Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Экспериментальная модель лигатурно-индуцированного периимплантита у мышей

4.1K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66316

⸱

17 мая 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Dentistry, Section of Periodontics, University of California, 2School of Dentistry, Department of Periodontology, Federal University of Pelotas

В этой статье

Краткое содержание

Это отчет об экспериментальной модели лигатур-индуцированного периимплантита у мышей. Мы описываем все хирургические этапы, начиная с пред- и послеоперационного ведения животных, удаления, установки имплантатов и лигатурно-индуцированного периимплантита.

Аннотация

Зубные имплантаты имеют высокий успех и приживаемость. Однако такие осложнения, как периимплантит (ПИ), очень сложно поддаются лечению. ПИ характеризуется воспалением в тканях вокруг зубных имплантатов с прогрессирующей потерей опорной кости. Чтобы оптимизировать долговечность зубных имплантатов с точки зрения здоровья и функциональности, крайне важно понимать патофизиологию периимплантита. В связи с этим использование мышиных моделей в исследованиях доказало явные преимущества при воссоздании клинических обстоятельств. Целью данного исследования было описание экспериментальной модели лигатурно-индуцированного периимплантита у мышей и определение эффективности индуцирования этого заболевания с учетом наблюдаемых изменений в костях и тканях. Экспериментальная индукция периимплантита включает в себя следующие этапы: удаление зубов, установка имплантата и лигатурно-индуцированная ПИ. Выборка из восемнадцати 3-недельных самцов мышей C57BL/6J была разделена на две группы: лигатурную (N=9) и контрольную (N=9). Проведена оценка клинических, рентгенологических и гистологических факторов. Лигатурная группа показала значительно более высокую потерю костной массы, повышенный отек мягких тканей и миграцию апикального эпителия, чем группа без лигатуры. Был сделан вывод о том, что данная доклиническая модель может успешно индуцировать периимплантит у мышей.

Введение

Зубные имплантаты становятся все более распространенным выбором для замены отсутствующих зубов1. По прогнозам, распространенность зубных имплантатов среди взрослого населения США увеличится до 23% к 2026году. Согласно отчету об анализе рынка Grand View Research (2022 г.), объем мирового рынка зубных имплантатов в 2022 году достигнет примерно 4,6 млрд долларов США. Кроме того, ожидается, что до 2030 г. он будет демонстрировать устойчивые ежегодные темпы роста на уровне около 10%3. К сожалению, использование зубных имплантатов может привести к осложнениям, таким как периимплантит. Периимплантит был определен как состояние, индуцированное биопленкой, характеризующееся воспалением в оболочкой вокруг имплантата и последующей прогрессирующей потерей опорной кости4.

Систематический обзор показал, что средняя распространенность периимплантита составила 19,53% (95% доверительный интервал [ДИ], от 12,87 до 26,19%) на уровне пациента и 12,53% (95% ДИ от 11,67 до 13,39%) на уровнеимплантата 5. Периимплантит представляет собой растущую проблему общественного здравоохранения в связи с увеличением числа случаев отторжения имплантатов и, как следствие, значительнымизатратами на лечение6.

Понимание патогенеза периимплантита имеет решающее значение для разработки системного подхода к предотвращению его возникновения и прогрессирования и максимизации долговечности зубных имплантатов с точки зрения эстетики и функции 7,8. В этом смысле использование мышиных моделей в стоматологических исследованиях оказалось полезным, учитывая, что мыши разделяют более 95% своих генов с людьми 9,10, количество доступных генетических онлайн-баз данных и способность воспроизводить клиническиесценарии. Все описанные преимущества позволяют расчленять генетические механизмы при различных заболеваниях12, доступное приспособление и лечение, а также антитела, широко доступные в виде панелей для человека, помимо наличия генетических модификаций (например, нокаута и гиперэкспрессии) для оценки воспалительных тканей и картирования заболевания13. Несмотря на преимущество, существует мало публикаций, посвященных периимплантиту у мышей. Это связано, в частности, с методологическими проблемами, в том числе со сложностью получения мини-имплантатов или их установки.

Для развития периимплантита у мышей было описано множество протоколов, таких как периимплантит, индуцированный лигатурой, периимплантит, индуцированный бактериями14, периимплантит, индуцированный липополисахаридами (ЛПС)15 или комбинация ЛПС + лигатурно-индуцированный периимплантит16. Здесь мы сосредоточимся на лигатурной модели, потому что она является наиболее распространенным методом индуцирования пародонтита 17,18,19 и, в последнее время, периимплантита 20,21. Лигатура, размещенная вокруг имплантатов в подслизистом положении, стимулирует накопление бляшек и, как следствие, воспаление тканей. Таким образом, разработка данного подхода основана на указании жизнеспособной методики с точки зрения затрат и выгод для доклинических исследований периимплантных заболеваний. Целью данного исследования является описание экспериментальной модели лигатурно-индуцированного периимплантита у мышей и определение эффективности индуцирования этого заболевания с учетом наблюдаемых изменений в костях и тканях.

Общая цель этой статьи состоит в том, чтобы описать протокол, применяемый для индуцирования периимплантита у мышей с помощью лигатуры, и наблюдать его эффективность путем оценки тканей и потери костной массы вокруг имплантатов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Процедуры с участием животных были одобрены Комитетом по исследованиям на животных при канцлере Калифорнийского университета в Лос-Анджелесе (протокол ARC No 2002-125) и Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)22. Для этого метода были использованы восемнадцать 3-недельных самцов мышей C57BL/6J, которым было проведено удаление зубов, установка имплантата и индукция периимплантита. Все стоматологические процедуры выполнялись под микроскопическим увеличением 10× и выполнялись обученными и откалиброванными операторами (рис. 1А).

1. Этапы предварительной экстракции

  1. Проводите процедуру в операционной, соблюдая все стандарты биобезопасности и защиты.
  2. Проводят асептику всех поверхностей тройным трением с использованием 70% раствора изопропилового спирта.
  3. Обезболивайте 3-недельных самцов мышей C57BL/6J 3% изофлураном. Проверьте, нет ли реакции на отдергивание лапы при прикосновении, чтобы убедиться, что получена достаточная глубина анестезии.
  4. Чтобы не мешать процедурам в полости рта, используйте носовой конус для поддержания анестезии изофлураном.
  5. Иметь вспомогательного оператора для стабилизации животного и поддержания открытия рта (рис. 1B).
  6. Нанесите офтальмологическую смазку, чтобы предотвратить раздражение глаз перед началом удаления.

figure-protocol-1
Рисунок 1: Оперативная адаптация: (А) Микроскопическое увеличение. (B) Адаптированная система ингаляционной анестезии и стабилизации для открывания рта. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

2. Удаление зубов

  1. При удалении зубов введите зубной проводник #5 между первым и вторым моляром, чтобы начать процедуры подъема и вывиха, перемещая инструмент в мезио-дистальном направлении до тех пор, пока зуб не переместится в лунку (рис. 2A).
  2. Затем введите зубной эксплорер #5 в мезиальный участок первого моляра. Для этого перемещайте инструмент в мезио-дистальном направлении до тех пор, пока зуб не переместится в лунку.
  3. После подъема используйте кончиковые щипцы и щипцы для завязывания швов, чтобы удалить1-й моляр.
  4. Затем введите зубной проводник между2-м и3-м молярами, чтобы поднять и вывихнуть2-й моляр (рис. 2B).
  5. Затем используйте щипцы для завязывания кончиков и/или щипцы для завязывания швов, чтобы удалить зуб с помощью инструментов, чтобы удерживать его и извлекать изо рта. (Рисунок 2В).
  6. После удаления зубов обеспечьте полное достижение гемостаза с помощью стерильной ваты с наконечником (Рисунок 2D) в течение 1 минуты (Рисунок 2E, F).
  7. Сразу после экстракции каждые 24 ч всем животным давать обезболивающие препараты (карпрофен/римадил 5 мг/кг). Вводят лекарство через подкожную инъекцию.
  8. Кроме того, замените обычную пищу щадящей диетой. Антибиотик (Амоксил 0,25 мг/мл) назначают перорально, добавляя лекарство в питьевую воду. Делайте это в течение четырех недель после удаления.

figure-protocol-2
Рисунок 2: Начальная последовательность удаления: (A, B) Верхнечелюстная область с 1-м и 2-м коренными зубами и использование стоматологического эксплорера для поднятия и вывиха. (C) Использование щипцов на кончике и эксплорера для вывиха и удаления зуба. (D) Гемостаз. (Е, Ф) Альвеолярный вид после удаления. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

3. Установка имплантата

  1. Используя лезвие 15c, создайте мезио-дистальный разрез через ороговевшую ткань в области, соответствующей ранее присутствующим зубам. Используйте правые верхнечелюстные моляры в качестве пространственной привязки (рис. 3А).
  2. Поднимите щечные и нёбные лоскуты на всю толщину с помощью стоматологического эксплорера #5, обеспечивая полное поднятие лоскута (Рисунок 3B).
  3. Выполните остеотомию с помощью твердосплавной ручной дрели диаметром 0,3 мм, прикрепленной к тискам (ручной дрели), и активируйте ее вращением по часовой стрелке. Создайте участки остеотомии на глубину около 1 мм в зажившие лунки для удаления зубов (Рисунок 3C).
  4. Установите специально разработанные винтовые имплантаты с гладкой обработанной поверхностью (длиной 1,0 мм и диаметром 0,5 мм), изготовленные из титановых стержней 6AL4V (рис. 3D), по одному на животное, путем самопостукивания в область первого и второго левых моляров верхней челюсти с помощью винтового движения по часовой стрелке (рис. 3E-I).
  5. Сразу после установки имплантата вводите обезболивающее лекарство (карпрофен/римадил 5 мг/кг каждые 24 ч) через подкожную инъекцию.
  6. Дайте имплантатам зажить в течение четырех недель, в течение которых вводите антибиотики и кормите, как описано выше.
  7. По окончании периода заживления следите за тем, чтобы рана слизистой полностью закрылась и имела светло-розовый вид.

figure-protocol-3
Рисунок 3: Последовательность установки имплантата: (A) Разрез с помощью лезвия 15c, прикрепленного к ручке. (B) Лоскуты полной толщины с использованием стоматологического эксплорера #5. (C) Остеотомия с использованием твердосплавного ручного сверла диаметром 0,3 мм, прикрепленного к тискам. (D) Титановый зубной имплантат. (Е, Ф) Опора для имплантата и держатель имплантата. (Г-И) Установка имплантата с помощью завинчивающих движений по часовой стрелке. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

4. Индукция периимплантита

  1. Поместите шелковую лигатуру (6-0) вокруг каждого приспособления непосредственно апикально к головке имплантата, очертив контур поверхности имплантата и зафиксировав ее двойным узлом. Держать лигатуру в течение двух недель, допуская развитие периимплантита.
  2. Проверяйте лигатуры каждые два дня, чтобы убедиться, что они все еще присутствуют. Если его нет, установите новую лигатуру.

figure-protocol-4
Рисунок 4: Последовательность лигатурно-индуцированного периимплантита. (А-Д) Шелковая лигатура (6.0) размещается вокруг головки имплантата. (Э-Г) Застежка узла. (H) Лигатурный разрез. (I) Окончательный внешний вид. Клинические изображения, полученные от живых животных под седацией. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

5. Жертвоприношение

  1. После периода индукции периимплантита (две недели) жертвуют всех животных высокой концентрацией ингаляционного изофлурана с последующим вторичным методом вывиха шейки матки с вдавливанием стержня в основание черепа и быстрым вытягиванием задних конечностей, вызывая отделение шейных позвонков от черепа.
  2. Отделите верхнюю челюсть с помощью острых инструментов, таких как хирургические ножницы, которые отделят всю челюсть животного от остального тела.
  3. Сфотографируйте верхнюю челюсть с помощью оптического микроскопа, зафиксируйте ее в 10% формалине в течение 24 ч, затем храните в 70% этаноле.

6. Микрокомпьютерная томография (мкКТ)

  1. Сканируйте верхнюю челюсть, как описано ранее 18,19, с помощью микрокомпьютерной томографии (микро-КТ).
  2. Включите сканер и компьютер, затем откройте программное обеспечение сканирования, нажмите на знак радиации и подождите 15 минут, чтобы нагреть его.
  3. Откройте дверцу оборудования, нажав на иконку двери.
  4. Используйте поворотный стол размером в четверть. Поместите верхнюю челюсть в коническую трубку объемом 15 мл. Закрепите трубку в основании поворотного стола. Поместите поворотный стол в винт оборудования.
  5. Закройте дверцу оборудования, нажав на значок двери.
  6. Включите источник рентгеновского излучения.
  7. Нажмите на иконку захвата изображения и убедитесь, что кость находится на поле.
  8. Регулировка разрешения 10 мкм, размер пикселя, энергия рентгеновского излучения 55 кВп и 181 мкА, фильтр AI 0,5 мм, шаг вращения 0,4, средний кадр 10. При таких настройках расчетное время сканирования составит 24 минуты.
  9. Начните сбор данных.
  10. Для восстановления откройте программу реконструкции. Используйте упрочнение балки 20%. Используйте кольцевой артефакт 5%. Используйте динамический диапазон 0-0,13. Снимите флажок с метки ON. Нажмите « Предварительный просмотр». Выберите подходящий вид, видимый для интересующей области, и сохраните его в формате TIFF.
  11. Ориентируйте полученные изображения с помощью программного обеспечения для просмотра и анализа данных. Длинная ось головки имплантата должна быть параллельна сагиттальной и корональной осям и перпендикулярна осевой оси.
  12. Сохраните сагиттальное изображение как единое изображение для линейного анализа костей.
  13. Сохранение трансаксиального изображения в виде набора данных для объемного анализа костной ткани.
  14. Выполняйте линейный анализ костей с помощью программного обеспечения для анализа данных. Измерьте расстояния в миллиметрах между головкой имплантата и альвеолярной костью в сагиттальной и корональной плоскостях, включая мезиальные, дистальные, щечные и нёбные участки.
  15. Выполняйте объемный анализ костей с помощью программного обеспечения для анализа данных. Отслеживайте потерю костной массы вокруг имплантатов, рисуя интересующую область на всех предметных стеклах, соответствующую потере костной массы.

7. Статистический анализ

  1. Измерьте линейную и объемную микротомографическую потерю костной массы и нормализуйте эти значения, разделив каждое значение на среднее значение контрольной группы. Представьте среднее значение по всем группам, как среднее ± стандартную ошибку среднего (SEM).
  2. Сравните значимость с помощью двухфакторного дисперсионного анализа (ANOVA) с последующим критерием Тьюки с 95% доверительным интервалом. (Призма 5). Примените уровни значимости следующим образом: p≤0.01**, p≤0.001****.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Для этого метода были использованы восемнадцать 3-недельных самцов мышей C57BL/6J, которым было проведено удаление зубов, установка имплантата и индукция периимплантита. В каждой группе было девять животных, что было статистически значимым, учитывая, что линейная потеря костной массы достигала 80% мощности, 15% стандартного отклонения (σ) и 95% доверительного интервала (α = 0,05). Во время эксперимента мышей кормили мягкой пищей вволю . Девять мышей получали лигатуру (экспериментальная группа с лигатурно-индуцир...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол представляет собой описательный отчет о хирургических процедурах для индукции периимплантита с использованием лигатурной модели на мышах. Работа с мышами имеет такие преимущества, как экономическая эффективность, наличие обширного генетического массива с учетом множества предысторий23 и других аспектов 24,25. На протяжении многих лет в нескольких исследованиях мыши успешно использовались в медицине и стоматологии, в том числе...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была поддержана DE031431 NIH/NIDCR. Мы хотели бы поблагодарить Центральную лабораторию трансляционной патологии Калифорнийского университета в Лос-Анджелесе за помощь в подготовке декальцинированных гистологических срезов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
#5 исследователь зубовХу-Фриди, Чикаго, Иллинойс392-0911 Вывих зубов
Лезвие 15c и хирургический скальпельHenry Schein Inc., Мелвилл, Нью-Йорк1126186Разрез ткани
6-0 шелковые лигатурыFisher Scientific, Хэмптон, Нью-ГэмптонNC9201232Лигатура
Амоксициллин 50μ g/mLZoetis, Сан-Диего, CATS/DRUGS/57/2003Пероральная суспензия
Бекон Soft DietBio Serve®, Френчтаун, Нью-Джерси14-726-701-C57BL
/6J самцы мышейThe Jackson Laboratories, Бар Харбор, Мэн, США000664Возраст: 3-недельный
CTAn softwareV.1.16 Bruker, Billerica, MA-Объемный анализ
Dolphin softwareNavantis, Торонто,Калифорния-Линейный анализ костей
Держатель имплантата и TipD. P. Machining Inc., Ла-Верн, КалифорнияУникальный продукт Держатель имплантата
Опора для имплантатовD. P. Machining Inc., Ла-Верн, КалифорнияУникальный продукт Захват имплантата
Изофлуран Vet One, Boise, IDNDC13985-528-60Ингаляционный анестетик
Микрокомпьютерная томография 1172SkyScan, Kontich, Бельгия-μ Компьютерная томография
Nrecon SoftwareBruker Corporation, Billerica, MA-Imagesreconstruction
Ø 0.3mm - L 2.5mm Micro Drills Сфинкс, Хоффман Эстейтс, ИллинойсАрт. 50699 остеотомия
ø 0,5 мм - L 1,0 мм Титановые имплантатыD. P. Machining Inc., Ла Верн, КалифорнияУникальный
продукт-Офтальмологическая смазкаApexa, Онтарио, КалифорнияNDC13985-600-03Искусственные слезы
ТискиGeneral Tools, Секокус, Нью-Джерси90Остеотомия
Римадил 50 мг/млZoetis, Сан-Диего, Калифорния4019449Противовоспалительный
стерильный хлопок наконечникDynarex, Глендейл, AZ4304-1
Щипцы для наконечникаFine Science Tools, Фостер-Сити, Калифорния11071-10Щипцы для связывания зубного удаления
Fine Science Tools, Фостер-Сити, Калифорния18025-10Установка лигатуры
гемостаза

Ссылки

  1. Ho, K., et al. A cross-sectional survey of patient's perception and knowledge of dental implants in japan. Int J Implant Dent. 8 (1), 14(2022).
  2. Elani, H. W., Starr, J. R., Da Silva, J. D., Gallucci, G. O. Trends in dental implant use in the u.S., 1999-2016, and projections to 2026. J Dent Res. 97 (13), 1424-1430 (2018).
  3. Grand view research. , Available from: grandviewresearch.com/industry-analysis/dental-implants-market (2022).
  4. Renvert, S., Persson, G. R., Pirih, F. Q., Camargo, P. M. Peri-implant health, peri-implant mucositis, and peri-implantitis: Case definitions and diagnostic considerations. J Clin Periodontol. 45, Suppl 20 S278-S285 (2018).
  5. Diaz, P., Gonzalo, E., Villagra, L. J. G., Miegimolle, B., Suarez, M. J. What is the prevalence of peri-implantitis? A systematic review and meta-analysis. BMC Oral Health. 22 (1), 449(2022).
  6. Herrera, D., et al. Prevention and treatment of peri-implant diseases-the efp s3 level clinical practice guideline. J Clin Periodontol. 50, Suppl 26 4-76 (2023).
  7. Graziani, F., Figuero, E., Herrera, D. Systematic review of quality of reporting, outcome measurements and methods to study efficacy of preventive and therapeutic approaches to peri-implant diseases. J Clin Periodontol. 39, Suppl 12 224-244 (2012).
  8. Schwarz, F., Derks, J., Monje, A., Wang, H. L. Peri-implantitis. J Periodontol. 89, Suppl 1 S267-S290 (2018).
  9. Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
  10. Mouse Genome Sequencing, C. Et al. Initial sequencing and comparative analysis of the mouse genome. Nature. 420 (6915), 520-562 (2002).
  11. Pirih, F. Q., et al. Ligature-induced peri-implantitis in mice. J Periodontal Res. 50 (4), 519-524 (2015).
  12. Rau, C. D., et al. High-density genotypes of inbred mouse strains: Improved power and precision of association mapping. G3. 5 (10), Bethesda. 2021-2026 (2015).
  13. Schwarz, F., Sculean, A., Engebretson, S. P., Becker, J., Sager, M. Animal models for peri-implant mucositis and peri-implantitis. Periodontol 2000. 68 (1), 168-181 (2015).
  14. Varon-Shahar, E., et al. Peri-implant alveolar bone resorption in an innovative peri-implantitis murine model: Effect of implant surface and onset of infection. Clin Implant Dent Relat Res. 21 (4), 723-733 (2019).
  15. Pirih, F. Q., et al. A murine model of lipopolysaccharide-induced peri-implant mucositis and peri-implantitis. J Oral Implantol. 41 (5), e158-e164 (2015).
  16. Schwarz, F., et al. Influence of antiresorptive/antiangiogenic therapy on the extension of experimentally induced peri-implantitis lesions. Clin Oral Investig. 27 (6), 3009-3019 (2023).
  17. Wong, R. L., et al. Comparing the healing potential of late-stage periodontitis and peri-implantitis. J Oral Implantol. 43 (6), 437-445 (2017).
  18. Wong, R. L., et al. Early intervention of peri-implantitis and periodontitis using a mouse model. J Periodontol. 89 (6), 669-679 (2018).
  19. Hiyari, S., et al. Ligature-induced peri-implantitis and periodontitis in mice. J Clin Periodontol. 45 (1), 89-99 (2018).
  20. Nguyen Vo, T. N., et al. Ligature induced peri-implantitis: Tissue destruction and inflammatory progression in a murine model. Clin Oral Implants Res. 28 (2), 129-136 (2017).
  21. Yuan, S., et al. Comparative transcriptome analysis of gingival immune-mediated inflammation in peri-implantitis and periodontitis within the same host environment. J Inflamm Res. 15, 3119-3133 (2022).
  22. Berglundh, T., et al. Peri-implant diseases and conditions: Consensus report of workgroup 4 of the 2017 world workshop on the classification of periodontal and peri-implant diseases and conditions. J Periodontol. 89, Suppl 1 S313-S318 (2018).
  23. Hiyari, S., et al. Genomewide association study identifies cxcl family members as partial mediators of lps-induced periodontitis. J Bone Miner Res. 33 (8), 1450-1463 (2018).
  24. Kantarci, A., Hasturk, H., Van Dyke, T. E. Animal models for periodontal regeneration and peri-implant responses. Periodontol 2000. 68 (1), 66-82 (2015).
  25. Struillou, X., Boutigny, H., Soueidan, A., Layrolle, P. Experimental animal models in periodontology: A review. Open Dent J. 4, 37-47 (2010).
  26. Erata, E., et al. Cnksr2 loss in mice leads to increased neural activity and behavioral phenotypes of epilepsy-aphasia syndrome. J Neurosci. 41 (46), 9633-9649 (2021).
  27. Fakih, D., Guerrero-Moreno, A., Baudouin, C., Reaux-Le Goazigo, A., Parsadaniantz, S. M. Capsazepine decreases corneal pain syndrome in severe dry eye disease. J Neuroinflammation. 18 (1), 111(2021).
  28. Douam, F., Ploss, A. The use of humanized mice for studies of viral pathogenesis and immunity. Curr Opin Virol. 29, 62-71 (2018).
  29. Lin, P., et al. Application of ligature-induced periodontitis in mice to explore the molecular mechanism of periodontal disease. Int J Mol Sci. 22 (16), (2021).
  30. Marchesan, J., et al. An experimental murine model to study periodontitis. Nat Protoc. 13 (10), 2247-2267 (2018).
  31. Silva, D. N. A., et al. Probiotic lactobacillus rhamnosus em1107 prevents hyperglycemia, alveolar bone loss, and inflammation in a rat model of diabetes and periodontitis. J Periodontol. 94 (3), 376-388 (2023).
  32. Kim, Y. G., et al. 6-shogaol, an active ingredient of ginger, inhibits osteoclastogenesis and alveolar bone resorption in ligature-induced periodontitis in mice. J Periodontol. 91 (6), 809-818 (2020).
  33. Fine, N., et al. Periodontal inflammation primes the systemic innate immune response. J Dent Res. 100 (3), 318-325 (2021).
  34. Yu, X., et al. Role of toll-like receptor 2 in inflammation and alveolar bone loss in experimental peri-implantitis versus periodontitis. J Periodontal Res. 53 (1), 98-106 (2018).
  35. Reinedahl, D., Chrcanovic, B., Albrektsson, T., Tengvall, P., Wennerberg, A. Ligature-induced experimental peri-implantitis-a systematic review. J Clin Med. 7 (12), (2018).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Модель периимплантитадентальные имплантатымодель на мышахустановка имплантатапотеря костной тканивоспаление тканейгистологический анализклиническая оценкаоптическая микроскопия
Экспериментальная модель лигатурно-индуцированного периимплантита у мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.