Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Измерение ассоциативного обучения у хемотаксиса нематоды Caenorhabditis elegans

1.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66311

⸱

17 июня 2025 г.

 ,  , 
1Institute for Mind Brain and Behavior, Faculty of Medicine, HMU Health and Medical University Potsdam

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы представляем протокол для проверки ассоциативного обучения путем выполнения классического обусловливания в модельном организме C. elegans. Эта парадигма основана на сопряжении концентрации соли в окружающей среде с присутствием или отсутствием пищи, что изменяет их хемотаксис в сторону или от соли.

Аннотация

Чтобы адаптировать свое поведение, животные присваивают валентность сенсорной информации с помощью ассоциативного обучения и обновляют эту ассоциацию при изменении условий окружающей среды. Поведенческие реакции Caenorhabditis elegans на хлорид натрия предлагают четко определенную парадигму для исследования механизмов, управляющих ассоциативным обучением. Воздействие на червей определенных уровней NaCl в сочетании с присутствием или отсутствием пищи вызывает хемотаксис в направлении или от этой концентрации NaCl соответственно. Ассоциативная память формируется в течение нескольких часов и может быть изменена в тот же промежуток времени при воздействии на животных другой концентрации NaCl.

В этой статье мы описываем, как анализировать поведенческую пластичность и обучаемость на основе хемотаксиса соли C. elegans . Анализируемые штаммы выращивают в синхронизированных когортах до тех пор, пока они не достигнут зрелого возраста, а затем кондиционируют в течение нескольких часов на планшетах с различными концентрациями NaCl либо в присутствии, либо в отсутствие пищи. Затем животных пересаживают в планшеты для анализа, которые содержат области с низкими, средними или высокими концентрациями NaCl, и дают им ползать в течение 30 минут, прежде чем подсчитывать количество червей в каждой области. Затем на основе распределения червей на планшете рассчитывается индекс хемотаксиса. Анализ может быть использован для проверки влияния ряда факторов на обучение.

Введение

Чтобы осмысленно взаимодействовать с окружающей средой и формировать адаптивное поведение, животным необходимо интерпретировать получаемую ими сенсорную информацию: является ли данный сенсорный сигнал полезным или вредным для их выживания, почти всегда не предопределено, а зависит от контекста. Таким образом, ключевая задача сенсорной и нервной систем состоит в том, чтобы присвоить валентность информации об окружающей среде с помощью ассоциативного обучения. Некоторые стимулы по своей природе являются аппетитными, например, еда, а другие по своей сути являются отвратительными, например, ноцицептивные сигналы. Такие безусловные стимулы (УЗИ) могут изменять реакцию на другие стимулы, представленные вместе с ними; В результате у животных может развиться влечение или отвращение к другому, условному стимулу (КС). Это интерпретируется таким образом, что CS сигнализирует или предсказывает US 1,2,3. Изучение моделей ассоциативного обучения необходимо для выяснения лежащих в их основе генетических, клеточных и физиологических механизмов. Тем не менее, это может быть сложно из-за необходимости использования моделей in vivo, изменчивости поведения, требуемого лицензирования работы с животными или часто длительных сроков обучения как исследователя, так и животных, и это обычно исключает его проведение студентами бакалавриата в исследовательской среде, и тем более в условиях обучения.

Таким образом, модели беспозвоночных дают возможность проводить ассоциативные анализы обучения со студентами бакалавриата или магистратуры. Беспозвоночные не требуют лицензирования животных для обращения с ними и могут быть экономически эффективными. Часто используемой парадигмой ассоциативного обучения является солевое хемотаксис-обучение у C. elegans 4,5,6,7,8,9. C. elegans ощущают концентрацию хлорида натрия (NaCl) в окружающей среде и учатся ассоциировать конкретный [NaCl] с наличием или отсутствием пищи соответственно. Как правило, животные учатся мигрировать в сторону концентраций соли, которые ранее были представлены в достаточном количестве бактериальной пищи, и учатся мигрировать в сторону от тех, которые были представлены в отсутствие бактериальной пищи. Таким образом, соль является обусловленным стимулом, а пища или голодание — безусловнымстимулом. Эта ассоциация формируется менее чем за час и является примером кратковременной ассоциативной памяти. Ассоциативное обучение хемотаксиса NaCl модулируется, среди прочего, сигнализацией кальций/кальмодулин-зависимой киназы (CaMK), дофаминергической и инсулин/фосфатидилинозитол (PI) 3-киназы 5,9,10, что позволяет предположить, что оно включает мотивационные системы и CaMK-зависимую синаптическую пластичность и может действовать аналогично сигнальным путям, управляющим ассоциативным обучением у позвоночных.

Согласно установленному протоколу обучения хемотаксису соли, животные мигрируют в пространственном градиенте соли на агаровой пластине, созданной путем размещения двух агаровых пробок без соли или с высоким содержанием соли, соответственно, на пластине7. Эти анализы трудно выполнить количественно студентам из-за динамического изменения концентрации NaCl на пластине для анализа хемотаксиса с течением времени и пространства, поскольку NaCl из пробок непрерывно диффундирует в агаровую пластину. Более простым в выполнении анализом является использование квадрантных планшетов, в которых представлены две различные концентрации соли (например, 25 мМ NaCl и 0 мМ NaCl) и разделены пластиковыми барьерами11. Однако, поскольку представлены только две различные концентрации NaCl, его нельзя использовать одновременно для определения притяжения и/или предотвращения пониженного или повышенного содержания NaCl по сравнению с исходным состоянием. C. elegans обычно выращивается на тарелках NGM (Nematode Growth Media) в присутствии 50 мМ бактерий NaCl и E. coli OP5012, и поэтому по умолчанию образует положительную ассоциацию этой концентрации NaCl с пищей.

Здесь мы представляем адаптированный протокол обучения хемотаксису соли, который может быть выполнен как исследователями, так и студентами. В первую очередь животных приучают к различным средам обитания NaCl в присутствии или отсутствии пищи. Затем они переносятся в пробирные планшеты с выбором низких, средних и высоких концентраций солей в агаровых пластинах с Y-камерой. Их обучение хемотаксису в этих условиях может быть использовано для исследования влияния различных факторов, модулирующих его, таких как генотип, условия окружающей среды или возраст животных.

Этот протокол адаптирован для практического лабораторного класса бакалавриата, разделенного на восемь студенческих групп, каждая из которых выполняет набор из шести измерений в каждой экспериментальной временной точке (по одному измерению в каждом экспериментальном состоянии). Тем не менее, протокол может быть скорректирован для работы для одного экспериментатора или для любого количества групп/людей, с соответствующими изменениями количества реагентов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

1. Подготовка пластин роста (ГП) для синхронизации C. elegans перед ассоциативным тестом обучения и кондиционирования пластин (CP) для индуцирования [NaCl]-пищевой ассоциации в день теста

Чашки Петри для выращивания и кондиционирования идентичны стандартным нематодным питательным средам (NGM)12, за исключением того, что концентрацию NaCl варьировали в 0 мМ NaCl CP и 100 мМ NaCl CP.

  1. Приготовьте четыре чистых стеклянных флакона объемом 500 мл и добавьте следующее:
    1. Добавить в одну бутылку 1,25 г пептона, 8,5 г агара, 487,5 мл дистиллированной воды и магнитную мешалку (для 0 мМ NaCl CP);
    2. Добавьте по 1,5 г NaCl, 1,25 г пептона, 8,5 г агара, 487,5 мл дистиллированной воды и магнитную мешалку в каждую из двух бутылок (для 50 мМ NaCl CP и GP соответственно);
    3. Добавьте в одну бутылку 3 г NaCl, 1,25 г пептона, 8,5 г агара, 487,5 мл дистиллированной воды и магнитную мешалку (для 100 мМ NaCl CP).
  2. В автоклаве четыре бутылки в течение 15 минут при температуре 121 °C, затем дайте бутылкам остыть в течение 30 минут при температуре 55 °C на водяной бане.
  3. Поместите бутылки (по одной) на нагретую магнитную мешалку. Добавьте в каждый флакон по 12,5 мл 1 М КПО4 (рН = 6,0 при комнатной температуре [RT]). Тщательно перемешать в течение 2 мин, затем добавить 0,5 мл 1 М CaCl2, 0,5 мл 5 мг/мл холестерина в этаноле и 0,5 мл 1 М MgSO4 (все растворы должны быть стерильными). Перемешайте с помощью магнитного перемешивания.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тщательное перемешивание после добавления КПО4 предотвращает выпадение фосфата кальция при добавлении CaCl2.
  4. Для каждого типа тарелки (0 мМ СР, 50 мМ СР, 100 мМ СР, ГП) аликвотируйте 8 мл соответствующей среды на каждую чашку Петри размером 55 мм x 10 мм в условиях, приближенных к стерильным (в проточной колпаке или рядом с горелкой Бунзена).
    ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе можно изготовить примерно 62 пластины NGM каждого типа.
  5. Охладите пластины, оставив их при температуре RT примерно на 3 часа, затем храните при температуре 4 °C до 2 недель до использования.
  6. Добавьте 200 мкл суспензии E. coli OP50 в каждый NGM GP и дайте высохнуть в течение ночи при 20 °C в инкубаторе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Пластины можно хранить в RT до 1 недели перед использованием.

2. Содержание C. elegans и подготовка к тесту на ассоциативное обучение с помощью временной яйцекладки за 13 дней (за 3 дня до анализа)

ПРИМЕЧАНИЕ: Для одного раунда анализа хемотаксиса в предложенном формате требуется не менее 24 планшетов для роста (GP), 48 планшетов для анализа (Assay Plates, AP) и 8 планшетов для каждой группы кондиционирования (Conditioning Plates, CP). Для класса, разделенного на восемь студенческих групп, это означает, что каждая студенческая группа получает 3 GP, 6 CP и 6 AP, т.е. 1 CP и 1 AP за каждое экспериментальное условие.

  1. Поддерживайте C. elegans N2 (var. Bristol) на агаровых планшетах NGM, подаваемых живой E. coli OP50 при температуре 20 °C. Храните пластины в перевернутом положении во время технического обслуживания, чтобы свести к минимуму потерю влаги из пластин.
  2. Переведите 30 молодых (день 2) взрослых N2 к каждому врачу общей практики.
  3. Дайте животным отложить яйца в течение примерно 8 часов при температуре 20 °C.
  4. Удалите всех взрослых особей из тарелок и заквашите вверх ногами при температуре 20 °C в течение 3 дней.

3. Подготовка пробирного анализа (за 1 день до анализа)

  1. Подготавливаем засеянные (+) и незасеянные (-) СР.
    1. Засейте половину партии по 0 мМ NaCl CP, 50 мМ NaCl CP и 100 мМ NaCl CP по 200 мкл OP50 на пластину (CP0+, CP50+ и CP100+ соответственно).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Добавление суспензии OP50 к CP0+ может привести к переносу небольшого количества NaCl (<2 мМ NaCl), что вряд ли существенно повлияет на поведение хемотаксиса. В ситуациях, когда важны небольшие концентрации NaCl, это может быть компенсировано добавлением 2 мМ NaCl в CP0-планшеты и сектор «без соли» на пробирных планшетах.
    2. Дайте планшетам высохнуть в течение ночи при температуре 20 °C в инкубаторе рядом с незасеянной половиной CP (CP0-, CP50-, CP100-, соответственно)
  2. Подготовьте пробирные пластины (АП).
    1. Подготовьте три чистые стеклянные бутылки объемом 1 л и добавьте следующее:
      1. Добавьте в одну бутылку 2,5 г пептона, 17 г агара, 975 мл дистиллированной воды и магнитную мешалку (для 0 мМ NaCl)
      2. Добавьте в одну бутылку 3 г NaCl, 2,5 г пептона, 17 г агара, 975 мл дистиллированной воды и магнитную мешалку (для 50 мМ NaCl)
      3. Добавьте в одну бутылку 6 г NaCl, 2,5 г пептона, 17 г агара, 975 мл дистиллированной воды и магнитную мешалку (для 100 мМ NaCl)
    2. Отавтоклавируйте три бутылки в течение 15 минут при температуре 121 °C, затем дайте бутылкам остыть в течение 30 минут при температуре 55 °C на водяной бане.
    3. Тем временем пометьте дно каждой секции чашки Y-Петри (чашка Петри размером 90 мм x 10 мм, разделенная на три отсека внутренней стенкой) соответствующей концентрацией NaCl среды, которую в нее следует налить. Нарисуйте круг радиусом 5 мм вокруг центра пластины, где встречаются три стенки (рисунок 1).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Область внутри круга, наряду с самими стенами, будет представлять собой зону отчуждения для целей подсчета: черви, обнаруженные в этих областях во время подсчета, не будут учитываться в общем количестве секторов.
    4. Поместите бутылки (по одной) на нагретую магнитную мешалку. Добавьте в каждый флакон по 25 мл 1 М КПО4 (рН = 6,0 при РТ). Тщательно перемешайте в течение 2 минут, затем добавьте 1 мл 1 М CaCl2, 1 мл 5 мг/мл холестерина в этаноле и 1 мл 1 М MgSO4 (все растворы должны быть стерильными). Перемешайте с помощью магнитного перемешивания.
    5. Поместите среду с концентрацией 0 мМ в одну ячейку чашки Y-Петри размером 90 мм x 10 мм до тех пор, пока среда не достигнет верхней части внутренней стенки, затем дайте примерно 5 минут застыть.
    6. Поместите 100 мМ среду во второй отсек чашки Y-Петри до тех пор, пока среда не коснется примыкающего к ней затвердевшего участка NaCl с концентрацией 0 мМ. Чтобы избежать попадания в соседнюю пустую секцию, заполните секцию объемом 100 мМ до краев внутренней Y-образной стенки, затем с помощью стерильного наконечника для дозатора объемом 10 мкл нарушите поверхностное натяжение среды вдоль Y-образной стенки и подсоедините его к секции NaCl 0 мМ. Затем дайте примерно 5 минут застыть.
    7. Распределите 50 мМ среды в оставшуюся пустую ячейку чашки Y-Петри до тех пор, пока среда не соприкоснется с затвердевшими 0 мМ NaCl и 100 мМ NaCl соседними секциями. Следите за тем, чтобы среда не перелилась на соседние участки. Затем дайте примерно 5 минут застыть.
    8. Храните тарелки в течение ночи при температуре 20 °C в инкубаторе.
      ПРИМЕЧАНИЕ: С помощью этого метода можно получить около 50 AP.
  3. Приготовьте 1 л стерильного буфера М914.

4. Ассоциативный тест обучения C. elegans (здесь выполняется 8 группами параллельно)

  1. Нанесите пипеткой 1 мл стерильного буфера M9 на GP и осторожно поверните планшет, чтобы вытеснить червей (в основном 1-дневных взрослых) из OP50 и агара, образуя суспензию.
  2. Наклоните планшет, соберите суспензию червя в буфер M9 с пластиковым наконечником для пипетки объемом 1 мл и переложите ее в микроцентрифужную пробирку объемом 1,5 мл.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Верхняя часть наконечника пипетки может быть обрезана с помощью ножниц для увеличения диаметра отверстия; Это снижает напряжение сдвига и физические повреждения при прохождении червей через наконечник и может быть особенно полезно при работе с наконечниками пипеток объемом 200 μл. Перед началом экспериментов важно убедиться, что черви не прилипают к типу используемой трубки; Это можно сделать, наблюдая за трубкой под препарирующим микроскопом после удаления суспензии червя.
  3. Повторите процесс для всех GP, затем дайте червям осесть на дно пробирок микроцентрифуги примерно на 60 с, образуя гранулу.
  4. Удалите надосадочную жидкость/избыток буфера M9 с помощью пипетки объемом 1 мл, стараясь не повредить гранулу.
  5. Промойте гранулу еще два раза с 1 мл стерильного буфера M9, чтобы удалить остатки OP50. Дайте грануле отстояться примерно в течение 60 секунд между стирками. После промывки гранулу повторно суспендировать до 300 μл с помощью буфера M9.
  6. Медленно перенесите 50 мкл суспензии червя (примерно 200-300 животных) на каждую кондиционирующую пластину (CP0-, CP0+, CP50-, CP50+, CP100- и CP100+). Взбалтывайте суспензию каждый раз перед выделением, чтобы черви оставались равномерно подвешенными. Для тарелок, засеянных OP50, поместите каплю червя подальше от лужайки с бактериальной пищей. Дайте суспензии впитаться в агар.
  7. Храните пластины вверх дном при температуре 20 °C в инкубаторе в течение примерно 4 часов, позволяя червям бродить.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этап подготовки может быть сокращен до 2 часов в соответствии с расписанием курсов бакалавриата.
  8. Нанесите пипеткой 1 мл стерильного буфера M9 на CP и осторожно покрутите пластину, чтобы вытеснить червей, образуя суспензию.
  9. Наклоните планшет, соберите суспензию M9-червя с пластиковым наконечником для пипетки объемом 1 мл и перенесите ее в микроцентрифужную пробирку объемом 1,5 мл.
  10. Дайте червям осесть на дно микроцентрифужной пробирки в течение примерно 60 с.
  11. Удалите надосадочную жидкость/избыток буфера M9 с помощью пипетки объемом 1 мл, не повреждая гранулу червя.
  12. Промойте червей еще два раза 1 мл стерильного буфера M9. Дайте грануле отстояться примерно в течение 60 секунд между стирками.
  13. Заполните микроцентрифужную пробирку буфером M9 до отметки 1 мл и дайте грануле червя осесть в течение примерно 60 с.
  14. Удалите 960 мкл надосадочной жидкости с помощью пипетки объемом 1 мл, стараясь не повредить гранулу.
  15. Осторожно покрутите или встряхните микроцентрифужную трубку, чтобы снова суспендировать червей, затем с помощью пипетки объемом 20 мкл переместите 20 мкл гранулы червя (содержащей примерно 100-150 животных) в центр AP, где встречаются все сегменты Y-образной стенки. Повторите этот шаг для других точек доступа.
  16. Дайте червям побродить в течение 30 минут при температуре 20 °C, затем подсчитайте количество червей, присутствующих в каждом из участков AP (0 мМ NaCl, 50 мМ NaCl и 100 мМ NaCl соответственно) под стереомикроскопом. Исключите червяки, присутствующие в пределах 5 мм от центра пластины в любом сечении или на границе между секциями (рис. 1).
  17. Дайте червям побродить еще 30 минут при температуре 20 °C, затем снова подсчитайте количество червей в каждой секции AP. Исключите наличие червей в пределах 5 мм от центра пластины в любом сечении.
  18. Рассчитаем индекс хемотаксиса (ДИ) на пластину в каждой временной точке по формуле15,16:
    figure-protocol-1

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Кондиционирование в течение 4 ч на планшетах с различными количествами NaCl (0 мМ, 50 мМ, 100 мМ), с пищей или без нее, существенно влияло на поведение C. elegans дикого типа (N2). Через 30 минут на планшете для анализа черви, кондиционированные на планшетах с высокими концентрациями NaCl и пищей (CP100+), и черви, кондиционированные на планшетах без NaCl и пищи (CP0-), имели положительный ДИ, что указывает на предпочтение более высоких концентраций NaCl (ри...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В данной статье мы описываем оценку ассоциативного обучения у нематоды C. elegans с использованием хемотаксиса в качестве экспериментальной парадигмы. В нашем примере мы использовали шесть экспериментальных условий. В частности, N2 дикого типа C. elegans кондиционировали на планшетах с низкой (0 мМ), средней (50 мМ) или высокой (100 мМ) концентрацией NaCl, которые либо засеивали стандартной пищей для нематод (бактериальный штамм E. coli OP50), либо оставляли не...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Благодарности

Мы посвящаем эту статью памяти Иоганнеса Бертольда. Некоторые штаммы были предоставлены Генетическим центром Caenorhabditis (CGC), который финансируется Управлением программ исследовательской инфраструктуры NIH (P40 OD010440). Компания E.I.B. выражает благодарность за финансовую поддержку со стороны Studienstiftung des deutschen Volkes.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
AgarChemsolute9972-2KG
Bacto-peptoneGibco211677
CaCl2 1M раствор Merck2389
Caenorhabditis elegans штамыCaenorhabditis Genetics Center (CGC)
Холестерин Roth8866.1
E. coli OP50 жидкая культураN/AN/A
ЭтанолChemsolute22731000
KH2PO4 Roth P018.2
KPO4 (KH2PO4, K2HPO4) 1 M раствор Chemsolute16341000
MgSO4 1 M раствор RothT888.2
Микроцентрифужные пробирки 1,5 млEppendorfN/A
Na2HPO4 RothT877.1
NaClChemsolute13671000
Y-Petri чаши 90 x 10 ммMoonlab4-0033

Ссылки

  1. Ardiel, E. L., Rankin, C. H. An elegant mind: Learning and memory in Caenorhabditis elegans. Learn Mem. 17, 191-201 (2010).
  2. Rescorla, R. A., Holland, P. C. Behavioral studies of associative learning in animals. Ann Rev Psychol. 33, 265-308 (1982).
  3. Schleyer, M., Fendt, M., Schuller, S., Gerber, B. Associative learning of stimuli paired and unpaired with reinforcement: Evaluating evidence from maggots, flies, bees, and rats. Front Psychol. 9, 1494(2018).
  4. Dekkers, M. P. J., Salfelder, F., Sanders, T., Umuerri, O., Cohen, N. Plasticity in gustatory and nociceptive neurons controls decision making in C. elegans salt navigation. Comm Biol. 4, 1053(2021).
  5. Lim, J. P., et al. Loss of CaMKI function disrupts salt-aversive learning in C. elegans. J Neurosci. 38 (27), 6114-6129 (2018).
  6. Iino, Y. Chapter 13 - Salt Chemotaxis Learning in Caenorhabditis elegans. Handb Behav Neurosci. 22, 151-159 (2013).
  7. Kunitomo, H., et al. Concentration memory-dependent synaptic plasticity of a taste circuit regulates salt concentration chemotaxis in Caenorhabditis elegans. Nat Comm. 4, 2210(2013).
  8. Hiroki, S., et al. Molecular encoding and synaptic decoding of context during salt chemotaxis in C. elegans. Nat Comm. 13, 2928(2022).
  9. Hukema, R. K., Rademakers, S., Jansen, G. Gustatory plasticity in C. elegans involves integration of negative cues and NaCl taste mediated by serotonin, dopamine, and glutamate. Learn Mem. 15, 829-836 (2008).
  10. Tomioka, M., et al. The insulin/PI 3-kinase pathway regulates salt chemotaxis learning in Caenorhabditis elegans. Neuron. 51 (5), 613-625 (2006).
  11. Jansen, G., Weinkove, D., Plasterk, R. H. A. The G-protein gamma subunit gpc-1 of the nematode C.elegans is involved in taste adaptation. EMBO J. 21 (5), 986-994 (2002).
  12. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , Pasadena, CA. (2006).
  13. Sutphin, G. L., Kaeberlein, M. Measuring Caenorhabditis elegans life span on solid media. J Vis Exp. 27, e1152(2009).
  14. Cold Spring Harbor Laboratory. M9 Buffer for Worms. Cold Spring Harb Protocol. , (2014).
  15. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74, 515-527 (1993).
  16. Troemel, E. R., Kimmel, B. E., Bargmann, C. I. Reprogramming chemotaxis responses: Sensory neurons define olfactory preferences in C. elegans. Cell. 91, 161-169 (1997).
  17. Amano, H., Maruyama, I. N. Aversive olfactory learning and associative long-term memory in Caenorhabditis elegans. Learn Mem. 18 (10), 654-665 (2011).
  18. Nishijima, S., Maruyama, I. N. Appetitive olfactory learning and long-term associative memory in Caenorhabditis elegans. Front Behav Neurosci. 11, 80(2017).
  19. Park, C., et al. Roles of the ClC chloride channel CLH-1 in food-associated salt chemotaxis behavior of C. elegans. eLife. 10, e55701(2021).
  20. Zhang, C., et al. The signaling pathway of Caenorhabditis elegans mediates chemotaxis response to the attractant 2-heptanone in a Trojan horse-like pathogenesis. J Biol Chem. 291 (45), 23614-23627 (2016).
  21. Jeong, J., Cho, N. J. Isolation of Caenorhabditis elegans mutants defective in chemotaxis toward cAMP. Integ Biosci. 10 (4), 237-241 (2006).
  22. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  23. Ikeda, D. D., Duan, Y., Matsuki, M., Iino, Y. CASY-1, an ortholog of calsyntenins/alcadeins, is essential for learning in Caenorhabditis elegans. Proc Nat Acad Sci. 105 (13), 5260-5265 (2008).
  24. Bargmann, C. I., Horvitz, H. R. Chemosensory neurons with overlapping functions direct chemotaxis to multiple chemicals in C. elegans. Neuron. 7, 729-742 (1991).
  25. Iino, Y., Yoshida, K. Parallel use of two behavioral mechanisms for chemotaxis in Caenorhabditis elegans. J Neurosci. 29 (17), 5370-5380 (2009).
  26. Rabinowitch, I., et al. Circumventing neural damage in a C. elegans chemosensory circuit using genetically engineered synapses. Cell Syst. 12, 263-271 (2021).
  27. Luo, L., et al. Dynamic encoding of perception, memory, and movement in a C. elegans chemotaxis circuit. Neuron. 82 (5), 1115-1128 (2014).
  28. Saeki, S., Yamamoto, M., Iino, Y. Plasticity of chemotaxis revealed by paired presentation of a chemoattractant and starvation in the nematode Caenorhabditis elegans. J Exp Biol. 204 (10), 1757-1764 (2001).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Измерение ассоциативного обучения у хемотаксиса нематоды Caenorhabditis elegans
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.