лево-правого выравнивания мозга в стереотаксическом инструменте с шага 1.5; На этом этапе операторы должны быть знакомы с анатомией черепа, чтобы убедиться, что ушные планки расположены в правильном положении. Шкалы на амбушюрах и стереотаксическая рамка также служат референсами. Во-вторых, нахождение точной нулевой точки, брегмы, на шаге 1.6 и шаге 2.3. Иногда значительное расхождение в координатах, обнаруженных на шагах 1.6 и 2.3, связано со значительной разницей в расположении нулевой точки. Это может привести к тому, что игла микроинъектора не сможет проникнуть в черепное окно. В таких случаях необходимо изменить положение нулевой точки и, при необходимости, создать новое краниальное окно. Несмотря на это, все еще важно восстановить нулевую точку и заново найти координаты на шаге 2.3; Нельзя напрямую вводить микрошприц из ранее изготовленного черепного окна.

По сравнению с резкой незамороженного мозга в форме для среза мозга мыши, эта стратегия обеспечивает более точный результат, поскольку твердый блок образца позволяет избежать сдавливания мозга лезвием и смещения красителя из точек инъекции. Кроме того, участки мозга, вырезанные по слепку для среза мозга, относительно толще и не позволяют локализовать небольшие ядра головного мозга. Однако, по сравнению со стандартным процессом криосекции тканей мозга 11,12,13,14,15, мы сократили продолжительность обработки как минимум на 72 часа, пропустив этапы обезвоживания, что привело к тому, что участки мозга стали более хрупкими и их было труднее обнаружить на предметном стекле, что является основным недостатком этого протокола.

При изготовлении краниальных окон для инъекций красителя, плотное прикрепление бормашины к стереотаксической руке, а не удержание ее рукой, облегчает контроль глубины сверления с помощью ручки точной регулировки, тем самым снижая возможность повреждения тканей мозга.

В заключение следует отметить, что данное исследование предоставило многообещающий метод предварительной проверки точных стереотаксических координат перед отслеживанием вируса, что сделало последующий процесс маркировки нейронов и трассировки более надежным.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Национальный фонд естественных наук Китая (грант No 82101249 XY Sun), Фонд постдокторских исследований Китая (грант No 2022M722125 XY Sun). Шанхайская парусная программа (грант No 21YF1425100 для С. Х. Чена). Специальный проект по клиническим исследованиям Шанхайской муниципальной комиссии по здравоохранению (грант No 202340088 компании J Zhou). Национальный фонд естественных наук Китая (грант No 82101262 Х Чжану, грант No 82101287 С. Чэню).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1.0 & микро; L, Шприц Neuros, модель 7001 KH, 32 г, Point Style 3Hamilton65458-01
200 μ L наконечники для пипетокbiosharpBS-200-T
20 мл шприцKindly group
3% H2O2 растворLircon Company
6-луночная пластинаShengyou Biotech20006
AnerdianLikang High-tech31001002
Anti roll plateLeica14047742497
BD инсулин шприцBecton,Dickinson and Company328421
Bend зубчатый рассекающий щипцыJinzhongJD1050
Cellens размерное программное обеспечениеOlympus
Ватный тампонFisher Scientific23-400-122
Dapi-Fluoromount-GSouthernbiotech0100-20
СверлоLongxiang
Тонкие щеткиHWAHONG
Тонкие ножницыJinzhongy00030
Флуоресцентная микроскопияOlympusBX63
замораживающий микротомLeicaCM1950
Гемостатические щипцы прямые с зубомJinzhongJ31010
Инфузионная игла 0,7 ммKindly group
Лидокаина гидрохлорид для инъекцийHarvest Фармацевтическая компания71230803
ЛупаM& G Chenguang Канцелярские принадлежности
Самец мышей C57/BLШанхайский институт исследований планирования семьи– BK Лабораторные
мыши корональный срез мозга формаRWD Life Science68713
Микроцентрифужная трубкабиошарпBS-02-P
Микротомные лезвияLeica819
Офтальмологическая мазьCisen Pharmaceutical CompanyG23HDM9M4S5
параформальдегидBiosharpBL539A
Перистальтические насосыHarvard Apparatus70-4507
Фосфатный буферный физиологический растворServicebioG4202
Piette 2-200 μ Lthermofisher4642080
SDS-PAGE загрузка образца, содержащего бромфенол синийBeyotimeP0015A
Бритвенные лезвияBFYING91560618
СлайдыCitotest Scientific188105
Stereotaxic ApparatusRWD Life Science68807
Прямозубые рассекающие щипцыJinzhongJD1060
Держатель шприцаRWD Life Science68206
Ножницы для салфетокJinzhongJ21040
Ткань-Tek O.C.T соединениеСакура4583
ТрибромэтанолAibei BiotechnologyM2910

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Liu, D., et al. Brain-derived neurotrophic factor-mediated projection-specific regulation of depressive-like and nociceptive behaviors in the mesolimbic reward circuitry. Pain. 159 (1), 175(2018).
  2. Gan, Z., et al. Layer-specific pain relief pathways originating from primary motor cortex. Science. 378 (6626), 1336-1343 (2022).
  3. Laing, B. T., et al. Anterior hypothalamic parvalbumin neurons are glutamatergic and promote escape behavior. Curr Biol. 33 (15), 3215-3228 (2023).
  4. Perens, J., et al. Multimodal 3D mouse brain atlas framework with the skull-derived coordinate system. Neuroinformatics. 21 (2), 269-286 (2023).
  5. Adhikari, A., et al. Basomedial amygdala mediates top-down control of anxiety and fear. Nature. 527 (7577), 179-185 (2015).
  6. Tao, Y., et al. Projections from infralimbic cortex to paraventricular thalamus mediate fear extinction retrieval. Neurosci Bull. 37 (2), 229-241 (2021).
  7. Haggerty, D. L., Grecco, G. G., Reeves, K. C., Atwood, B. Adeno-associated viral vectors in neuroscience research. Mol Ther Methods Clin Dev. 17, 69-82 (2020).
  8. Ansarifar, S., et al. Impact of volume and expression time in an aav-delivered channelrhodopsin. Mol Brain. 16 (1), 77(2023).
  9. Gonzalez, T. J., et al. Structure-guided AAV capsid evolution strategies for enhanced CNS gene delivery. Nat Protoc. 18 (11), 3413-3459 (2023).
  10. Sun, X. Y., et al. Two parallel medial prefrontal cortex-amygdala pathways mediate memory deficits via glutamatergic projection in surgery mice. Cell Rep. 42 (7), 112719(2023).
  11. Koren, T., et al. Insular cortex neurons encode and retrieve specific immune responses. Cell. 184 (25), 6211(2021).
  12. Poller, W. C., et al. Brain motor and fear circuits regulate leukocytes during acute stress. Nature. 607 (7919), 578-584 (2022).
  13. Huang, L., et al. A visual circuit related to habenula underlies the antidepressive effects of light therapy. Neuron. 102 (1), 128-142 (2019).
  14. Hu, Z., et al. A visual circuit related to the periaqueductal gray area for the antinociceptive effects of bright light treatment. Neuron. 110 (10), 1712-1727 (2022).
  15. Du, W., et al. Directed stepwise tracing of polysynaptic neuronal circuits with replication-deficient pseudorabies virus. Cell Rep Methods. 3 (6), 100506(2023).
  16. Paxinos, G., Franklin, K. B. J., Franklin, K. B. J. The mouse brain in stereotaxic coordinates. 2nd ed. , Academic Press. (2001).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Cryosectioning ValidationBrain CoordinatesMouse BrainInjection Site VerificationBromophenol Blue DyeStereotaxic FrameCoronal Brain SlicesMicro Syringe InjectionRotary Microtome

Похожие статьи