Методическая статья

Вынужденная электромиография с одним волокном (SFEMG) для оценки передачи нервно-мышечных соединений на моделях грызунов

2.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66452

⸱

8 марта 2024 г.

 ,  , 
1NextGen Precision Health, University of Missouri, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Missouri, 3Department of Neurology, University of Missouri, 4Department of Medical Pharmacology and Physiology, University of Missouri

В этой статье

Краткое содержание

В этом исследовании мы демонстрируем усовершенствованный протокол одноволоконной электромиографии (SFEMG), позволяющий in vivo измерять передачу нервно-мышечного соединения (NMJ) на моделях грызунов. Описан пошаговый подход к методу SFEMG, позволяющий количественно оценить вариабельность и сбой передачи NMJ в икроножной мышце крысы.

Аннотация

Являясь конечным связующим звеном между нервной системой и мышцами, передача в нервно-мышечном соединении (НМЖ) имеет решающее значение для нормальной двигательной функции. Электромиография одного волокна (SFEMG) является клинически значимым и чувствительным методом, который измеряет потенциальные реакции одного мышечного волокна во время произвольных сокращений или стимуляции нервов для оценки передачи NMJ. Оценка и количественная оценка передачи NMJ включает в себя два параметра: джиттер и блокировку. Джиттер относится к изменчивости во времени (задержке) между последовательными потенциалами действия одного волокна (SFAP). Блокировка означает неспособность передачи NMJ инициировать ответ SFAP. Несмотря на то, что SFEMG является хорошо зарекомендовавшим себя и чувствительным тестом в клинических условиях, его применение в доклинических исследованиях было относительно редким. В этом отчете изложены шаги и критерии, используемые при выполнении стимулированного SFEMG для количественной оценки джиттера и блокировки в моделях грызунов. Этот метод может быть использован в доклинических и клинических исследованиях для получения представления о функции NMJ в контексте здоровья, старения и болезней.

Введение

Одноволоконная электромиография (SFEMG) была первоначально разработана Столбергом и Экстедтом в 1960-х годах для идентификации и анализа потенциалов действия отдельных мышечных волокон, в первую очередь для изучения мышечнойусталости. SFEMG является наиболее чувствительным клиническим методом для оценки передачи нервно-мышечного соединения (NMJ)2. SFEMG проводится путем селективной регистрации потенциалов действия одного волокна (SFAP)3. Передача NMJ может быть нарушена из-за таких факторов, как старение 4,5 и различные нервно-мышечные расстройства, такие как миастения и боковой амиотрофический склероз6. Кроме того, такие состояния, как ишемия, колебания температуры и использование нервно-мышечных блокаторов, могут привести к дефициту передачи NMJ, проявляющемуся в повышенной вариабельности передачи NMJ и возникновении неудачи NMJ2.

Существует два подхода к регистрации SFEMG: стимулированный и добровольный SFEMG. Добровольная SFEMG включает в себя регистрацию SFAP от двух NMJ, подаваемых одним и тем же моторным аксоном, с помощью концентрического игольчатого электрода, вводимого в исследуемую мышцу во время произвольной активации7. Соответственно, добровольная СФЭМГ требует сотрудничества со стороны испытуемого и может оценить только низкопороговые двигательные единицы (активизируемые при слабых сокращениях)3. Стимулированный SFEMG использует пару стимулирующих электродов для стимуляции моторных аксонов во время регистрации SFAP с помощью игольчатого электрода SFEMG, вставленного в исследуемую мышцу7.

Как в произвольном, так и в вынужденном SFEMG джиттер и блокировка являются двумя параметрами, используемыми для оценки и количественного определения передачи NMJ8. Джиттер описывает изменчивость во времени (задержке) между последовательными SFAP. Во время добровольного SFEMG джиттер количественно оценивается путем оценки разницы в латентности между парой SFAP (подаваемых одним и тем же моторным аксоном) в течение от 50 до 100 последовательных разрядов. Во время стимулированной SFEMG джиттер количественно оценивается путем оценки разницы в латентности между временем стимуляции и началом SFAP в течение от 50 до 100 последовательных разрядов. Блокировка указывает на неспособность передачи NMJ вызвать ответ SFAP, и ее можно количественно оценить как наличие или отсутствие каждой пары SFAP во время добровольного SFEMG или для каждого NMJ во время стимулированного SFEMG 2,7.

Несмотря на то, что SFEMG является признанным и чувствительным тестом в клинических условиях, он лишь изредка применяется в доклинических исследованиях 4,5,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18 . В этом отчете мы описываем подход к выполнению и анализу записей SFEMG на доклинических моделях грызунов. Кроме того, мы представляем репрезентативные данные, которые подчеркивают репрезентативные данные по SFEMG, указывающие на ухудшение передачи NMJ после введения недеполяризующего нервно-мышечного блокатора, рокурония.

Протокол

Все протоколы были утверждены и выполнены в соответствии с правилами, установленными Комитетом по уходу за животными и их использованию в Университете штата Миссури.

1. Подготовка животных и введение анестезии

  1. Наденьте соответствующие средства индивидуальной защиты.
  2. Перед процедурой измерьте вес крысы, чтобы определить подходящую дозу для лекарств с учетом веса и настроек аппарата искусственной вентиляции легких.
  3. Вызвать анестезию с помощью 3%-5% ингаляционного изофлурана. Как только будет установлен адекватный уровень анестезии, поместите крысу в положение лежа и поддерживайте анестезию с помощью 1%-3% ингаляционного изофлурана.
  4. Проверьте адекватность глубины анестезии, аккуратно надавливая щипцами на подушечку задней конечности для наблюдения за отсутствием реакции отмены.
  5. Поддерживайте температуру тела на уровне 37 °C.
  6. Наносите на глаза одобренную ветеринарами мазь на нефтяной основе, чтобы предотвратить сухость. Контролируйте глубину анестезии, наблюдая за частотой дыхания и оценивая реакцию отмены при надавливании на подушечку стопы с помощью щипцов.
  7. Побрейте оцениваемую заднюю конечность с помощью машинки для стрижки. После адекватного удаления волос с помощью клейкой ленты расположите исследуемую конечность так, чтобы лодыжка была зафиксирована под углом около 90° тыльного сгибания, колено было вытянуто, а бедро отведено.
  8. Непрерывно контролируйте дыхание и частоту сердечных сокращений крысы в течение всего эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Увеличение частоты сердечных сокращений обычно используется в качестве индикатора недостаточной глубины анестезии.
  9. Введите изофлуран для усыпления крысы в дозе 5% или более до тех пор, пока дыхание не прекратится по крайней мере на 3 минуты. Подтвердите эвтаназию обезглавливанием.

2. Установка и настройка электродов

ПРИМЕЧАНИЕ: Передача NMJ седалищного нерва и икроножной мышцы оценивается с помощью системы электромиографии (ЭМГ). Обратитесь к Таблице материалов.

  1. Введите пару изолированных монополярных игл 28 G для стимуляции седалищного нерва с катодом в область проксимального отдела задней конечности, при этом анод находится более проксимально в пределах подкожной клетчатки, перекрывающей крестец.
  2. Убедитесь, что стимулирующие электроды не расположены в непосредственной близости от седалищного нерва или слишком глубоко, чтобы избежать прямого повреждения седалищного нерва или других прилегающих структур.
  3. Поместите одноразовый заземляющий электрод на контралатеральную заднюю конечность или хвост.
  4. Осторожно поместите игольчатый электрод 27 калибра 25 мм, специально предназначенный для одноволоконной ЭМГ, с записывающей поверхностью из платино-иридиевого материала, в правую икроножную мышцу. Перед каждым использованием электроды SFEMG должны быть автоклавированы для поддержания стерильности.
  5. Введите игольчатый электрод SFEMG параллельно волокнам икроножной мышцы, чтобы захватить потенциалы действия одного волокна (SFAP).
  6. Избегайте повреждения мышц при введении и маневрировании иглой SFEMG внутри мышцы.

3. Процедура вынужденной одноволоконной электромиографии (SFEMG)

  1. Применяйте стимуляцию постоянным током к правому седалищному нерву с частотой 10 Гц, используя диапазон интенсивности 0,3-10 мА и длительность импульса 0,1 мс.
  2. Настройте параметры фильтра в пределах низкочастотного фильтра 1 кГц и высокочастотного фильтра 10 кГц. Отрегулируйте коэффициент усиления в диапазоне от 200 мкВ до 1000 мкВ на деление для упрощения визуализации потенциалов. Установите скорость развертки на уровне 500 μс на деление.
  3. Отрегулируйте интенсивность стимула для запуска и изоляции SFAP для записи и последующего анализа.
    1. Чтобы идентифицировать и проанализировать отклик в качестве SFAP, убедитесь, что выполняются конкретные критерии, упомянутые ниже: убедитесь, что время нарастания от базового пика до отрицательной фазы составляет менее 500 μс, минимальная амплитуда (от исходного пика до отрицательного) составляет не менее 200 μВ, а отклик постоянно демонстрирует поведение «все или ничего» (стабильный размер и форма между откликами).
      Примечание: Важно, чтобы повторяющиеся реакции демонстрировали последовательные восходящие фазы без каких-либо зазубрин или точек перегиба. Обратите внимание, что последний критерий имеет решающее значение для отличия качественного сигнала от суммы нескольких сигналов.
  4. Рассчитайте джиттер, или вариабельность задержки SFAP (время между стимуляцией и фазой нарастания отрицательного пика SFAP) между последовательными разрядами после не менее 50 стимуляций (50–100 стимуляций), а также оцените и количественно оцените блокировку.
    Блокировка может быть оценена как наличие или отсутствие в каждом синапсе или как процент стимуляций, которые не запускают генерацию потенциала действия одного волокна. Джиттер рассчитывается с помощью следующего уравнения7 (Джиттер обычно автоматически рассчитывается клиническими электромиографическими системами):
    Диаграмма формулы джиттера MCD; Метод вычисления джиттера в микросекундах с использованием межимпульсных интервалов.
    MCD = Среднее значение последовательной разницы
    IPI = межпотенциальный интервал
  5. Повторите этот процесс для получения дополнительных ответов SFAP. В среднем оцените 10 синапсов от каждого животного, чтобы рассчитать джиттер и впоследствии определить средние значения на животное.
  6. Исключите из анализа SFAP с дрожанием менее 4 μс, чтобы предотвратить включение потенциалов, которые могли быть вызваны прямой стимуляцией мышц11.
  7. При регистрации потенциалов, демонстрирующих прерывистую блокировку, увеличьте интенсивность стимула, чтобы убедиться, что неудача SFAP не связана с субмаксимальной стимуляцией.

Результаты

Чтобы продемонстрировать повышенное джиттер и блокировку в контексте сбоя передачи NMJ, стимулированное SFEMG проводили с внутривенным введением рокурония и без него. Рокуроний является недеполяризующим нервно-мышечным блокатором промежуточного действия, широко используемым в клинических условиях для индуцирования мышечного паралича во время операций или медицинских процедур. Он действует путем конкурентного связывания с никотиновыми ацетилхолиновыми рецепторами в NMJ19. Перед введением рокурония взрослая крыса дикого типа (Sprague Dawley) была подготовлена и обезболиваема, как описано в разделе 1. Из-за паралича, вызванного рокуронием, для получения репрезентативных данных использовалась инвазивная вентиляционная поддержка (в отличие от типичного подхода к анестезии во время записи SFEMG, описанного выше в разделе 1). Была установлена эндотрахеальная трубка, и вентиляция поддерживалась на уровне 60 вдохов/мин в режиме контроля давления с давлением 17 мм рт.ст. и положительным давлением в конце выдоха 3 смН2О при подаче 2%-3% изофлурана. После достижения вентиляционной поддержки и анестезии регистрировались потенциалы действия одиночных волокон с лечением рокуронием и без него (болюсное введение 0,05 мг/кг рокурония бромида внутривенно). На рисунке 1 показаны три репрезентативные записи потенциала действия одного волокна из одного и того же NMJ у взрослой крысы. На рисунке 1А показана типичная морфология потенциала действия одного волокна (после однократной стимуляции) с временем нарастания менее 500 мкс от исходного уровня до отрицательного пика и минимальной амплитудой (от пика до пика) не менее 200 мкВ. На рисунке 1В показаны особенности повышенного джиттера и прерывистой блокировки после инъекции рокурония. На рисунке 1C показана нормализация джиттера и блокировка из одного и того же синапса после разрешения блока NMJ. Для простоты просмотра на рисунках 1B, C показаны ответы только после 9 последовательных стимуляций. Кроме того, для лучшего понимания на рисунке 2 показан дополнительный пример трех наложенных потенциалов действия одного волокна, наблюдаемых после 10 последовательных стимуляций, которые демонстрируют повышенное дрожание и блокировку.

Для количественной оценки влияния рокурония на передачу NMJ с использованием стимулированного SFEMG были сделаны записи из 5 NMJ без какой-либо обработки и из 5 NMJ после доставки рокурония и были проанализированы на дрожание и блокировку (рис. 3). Вслед за рокуронием дрожание (рис. 3А) и блокирование (рис. 3В) значительно усиливались.

Графики потенциала действия одного волокна, показывающие тенденции задержки и амплитуды; Результаты анализа джиттера.
Рисунок 1: Три репрезентативные записи одноволоконной электромиографии из одного и того же нервно-мышечного соединения (NMJ). (A) Пример потенциала действия одного волокна после стимуляции одного нерва, показывающий критерии амплитуды (от исходного уровня до отрицательного пика амплитуды не менее 200 мкВ) и времени нарастания (от исходного уровня до отрицательного пика менее 500 мкс) для принятия в качестве потенциала одного волокна. (B) Пример наложенных потенциалов действия одного волокна после 9 последовательных стимуляций, демонстрирующих повышенное джиттер и блокировку, указывающие на ухудшение передачи NMJ после введения рокурония (джиттер: 68,35 μс). (C) Пример наложения потенциалов действия одного волокна после 9 последовательных стимуляций, показывающих снижение джиттера и отсутствие блокировки, что указывает на нормализацию передачи NMJ после разрешения лечения рокуронием (джиттер: 21,7 мкс). Репрезентативные следы SFEMG выявляют потенциалы действия отдельных мышечных волокон, записанные из здорового синапса без блокировки и нормальным дрожанием в наложенном виде. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

График амплитуды потенциала действия одного волокна; задержка и амплитуда; событие блокированной стимуляции.
Рисунок 2: Три наложенных потенциала действия одного волокна (SFAP), зарегистрированных после последовательной стимуляции во время введения рокурония. После 10 последовательных стимуляций во время введения рокурония были зарегистрированы три наложенных потенциала действия одного волокна (SFAP), что указывает на увеличение джиттера и блокировки. Значения джиттера для A, B и C составили 24,3 μс, 46,9 μс и 88,7 μс соответственно. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

гистограммы джиттера и блокировки передачи NMJ; средняя задержка, процент стимуляции; данные исследований.
(A) Во время введения рокурония (0,05 мг/кг) SFEMG показала повышенную вариабельность передачи (джиттер) по сравнению с здоровым состоянием (без лечения: 12,9 мкс, 95% ДИ [7,2-16,9 мкс] по сравнению с рокуронием: 40,70 мкс, 95% ДИ [34,7-70,7 мкс]) (критерий Манна-Уитни: p = 0,0079). (B) Процент стимуляций с блокированием NMJ из каждого синапса на SFEMG был увеличен по сравнению со здоровым состоянием (без лечения: 0%, 95% ДИ [0-0%] по сравнению с рокуронием: 31%, 95% ДИ [14,0-59,0%]) (тест Манна Уитни: p= 0,0079). Все измерения (джиттер и процент стимуляций с блокированием NMJ) были получены от одной крысы, n = 5 синапсов без лечения и n = 5 синапсов после лечения рокуронием. Данные представлены в виде медианы ± 95% доверительным интервалом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

SFEMG обычно используется для диагностического тестирования у пациентов с подозрением на аутоиммунные, приобретенные и генетические формы заболевания NMJ. SFEMG считается наиболее чувствительным тестом для диагностики расстройства NMJ, миастении20,21. Повторяющаяся стимуляция нервов (РНС) является еще одним методом, который чаще используется в клинических диагностических исследованиях и включает в себя стимуляцию периферического нерва с помощью серии стимулов и количественную оценку суммарного потенциального действия сложной мышцы иннервированной мышцы 5,22. RNS неизменно демонстрирует значительно меньшую чувствительность по сравнению с SFEMG 23,24. Преимущество SFEMG заключается в возможности избирательной оценки отдельных мышечных волокон и количественной оценки не только нарушения передачи NMJ (блокировки), но и вариабельности (джиттера)2,25,26. Несмотря на то, что SFEMG является признанным и чувствительным тестом в клинических условиях, он лишь изредка применяется в доклинических исследованиях 4,5,9,10,11,12,13,14,15,16 . Животные модели нервно-мышечных заболеваний играют ключевую роль в определении основных механизмов заболеваний человека и разработке терапевтических вмешательств. Способность применять критерии оценки результатов и биомаркеры, такие как SFEMG, к различным видам может упорядочить и ускорить переход от многообещающих доклинических открытий к клиническим исследованиям на людях27. Например, многоцентровое исследование в Японии было сосредоточено на установлении референсных значений SFEMG с использованием концентрических игл у здоровых людей. Исследование показало, что рекомендуемые пороговые значения для отдельных МКД составляли 58,8 μс для стимулированного SFEMG в мышце-разгибателе пальца (EDC)28. Следует отметить, что икроножная мышца обычно не подвергается SFEMG, а EDC является ближайшей мышцей, изучаемой в этом контексте. Следовательно, значения джиттера, полученные нами от крыс, оказались ниже, чем те, о которых сообщалось в клинических исследованиях. Эти расхождения позволяют предположить, что распределение фактора безопасности варьируется в зависимости от мышцы и рассматриваемого вида.

В этом отчете мы представляем поэтапный подход к применению стимулированного SFEMG у грызунов, включая этапы подготовки животных, установки электродов, регистрации потенциала действия одного волокна и анализа. Кроме того, мы представляем репрезентативные данные в виде индуцированной модели отказа NMJ (введение рокурония), чтобы наглядно продемонстрировать концепции повышенного джиттера и блокировки, а также концепцию «все или ничего» о потенциале действия одного волокна при записи SFEMG. Ранее, в экспериментальном исследовании, крыса без блокатора показала незначительное изменение MCD (около 10 μс) без блокировки в течение первых 3000 с. Напротив, у крыс, которым вводили 0,08 мг/кг векурония, наблюдалось повышенное дрожание после 200 с, что приводило к блокировке около 500 с, при этом исходный MCD составлял около 50 мкс, что согласуется с нашими результатами17. Установление правильной дозировки рокурония у крыс имело важное значение для достижения целевого уровня нервно-мышечной блокады при одновременном снижении потенциальных осложнений. В то время как в различных исследованиях использовали дозы от 0,1 мг/кг до 5 мг/кг для индуцирования мышечного паралича 17,29,30, мы выбрали дозировку 0,05 мг/кг. Этот выбор согласуется с признанием того, что нарушение NMJ начинается до начала мышечного паралича.

Получение данных о потенциальных откликах на действия одного волокна с помощью SFEMG включает в себя несколько важных этапов. Примечательно, что получение выборочных записей требует практики для одновременного выполнения нескольких задач, включая адекватную стимуляцию нервов при одновременном приобретении адекватных ответов. Во время записи записывающий электрод SFEMG аккуратно вставляется и регулируется небольшими, устойчивыми движениями, чтобы свести к минимуму мышечную травму и повысить производительность. После того, как потенциал действия определен, необходимо внести небольшие корректировки в положение электродов для оптимизации амплитуды и «резкости» потенциала действия одного волокна (короткое время нарастания). После определения потенциала и оптимизации амплитуды и времени нарастания перемещения электродов должны быть сведены к минимуму, чтобы обеспечить стабильность реакции «все или ничего». Устойчивое позиционирование электродов имеет решающее значение, поскольку даже незначительные сдвиги в положении регистрирующей иглы могут привести к колебаниям характеристик потенциала действия, включая форму, амплитуду и латентность. Важно убедиться, что потенциалы действия стабильны и соответствуют внешнему виду «все или ничего». Вариабельность реакций может быть связана с движением электродов или наложением нескольких потенциалов действия одного волокна из разных NMJ. Вместе эти факторы играют ключевую роль в достижении воспроизводимости и стабильного измерения потенциала действия 2,26. Кроме того, исключение SFAP с джиттером менее 4 μс из анализа является разумным подходом для обеспечения надежности результатов. Этот строгий критерий помогает избежать включения потенциалов, которые потенциально могут быть артефактами, индуцированными прямой стимуляцией мышц, тем самым повышая точность оценки11. Другим важным фактором в исследованиях стимуляции джиттера является подсознательная стимуляция, особенно при патологических состояниях, где многие всплески, по-видимому, увеличивают джиттер. Важно полагаться на оператора в обеспечении того, чтобы интенсивность стимула превышала пороговое значение для всех таких всплесков, поскольку это определение не может быть сделано ретроспективно.

В технике вынужденного SFEMG, описанной в данной рукописи, используется специализированный электрод SFEMG, а не стандартный игольчатый электрод концентрической электромиографии. Наш электрод SFEMG имеет записывающую поверхность 0,0005мм2, в отличие от примерно 0,019мм2 записывающей поверхности стандартного педиатрического концентрического электрода для электромиографии. Это различие имеет решающее значение, так как более крупные концентрические игольчатые электроды с меньшей селективностью из-за их больших записывающих поверхностей могут быть пригодны для произвольного SFEMG для захвата кажущихся пар потенциалов действия одного волокна. Однако при стимуляции SFEMG, где часто стимулируются несколько аксонов или двигательных единиц одновременно, использование более крупных концентрических игольчатых электродов становится более сложной задачей7.

Следует учитывать несколько ограничений. Также важно отметить, что SFEMG не может установить механизм, лежащий в основе дефекта нервно-мышечной передачи, что может быть достигнуто при внутриклеточных записях, выполненных ex vivo27. Еще одним важным соображением в отношении SFEMG является его ограничение в выборочной записи от определенных типов мышечных волокон. Следовательно, записи SFEMG, вероятно, представляют собой переменную смесь различных типов мышечных волокон5.

Раскрытие информации

У. Дэвид Арнольд получал финансирование на исследования от NMD Pharma и Avidity Biosciences и консультирует NMD Pharma, Avidity Biosciences, Dyne Therapeutics, Novartis, Design Therapeutics и Catalyst Pharmaceuticals.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить доктора Мартина Брандхёя Скова из NMD Pharma за его ценные советы по дозированию рокурония и Араша Карими из факультета биомедицинской инженерии Университета Стоуни-Брук за помощь в расчетах. Это исследование было частично поддержано финансированием со стороны NIH для WDA (R01AG067758 и R01AG078129).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
  Многоразовый одноволоконный игольчатый электрод 27 гTechnomed202860-000одноволоконный записывающий электрод
2 мл Стеклянный шприцKent Scientific CorporationSOMNO-2ML
Съемный кабельTechnomed202845-0000для подключения записывающего электрода к электродиагностическому аппарату
Одноразовый дисковый электрод 2" x 2" с выводамиCadwell302290-000Заземляющий электрод
одноразовые монополярные иглы 28 GTechnomed202270-000катодные и анодные стимулирующие электроды
игольчатый кабель ЭМГ (Amp/stim switch box)Cadwell190266-200для подключения монополярных электродов к электродиагностическому стимулятору
Helping Hands зажим из кожи аллигатора с железным основаниемRadio Shack64-079Сохранение места расположения записывающих электродов 
Изофлуран (флакон 250 мл)Piramal HealthcareNA
моноджект шприц для орошения с изогнутым наконечникомCovidien81412012используется для нанесения электродного геля
Система физиологического мониторинга PhysioSuite с RightTemp Гомеотермический согревающийKent Scientific CorporationPS-RTВключает инфракрасную нагревательную подушку, ректальный зонд и прокладочный датчик температуры
Pro триммер Pet Набор для грумингаOster078577-010-003машинки для стрижки волос
Крыса Эндотрахеальные трубки (16 г)Kent Scientific Corporation
Рокорония бромидSigmaPHR2397-500MGнервно-мышечный блокатор
Sierra Summit EMG системаCadwell Industries, Inc., Кенневик, ВашингтонСеверная Америкапортативная электродиагностическая система
SomnoSuite Low-Flow Цифровая система анестезииKent Scientific CorporationSOMNOВключает в себя адаптер для защиты от разлива, защиты от паров на крышке бутылки; Y-образная переходная трубка; угольный фильтр для удаления
Ветеринарная офтальмологическая мазь на нефтяной основе Пуралуч26870применяется во время анестезии во избежание травмирования роговицы
угля

Ссылки

  1. Stalberg, E. Propagation velocity in human muscle fibers in situ. Acta Physiol Scand Suppl. 287, 1-112 (1966).
  2. Stålberg, E., Trontelj, J. V. The study of normal and abnormal neuromuscular transmission with single fibre electromyography. J Neurosci Methods. 74 (2), 145-154 (1997).
  3. Sanders, D. B., et al. Guidelines for single fiber EMG. Clin Neurophysiol. 130 (8), 1417-1439 (2019).
  4. Chugh, D., et al. Neuromuscular junction transmission failure is a late phenotype in aging mice. Neurobiol Aging. 86, 182-190 (2020).
  5. Padilla, C. J., et al. Profiling age-related muscle weakness and wasting: Neuromuscular junction transmission as a driver of age-related physical decline. GeroScience. 43 (3), 1265-1281 (2021).
  6. Selvan, V. A. Single-fiber EMG: A review. Ann Indian Acad Neurol. 14 (1), 64-67 (2011).
  7. Sanders, D. B., Kouyoumdjian, J. A., Stålberg, E. V. Single fiber electromyography and measuring jitter with concentric needle electrodes. Muscle Nerve. 66 (2), 118-130 (2022).
  8. Juel, V. C. Single fiber electromyography. Handb Clin Neurol. 160, 303-310 (2019).
  9. Chung, T., et al. Evidence for dying-back axonal degeneration in age-associated skeletal muscle decline. Muscle Nerve. 55 (6), 894-901 (2017).
  10. Iyer, C. C., et al. Follistatin-induced muscle hypertrophy in aged mice improves neuromuscular junction innervation and function. Neurobiol Aging. 104, 32-41 (2021).
  11. Meekins, G. D., Carter, G. T., Emery, M. J., Weiss, M. D. Axonal degeneration in the trembler-j mouse demonstrated by stimulated single-fiber electromyography. Muscle Nerve. 36 (1), 81-86 (2007).
  12. Gooch, C. L., Mosier, D. R. Stimulated single fiber electromyography in the mouse: Techniques and normative data. Muscle Nerve. 24 (7), 941-945 (2001).
  13. Chung, T., Tian, Y., Walston, J., Hoke, A. Increased single-fiber jitter level is associated with reduction in motor function with aging. Am J Phys Med Rehabil. 97 (8), 551-556 (2018).
  14. Sokolow, S., et al. Impaired neuromuscular transmission and skeletal muscle fiber necrosis in mice lacking na/ca exchanger 3. J Clin Investig. 113 (2), 265-273 (2004).
  15. Añor, S., et al. Evaluation of jitter by stimulated single-fiber electromyography in normal dogs. J Vet Intern Med. 17 (4), 545-550 (2003).
  16. Mizrachi, T., et al. NMO-IgG and AQP4 peptide can induce aggravation of eamg and immune-mediated muscle weakness. J Immunol Res. 2018, 5389282(2018).
  17. Lin, T. S., Cheng, T. J. Stimulated single-fiber electromyography in the rat. Muscle Nerve. 21 (4), 482-489 (1998).
  18. Finley, D. B., Wang, X., Graff, J. E., Herr, D. W. Single fiber electromyographic jitter and detection of acute changes in neuromuscular function in young and adult rats. J Pharmacol Toxicol Methods. 59 (2), 108-119 (2009).
  19. Khan, Z. H., Hajipour, A., Zebardast, J., Alomairi, S. R. Muscle relaxants in anesthesia practice: A narrative review. Arch Anesthesiol Crit Care. 4 (4), 547-552 (2018).
  20. Padua, L., Caliandro, P., Stålberg, E. A novel approach to the measurement of motor conduction velocity using a single fibre emg electrode. Clin Neurophysiol. 118 (9), 1985-1990 (2007).
  21. Khoo, A., Hay Mar, H., Borghi, M. V., Catania, S. Electrophysiologic evaluation of myasthenia gravis and its mimics: Real-world experience with single-fiber electromyography. Hosp Pract. 50 (5), 373-378 (2022).
  22. Nannan, G., et al. A role of lamin a/c in preventing neuromuscular junction decline in mice. J Neurosci. 40 (38), 7203(2020).
  23. Alley, D. E., et al. Grip strength cutpoints for the identification of clinically relevant weakness. J Gerontol A Biol Sci Med Sci. 69 (5), 559-566 (2014).
  24. Juel, V. C. Clinical Neurophysiology of Neuromuscular Junction Disease. Handbook of Clinical Neurology. 161, Elsevier. 291-303 (2019).
  25. Rich, M. M. The control of neuromuscular transmission in health and disease. Neuroscientist. 12 (2), 134-142 (2006).
  26. Juel, V. C. Evaluation of neuromuscular junction disorders in the electromyography laboratory. Neurol Clin. 30 (2), 621-639 (2012).
  27. Arnold, W. D., Clark, B. C. Neuromuscular junction transmission failure in aging and sarcopenia: The nexus of the neurological and muscular systems. Ageing Res Rev. 89, 101966(2023).
  28. Kokubun, N. Reference values for concentric needle single fiber EMG. Rinsho Shinkeigaku. 52 (11), 1246-1248 (2012).
  29. Testelmans, D., et al. Rocuronium exacerbates mechanical ventilation-induced diaphragm dysfunction in rats. Crit Care Med. 34 (12), 3018-3023 (2006).
  30. Suzuki, K., et al. Intravenous infusion of rocuronium bromide prolongs emergence from propofol anesthesia in rats. PLoS One. 16 (2), e0246858(2021).
  31. Stålberg, E., et al. Reference values for jitter recorded by concentric needle electrodes in healthy controls: A multicenter study. Muscle Nerve. 53 (3), 351-362 (2016).

Перепечатки и разрешения

Теги

Вынужденная электромиография с одним волокном (SFEMG) для оценки передачи нервно-мышечных соединений на моделях грызунов
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.