Методическая статья

Модель жевательной объемной мышечной потери у грызунов для изучения биоинженерных материалов

1.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66450

⸱

31 мая 2024 г.

 ,  , 
1Division of Plastic and Reconstructive Surgery, University of California San Francisco (UCSF)

В этой статье

Краткое содержание

В данной статье мы описываем протокол хирургического создания объемной мышечной потери (VML) у крысы-массажиста, обеспечивая воспроизводимую и доступную модель для изучения черепно-лицевых мышечных травм и их лечения с использованием биоматериалов, таких как новый гидрогель.

Аннотация

Черепно-лицевая потеря объемной мышечной массы (ВМЛ) может возникнуть в результате тяжелой травмы, хирургического иссечения, воспаления и врожденных или других приобретенных заболеваний. Лечение черепно-лицевой ВМЛ включает в себя хирургический, функциональный мышечный перенос. Тем не менее, эти процедуры не могут восстановить нормальную функцию, чувствительность или выражение, и чаще всего эти состояния не лечатся. Было проведено очень мало исследований по регенерации скелетных мышц на животных моделях черепно-лицевой ВМЛ. В данной рукописи описывается модель крысы для изучения черепно-лицевой травмы ВМЛ и протокол гистологической оценки биоматериалов при лечении этих травм. Жидкий гидрогель и лиофилизированные каркасы наносятся во время хирургического создания VML, а жевательные масла удаляются в терминальных временных точках до 12 недель с высокой скоростью удержания и незначительными осложнениями. Гематоксилин и эозин (ПЭ), трихром Массона и иммуногистохимический анализ используются для оценки параметров регенерации скелетных мышц, а также биосовместимости и иммуномодуляции. В то время как мы демонстрируем исследование гидрогеля на основе гиалуроновой кислоты, эта модель предоставляет средства для оценки последующих итераций материалов при травмах VML.

Введение

Тяжелая травма, хирургическое иссечение, воспаление и другие приобретенные состояния могут привести к такой степени потери тканей, которая подавляет эндогенные механизмы восстановления скелетных мышц. Потеря резидентных клеток и структур, способствующих первичному регенеративному процессу, может привести к патологическому ремоделированию и фиброзу тканей, что приводит к долгосрочному дефициту функции и чувствительности и называется объемной потерей мышечной массы (VML)1,2,3. Воспалительная реакция на повреждения ВМЛ включает в себя хорошо задокументированный и сложный механизм с участием макрофагов, цитокинов и миогенных клеток, который представляет собой множество теоретических мишеней в регенеративной медицине4. В то время как во многих исследованиях in vitro эти мишени использовались на животных моделях лечения VML конечностей, существует недостаток исследований регенерации скелетных мышц на животных моделях черепно-лицевой VML 5,6,7.

Потеря черепно-лицевой ткани может быть результатом состояний, описанных ранее, а дефицит черепно-лицевой ткани также может возникать при врожденных состояниях, таких как расщелина, которая в некоторых случаях включает в себя истинный объемный дефицит мышечной ткани 8,9. Поскольку мышцы черепно-лицевой области важны для функционирования, а также для эстетического вида, долгосрочные последствия ВМЛ могут иметь значительные психологические последствия. Некоторые аспекты черепно-лицевых скелетных мышц отличаются от скелетных мышц конечностей, полученных из сомитов, включая вариации экспрессии генов, эмбрионального происхождения, фенотипа сателлитных клеток, количества сателлитных клеток, состава волокон и архитектуры 10,11,12,13. Эти вариации могут привести к травмам VML, влияющим на черепно-лицевую мышцу иначе, чем на мышцы, полученные от сомитов14,15. На сегодняшний день подходы тканевой инженерии, показавшие увеличение регенерации в животных моделях ВМЛ конечностей, не были эквивалентно перенесены на черепно-лицевые модели ВМЛ на животных16. Это подчеркивает необходимость оптимизации подходов in vivo к черепно-лицевым моделям VML у животных.

Несмотря на то, что было проведено несколько исследований черепно-лицевой ВМЛ in vivo, исследования невелики, и создание надежного дефекта черепно-лицевой мышцы на животных моделях является сложной задачей 8,13. Kim et al. сообщили о разработке жевательной модели VML для мыши. Тем не менее, это исследование оценивало гистологию только до 28 дней после травмы и имело неясную способность обнаруживать различия в гистологических исходах между временными точками17. Rodriguez et al. сообщили о разработке черепно-лицевой модели VML овец. Тем не менее, они сообщили о высокой вариабельности в экспериментальных группах, что свидетельствует о неоднородности тяжести исходной хирургической травмы. В этой статье мы представляем протокол нашей жевательной модели VML на крысе и демонстрируем его полезность для оценки подходов тканевой инженерии.

Протокол

Данное исследование проводилось в соответствии со всеми применимыми нормами, в том числе с соблюдением рекомендаций, изложенных в Руководстве по уходу за лабораторными животными и их использованию. Программа институционального ухода за животными и их использования UCSF одобрила все процедуры для животных и послеоперационный уход (протокол IACUC #AN195944-01).

1. Хирургия VML

  1. Обезболите самцов крыс Спрэг-Доули в возрасте 12 недель массой тела 276-300 г в герметичном контейнере с использованием изофторновой общей анестезии в дозе 1%-5% перед переводом в стерильное хирургическое поле.
    1. Расположите грызунов на левом боку так, чтобы шея была вытянута в нейтральном положении, а нос вошел в носовой конус с анестезирующим веществом, что позволило бы получить доступ к правой стороне лица.
    2. Конусируйте расход изофлуорана от индукционного до поддерживающего расхода (примерно 2%).
  2. Нанесите офтальмологическую мазь на глаза грызунов.
  3. Очистите операционное место, окаймленное линией между правым уголком рта, основанием правого уха вверху и углом нижней челюсти от шерсти с помощью крема для депиляции.
    1. Продезинфицируйте операционное место несколько раз круговыми движениями, используя скраб из этанола и бетадина.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Стерильная драпировка не используется в этом протоколе, учитывая размер и место доступа. Процедура проводится с использованием асептической техники в соответствии с рекомендациями по уходу за животными.
  4. Сделайте продольный разрез длиной 3-4 см, простирающийся от нижней правой подушечки усов до правого уха.
    1. Приподнимите кожный лоскут, что позволит визуализировать правую жевательную мышцу, а также щечную и нижнечелюстную ветви лицевого нерва (рис. 1A).
    2. Очистите кожу от подлежащей фасции с помощью тупого разделения и удерживайте края кожи в отведенном положении с помощью хирургических зажимов для оптимальной визуализации подлежащей мышцы.
  5. Сделайте поперечный разрез длиной 1-2 см в фасции, перекрывающей переднюю часть массажника. Используйте тупое разделение, чтобы расширить пространство между фасцией и жевательной резиной, с осторожностью сохраняя общую целостность оставшейся фасции.
  6. Используя фасциальный разрез в качестве окна к поверхностному массажисту, создайте круговую травму в мышце размером 5 мм в поперечнике и 5 мм в глубину с помощью стерилизованной одноразовой пункционной биопсии. Убедитесь, что дефект расположен между щечной и нижнечелюстной ветвями лицевого нерва, стараясь не травмировать нервы (Рисунок 1B).
  7. Добавьте биоматериал к кольцевой жевательной травме (рис. 1C).
  8. После того, как средство будет на месте, зашите фасциальное окно, инвестирующее мышцы, с помощью одного монофиламентного шва 5-0, чтобы избежать миграции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Твердые агенты помещаются непосредственно в рану, и ткань может быть нарушена для обеспечения насыщения кровью, в то время как жидкие агенты добавляются и при необходимости получают желатин или немедленно закрываются на месте с помощью фасции, чтобы избежать нежелательного движения. В показанном здесь эксперименте вводится криогель на основе акрилированной гиалуроновой кислоты.
  9. Закройте кожу с помощью простой прерывистой или бегущей подкожной техники мононитью 5-0.
    1. Нанесите клей на кожу поверх швов, чтобы предотвратить расхождение послеоперационного разреза.
  10. Дайте крысам восстановиться в клетке с внешним источником тепла (грелкой под клеткой или стерильными грелками для рук в клетке) и наблюдайте в течение 30 минут после операции.
  11. Разведите антибиотик триметоприм-сульфаметоксазол (200 мг триметоприма и 40 мг сульфаметоксазола в 5 мл) в питьевой воде (5 мл/200 мл воды) и введите его в питьевую воду грызунов в течение 7 дней после операции. Убедитесь, что периоперационная анальгезия проводится в соответствии с протоколами учреждения.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом исследовании 0,25% подкожного бупивакаина вводили до хирургического разреза, 0,05 мг/кг подкожного бупренорфина вводили до восстановления после анестезии, и 2 мг/кг IP-мелоксикама вводили до восстановления после анестезии и повторно на следующее утро.

2. Жевательный сбор, заморозка и анализ

  1. В заранее определенные моменты времени принесите крыс в жертву, вызвав передозировку химического агента (например, CO2 или анестетика) в камере индукции анестетика.
  2. Подтвердите жертвоприношение грызуна путем проведения двусторонней торакотомии с использованием одного разреза скальпеля через4-е ребро вентрально для пункции легких (двусторонняя торакотомия).
  3. Снова откройте хирургический разрез, чтобы обеспечить визуализацию массажиста, и удалите кожу, лежащую над жевательной мышцей, для облегчения доступа.
  4. Рассеките и удалите жевательную мышцу от нижней челюсти, начиная с отделения под нижним углом. Убедитесь, что рассечение происходит вдоль поверхности кости, чтобы захватить всю толщину жевательной мышцы.
    1. Рассекайте спереди вдоль нижней челюсти, разрезая точку прикрепления сухожилия. Затем рассекайте вдоль скуловой дуги кзади (рисунок 1D). Наконец, рассеките заднее прикрепление, так как существует повышенный риск кровотечения.
  5. Промойте исчерченную жевательную жидкость в 1x PBS при комнатной температуре (RT) и удалите излишнюю влагу, тщательно промокнув образец бумажным полотенцем.
  6. Поместите мышцу в криомолд и погрузите ее в среду для встраивания с оптимальной температурой резки (OCT), при этом передний конец должен быть обращен вниз, а задний — вверх.
  7. Добавьте изопентан в металлическую чашку и охладите ее, погрузив в жидкий азот с осторожностью, чтобы предотвратить попадание жидкого азота.
    1. После того как изопентан достигнет оптимальной температуры (от -140 до -149 °C) и слегка загустеет, подержите криомолд, содержащий ОКТ, и жевательную жидкость частично погруженными в изопентан до тех пор, пока ОКТ не замерзнет. Храните замороженный криомольд на сухом льду до тех пор, пока не переложите в морозильную камеру при температуре -80 °C.
  8. Криосекция замораживает жевательные образцы с ориентацией таким образом, что передний полюс рассекается первым, двигаясь кзади через образец. Установите температуру тканевого блока на -20 °C, а температуру криосекционного лезвия на -15 °C. Для каждых 200 μм вырежьте 4 предметных стекла (2 с участками по 10 μм, 2 с участками 6 μм), прежде чем переместиться на 200 μм дальше, вырезав 4 дополнительных предметных стекла и повторив по всему образцу.
  9. Используйте срезы 10 мкм для гистологического анализа (трихром Массона, гематоксилин и эозин, Пикрозириус Ред и т. д.) и срезы 6 мкм для иммуногистохимии.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для гистологии также можно использовать срезы 6 мкм.
  10. Захватывайте изображения с помощью световой или флуоресцентной микроскопии.
  11. Измерьте площади поперечного сечения ~200 мышечных волокон жевательной мышцы с помощью программного обеспечения Image J.

3. Иммуногистохимический анализ

  1. Для иммуногистохимического анализа тяжелой цепи эмбрионального миозина фиксируют предметные стекла в 4% ПФА в течение 1 ч в ЛТ.
  2. Промойте предметные стекла в PBS 3 раза при температуре RT, давая каждой стирке постоять 10 минут.
  3. Пермеабилизируйте ткань, инкубируя предметные стекла с 0,5% Triton X-100 при RT в течение 15 минут.
  4. Промойте предметные стекла в PBS 3 раза при температуре RT, давая каждой стирке постоять 10 минут.
  5. Инкубируйте с первичным моноклональным антителом мышей-хозяев (1:200) в 2% нормальной сыворотке крови коз (NGS) при 4 °C в течение ночи.
  6. Промойте слайды в PBS-Tween 3 раза при температуре RT, давая каждой стирке постоять 10 минут.
  7. Инкубировать с мечеными флуорофорами вторичными антителами против мышей из кролика-хозяина (1:500) в 2% NGS при ЛТ в течение 2 ч.
  8. Промойте слайды в PBS-Tween 3 раза при температуре RT, давая каждой стирке постоять 10 минут.
  9. Установите слайды с помощью 3 капель флуоресцентного крепления DAPI перед установкой покровного стекла.

Результаты

Исходы оценки черепно-лицевой ВМЛ и регенерации тканей с использованием биоматериалов включают как количественные, так и качественные исходы.

На рисунке 2 показан пример качественной оценки с использованием ранее описанной модели. Наблюдение за ростом мышечных волокон de novo в нашем гидрогеле является качественным положительным результатом (рис. 2A) и предполагает, что биоматериал может обеспечить достаточную архитектурную поддержку и доставку фактора роста или питательных веществ. Задержка гидрогеля в раневом ложе (рис. 2B) видна на окрашивании HE. Может быть проведена качественная оценка других тканей в биоматериале, например, идентификация кровеносных сосудов с помощью HE (рис. 2C) и трихрома Массона (рис. 2D). Нижнечелюстная и щечная ветви лицевого нерва видны в верхнем левом и верхнем правом углах изображения на рисунке 2B, что подтверждает правильное размещение гидрогеля в ложе травмы VML и обеспечивает ориентацию. Над гидрогелем виден слой фасции, подтверждающий, что закрытие фасции было успешным и оставалось неповрежденным в течение послеоперационного периода. Отрицательный результат, наблюдаемый на этой стадии, будет включать полную потерю гидрогеля (рис. 2E) или потерю фасциального закрытия и экструзии из раневого ложа (рис. 2F), при этом ПЭ будет иметь признаки раневого ложа или фиброзного рубца в зависимости от прошедшего времени после операции.

Иммуногистохимический анализ имеет решающее значение при оценке биоматериалов для лечения черепно-лицевой ВМЛ с целью идентификации типов клеток и молекулярных взаимодействий на клеточном уровне. Поскольку ВМЛ приводит к потере резидентных клеток и архитектуры, способной регенерировать скелетные мышцы, регенерация мышц de novo в поврежденном месте является важным результатом лечения4 и оценки эффективности терапии ВМЛ на основе биоматериалов. Изоформы развития миозина, включая эмбриональный (MYH3) и неонатальный миозин (MYH8), реэкспрессируются в регенерирующих скелетных мышечных волокнах и обеспечивают специфический маркер для регенерирующих волокон18,19. На рисунке 3 показан пример того, как иммуногистохимия может быть использована для идентификации представляющих интерес типов клеток, в данном случае тяжелой цепи эмбрионального миозина.

Наконец, ImageJ может быть использован для количественной оценки особенностей гистологических препаратов, включая иммуногистохимию и специализированные красители, такие как трихром Массона, для измерения фиброзной реакции (рис. 4). Удаление части мышцы при травмах ВМЛ изменяет архитектуру и состав мышц, что приводит к увеличению отложения коллагена I и грубому фиброзу компартментной ткани 2,3. Во многих исследованиях, оценивающих методы лечения ВМЛ на основе биоматериалов, сравнивают фиброз между группой вмешательства и контрольной группой4. Используя описанный здесь метод, раневые ложа у животных, перенесших травму VML, могут быть идентифицированы на трихроме Массона как фиброзные рубцы (рис. 4A). Деконволюция цвета с помощью ImageJ позволяет изолировать и количественно определить синий канал, соответствующий соединительной ткани (рисунок 4B), а затем установить его в оттенки серого для измерения (рисунок 4C). Площадь рубца может быть изолирована и измерена с помощью изображения J (Рисунок 4D) и откалибрована по масштабной линейке на изображении для точного определения размера и воспроизводимой площади. Используя этот подход, можно измерить отложение соединительной ткани (рис. 4E).

figure-results-1
Рисунок 1: Хирургическая схема, демонстрирующая шаги. (A,B) Хирургическая травма жевательной мышцы VML. (В) Применение биоматериала. (D) Сбор жевательной жидкости. (E) Морфология мышц после забора. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: HE и трихромное окрашивание Массона. (A) Окрашенные HE жевательные срезы крысы на границе гидрогеля и мышц со стрелками, указывающими на структуры, морфологически идентифицированные как скелетные мышечные волокна. (B) Окрашенный HE жевательный срез крысы, демонстрирующий обилие скелетных мышечных волокон по всему гидрогелю. (C) окрашенная HE и (D) окрашенная трихромом ткань Массона со стрелками, указывающими на структуры, морфологически идентифицированные как кровеносные сосуды. (Э,Ж) Отрицательные результаты, свидетельствующие о полной потере гидрогеля с гелем, прилипшим к поверхностной поверхности жевательной мышцы, а не к раневому ложу, и неполной потере гидрогеля с потерей фасциального закрытия, соответственно. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Иммуногистологическое окрашивание на основе тяжелой цепи миозина (eMHC) и ламинина на поперечных срезах жевательной мышцы крысы. (A) Через 2 недели после операции. (B) Через 12 недель после операции. Повышенная концентрация eMHC наблюдается в 12-недельной выборке по сравнению с 2-недельной пробой. Изображения сняты с 20-кратным увеличением. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-4
Рисунок 4: Количественный анализ фиброза. (А) Маслужная секция Массона, окрашенная трихромом, для количественной оценки отложения соединительной ткани в качестве показателя фиброза раны после повреждения ВМЛ через 12 недель. (B) Изображение J было использовано для деконволюции синего канала, соответствующего соединительной ткани. (C) Изображение было преобразовано в оттенки серого для анализа. (D) Была выделена область, соответствующая фиброзному рубцу, и (E) была рассчитана площадь поперечного сечения и проценты поля, соответствующие белому (фону) и черному (соединительная ткань). Изображения получены с помощью световой микроскопии с 10-кратным увеличением. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

В протоколе есть несколько критических этапов, на которые необходимо обратить особое внимание для достижения оптимального результата. В шаге 1.4 описывается первоначальный разрез и тупое отделение кожи от поверхностной жевательной фасции. Тупое рассечение должно быть сделано непосредственно вдоль кожи ножницами, направленными в сторону от основной мышцы и фасции, чтобы предотвратить зазубрины и непреднамеренное создание окна через фасцию. Следует избегать каудальной стороны поверхностной жевательной мышцы, чтобы предотвратить непреднамеренное повреждение подчелюстной вены или наружной сонной артерии. В шагах 1.5 и 1.6 описывается создание фасциального окна и дефекта VML соответственно. Следует позаботиться о том, чтобы фасциальный разрез имел минимальный размер, необходимый для проведения пункционной биопсии, поскольку фасция имеет тенденцию сокращаться в сторону от разреза, и может быть трудно найти края на шаге 1.8, если сделан слишком большой разрез. Опять же, тупое рассечение под фасцией должно быть сделано ровно настолько, чтобы пункционная биопсия поместилась в окно, и под соответствующим углом, чтобы быть перпендикулярно нижней челюсти. При создании травмы ВМЛ важно определить самую большую область между нижней и щечной ветвями лицевого нерва. Дистальный отдел нижнечелюстного нерва делится на верхний и нижний отделы, и существуют различия в расположении, где верхний отдел ответвляется от нижнего отдела к щечной ветви лицевого нерва. Поскольку это деление идет вверх, у некоторых животных верхний отдел нижнечелюстного нерва может находиться непосредственно в брюхе жевательной мышцы, где должен быть создан дефект. В этих случаях животное не следует использовать для анализа, так как вероятно повреждение периферического нерва, которое исказит данные. При создании пункционной биопсии может потребоваться аккуратное скручивание для проникновения на всю глубину 5 мм. В шаге 2.4 описывается промокание образца ткани после его промывания для удаления излишней влаги. Это делается для предотвращения образования кристаллов льда во время замораживания ткани и последующего уменьшения артефактов замораживания по гистологии20.

Одним из преимуществ этого метода является легкость доступа к поверхностной жевательной мышце и относительное отсутствие структур высокого риска, с которыми можно столкнуться во время операции. Поскольку сосудистая сеть проникает в каудальный конец мышцы, в большинстве случаев можно избежать значительного кровотечения. Это важно, так как это не только снижает риск заболеваемости, но и повышает стандартизацию и снижает вероятность того, что ишемия оказывает искажающее влияние на регенерацию мышц. Благодаря наличию фасциального корпуса этот протокол может быть использован для оценки биоматериалов в жидком или твердом форм-факторе. В то время как в качестве примера для этого протокола был использован бесклеточный гидрогель, этот метод может быть воспроизведен для тестирования биоматериалов с включением стволовых клеток человека с использованием крыс с иммунодефицитом, как это было сделано в предыдущих исследованиях конечностей VML21.

В этом исследовании формально не определен критический размер повреждения при ВМЛ, точная точка, в которой эндогенные механизмы восстановления больше не могут регенерировать мышцу, остается неясной. Хотя само собой разумеется, что определение может включать в себя удаление определенного процента объема мышцы, и действительно, часто упоминается 20%, существуют противоречивые данные, и данные свидетельствуют о том, что другие факторы, включая место и геометрию травмы, возраст животного и другие, также могут способствовать 16,21,22,23. Несмотря на это, наблюдение фиброзного рубца и видимое сокращение мышечной границы, наблюдаемое через 12 недель после травмы (рис. 4А), свидетельствует о том, что произошло патологическое ремоделирование, что убедительно свидетельствует о том, что использованные здесь травмы имеют критический размер по отношению к стандартному определению.

Поскольку черепно-лицевые мышцы у людей, как и внутренние мышцы рук, малы по сравнению с проксимальными мышцами конечностей и выполняют более точные движения, они более подвержены влиянию VML на их функцию. Жевательная машина была выбрана в этом протоколе из-за достаточного объема для тестирования и простоты доступа. Тем не менее, геометрия и локализация травмы являются важными факторами при оценке ВМЛ, и выводы, сделанные с использованием этой модели, не могут напрямую переноситься на другие черепно-лицевые мышцы. Жевательная мышца является жевательной мышцей, и в то время как она способствует мимике у детей24, ее роль в выражении лица снижается во взрослом возрасте24. Травмы других мышц лица, таких как большая скуловая мышца, могут привести к большему психологическому расстройству после ВМЛ из-за их более непосредственной роли в выражении лица на протяжении всей жизни по сравнению с жевательной мышцей2 5,26. Кроме того, в этом исследовании не оценивалась выработка силы in vivo, что является ограничением, которое является областью потребности в этой области. На сегодняшний день не было зарегистрировано ни одного воспроизводимого метода функционального тестирования черепно-лицевых мышц с достаточной чувствительностью для сравнения групп лечения, и это осложняется обширными компенсаторными мышцами в лице. Будущие разработки этого протокола будут направлены на внедрение подходов к прямому измерению силы в отдельных лицевых мышцах.

Альтернативные методы гистологического анализа жевательной ВМЛ на модели грызунов весьма ограничены. Kim et al. создали носимую систему ЭМГ для оценки функциональности жевательных мышц, поврежденных VML, у мышей. Тем не менее, их конечная временная точка составила 4 недели, они не продемонстрировали визуализацию биоматериала на гистологических изображениях, не описали фасциальное закрытие и сосредоточились в первую очередь на валидации своей системы ЭМГ в сравнении с анализом регенерации мышц ибиосовместимости методов лечения на основе биоматериалов. Необходимы новые методы лечения черепно-лицевой потери объемной мышечной массы, и эта жевательная модель VML достаточно воспроизводима для оценки мышечной реакции на травму VML и для оценки влияния лечения на регенерацию, фиброз и контрактуру, особенно в первые 3 месяца после травмы.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Это исследование проводится при поддержке Годичной исследовательской стипендиальной программы UCSF и Программы междисциплинарных трансляционных проектов C-Doctor. Выражаем благодарность членам Лаборатории Померанца и Программы черепно-лицевой биологии Калифорнийского университета в Сан-Франциско за их вклад.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
F1.652 Миозиновая тяжелая цепь (эмбриональная) моноклональное антителоDSHBF1.652
Козье анти-мышиное IgG2b Перекрестно-адсорбированное вторичное антитело, Alexa Fluor 647InvitrogenA-21242
Козье анти-кроличье IgG (H+L) с высокой степенью перекрестной адсорбции вторичное антитело, Alexa Fluor 488InvitrogenA-11034
Стандартные биопсийные пункции Integra, одноразовые стандартные биопсийные пуансоны; 5 мм, Диаметр: 0,19 дюйма, 0,5 смIntegra12460411
Монтажная среда с DAPI - водная, FluoroshieldAbcamab104139
Rabbit Anti-Mouse IgG H& L (Alexa Fluor 647) предадсорбированныйAbcamab150127
Сульфаметоксазол/Триметоприм Пероральная суспензия, со вкусом вишни, 473 млMed-Vet InternationalАртикул: RXBAC-SUSP

Ссылки

  1. Gilbert-Honick, J., Grayson, W. Vascularized and innervated skeletal muscle tissue engineering. Adv Healthc Mater. 9 (1), 1900626(2020).
  2. Aguilar, C. A., et al. Multiscale analysis of a regenerative therapy for treatment of volumetric muscle loss injury. Cell Death Discov. 4, 33(2018).
  3. Corona, B. T., Wenke, J. C., Ward, C. L. Pathophysiology of volumetric muscle loss injury. Cells Tissues Organs. 202 (3-4), 180-188 (2016).
  4. Kiran, S., Dwivedi, P., Kumar, V., Price, R., Singh, U. Immunomodulation and biomaterials: Key players to repair volumetric muscle loss. Cells. 10 (8), 2016(2021).
  5. Greising, S. M., Corona, B. T., McGann, C., Frankum, J. K., Warren, G. L. Therapeutic approaches for volumetric muscle loss injury: A systematic review and meta-analysis. Tissue Eng Part B: Rev. 25 (6), 510-525 (2019).
  6. Bosse, M. J., et al. An analysis of outcomes of reconstruction or amputation after leg-threatening injuries. N Engl J Med. 347 (24), 1924-1931 (2002).
  7. Testa, S., et al. The War after war: Volumetric muscle loss incidence, implication, current therapies and emerging reconstructive strategies, a comprehensive review. Biomedicines. 9 (5), 564(2021).
  8. Emara, A., Shah, R. Recent update on craniofacial tissue engineering. J Tissue Eng. 12, 204173142110037(2021).
  9. Dado, D. V., Kernahan, D. A. Anatomy of the orbicularis oris muscle in incomplete unilateral cleft lip based on histological examination. Ann Plast Surg. 15 (2), 90-98 (1985).
  10. Stål, P., Eriksson, P. O., Eriksson, A., Thornell, L. E. Enzyme-histochemical and morphological characteristics of muscle fibre types in the human buccinator and orbicularis oris. Arch Oral Biol. 35 (6), 449-458 (1990).
  11. Raposio, E., Bado, M., Verrina, G., Santi, P. Mitochondrial activity of orbicularis oris muscle in unilateral cleft lip patients. Plast Reconstr Surg. 102 (4), 968-971 (1998).
  12. Cheng, X., Shi, B., Li, J. Distinct embryonic origin and injury response of resident stem cells in craniofacial muscles. Front Physiol. 12, 690248(2021).
  13. Carvajal Monroy, P. L., et al. A rat model for muscle regeneration in the soft palate. PLoS One. 8 (3), e59193(2013).
  14. Ono, Y., Boldrin, L., Knopp, P., Morgan, J. E., Zammit, P. S. Muscle satellite cells are a functionally heterogeneous population in both somite-derived and branchiomeric muscles. Dev Biol. 337 (1), 29-41 (2010).
  15. Pavlath, G. K., Thaloor, D., Rando, T. A., Cheong, M., English, A. W., Zheng, B. Heterogeneity among muscle precursor cells in adult skeletal muscles with differing regenerative capacities. Dev Dyn. 212 (4), 495-508 (1998).
  16. Rodriguez, B. L., Vega-Soto, E. E., Kennedy, C. S., Nguyen, M. H., Cederna, P. S., Larkin, L. M. A tissue engineering approach for repairing craniofacial volumetric muscle loss in a sheep following a 2, 4, and 6-month recovery. PLoS One. 15 (9), e0239152(2020).
  17. Kim, H., et al. Real-time functional assay of volumetric muscle loss injured mouse masseter muscles via nanomembrane electronics. Adv Sci. 8 (17), e2101037(2021).
  18. Schiaffino, S., Rossi, A. C., Smerdu, V., Leinwand, L. A., Reggiani, C. Developmental myosins: expression patterns and functional significance. Skelet Muscle. 5, 22(2015).
  19. Agarwal, M., et al. Myosin heavy chain-embryonic regulates skeletal muscle differentiation during mammalian development. Development. 147 (7), (2020).
  20. Meng, H., et al. Tissue triage and freezing for models of skeletal muscle disease. J Vis Exp. (89), e51586(2014).
  21. Kim, J. H., et al. Neural cell integration into 3D bioprinted skeletal muscle constructs accelerates restoration of muscle function. Nat Commun. 11 (1), 1025(2020).
  22. Anderson, S. E., et al. Determination of a critical size threshold for volumetric muscle loss in the mouse quadriceps. Tissue Eng Part C Methods. 25 (2), 59-70 (2019).
  23. Kim, J. T., Kasukonis, B. M., Brown, L. A., Washington, T. A., Wolchok, J. C. Recovery from volumetric muscle loss injury: A comparison between young and aged rats. Exp Gerontol. 83, 37-46 (2016).
  24. Guédat, C., Stergiopulos, O., Kiliaridis, S., Antonarakis, G. S. Association of masseter muscles thickness and facial morphology with facial expressions in children. Clin Exp Dent Res. 7 (5), 877-883 (2021).
  25. VanSwearingen, J. M., Cohn, J. F., Bajaj-Luthra, A. Specific impairment of smiling increases the severity of depressive symptoms in patients with facial neuromuscular disorders. Aesthetic Plast Surg. 23 (6), 416-423 (1999).
  26. Versnel, S. L., Duivenvoorden, H. J., Passchier, J., Mathijssen, I. M. J. Satisfaction with facial appearance and its determinants in adults with severe congenital facial disfigurement: A case-referent study. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 63 (10), 1642-1649 (2010).

Перепечатки и разрешения

Теги

Модель жевательной объемной мышечной потери у грызунов для изучения биоинженерных материалов
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.