Методическая статья

Создание модели мыши, полученной от пациента, ксенотрансплантата с тканями остеосаркомы человека

2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66491

⸱

22 марта 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Key Laboratory of theory and therapy of muscles and bones, Ministry of Education

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

В настоящем протоколе описан метод создания мышиной модели ксенотрансплантата (PDX), полученной от пациента, с использованием ткани остеосаркомы человека.

Аннотация

Остеосаркома является наиболее распространенной первичной злокачественной опухолью костей у детей и подростков. Несмотря на разработку новых планов лечения в последние годы, прогноз для пациентов с остеосаркомой существенно не улучшился. Поэтому крайне важно создать надежную доклиническую модель с высокой точностью. Модель ксенотрансплантата (PDX), полученная от пациента, точно сохраняет генетические, эпигенетические и гетерогенные характеристики злокачественных новообразований человека для каждого пациента. Следовательно, PDX-модели считаются аутентичными моделями in vivo для изучения различных видов рака в трансформационных исследованиях. В данной статье представлен комплексный протокол создания и поддержания мышиной модели PDX, которая точно отражает морфологические особенности остеосаркомы человека. Это включает в себя немедленную трансплантацию свежерезецированной ткани остеосаркомы человека мышам с ослабленным иммунитетом с последующим последующим пассажированием. Описанная модель служит платформой для изучения роста, лекарственной устойчивости, рецидива и метастазирования остеосаркомы. Кроме того, он помогает в скрининге целевых терапевтических средств и создании персонализированных схем лечения.

Введение

Остеосаркома является первичным злокачественным новообразованием костей, происходящим из межкостных долевых клеток, и чаще всего встречается у подростков, а также у детей. Часто возникает в эпифизе длинного диафиза и характеризуется высокой злокачественностью, ранним метастазированием, плохим прогнозом 1,2. Метастазирование в легкие является основной причиной смерти у пациентов с остеосаркомой. 5-летняя выживаемость пациентов с неметастатической остеосаркомой составляет 65%-70%3. Однако за последние 40 лет 5-летняя выживаемость (только у 20%) пациентов с метастатической остеосаркомой существенно не улучшилась, а у 25% пациентов с остеосаркомой метастазы на момент постановки диагноза4. В настоящее время достигнут консенсус в отношении препаратов первой линии для лечения остеосаркомы, но все еще существуют значительные различия в схеме химиотерапии и времени лечения. Важно проводить доклинические эксперименты на основе соответствующих животных моделей для получения более эффективных схем химиотерапии.

В настоящее время модели, обычно используемые для доклинических экспериментов по остеосаркоме, включают клеточную культуру на основе клеточной линии in vitro и ксенотрансплантаты in vivo (CDX), а также ксенотрансплантаты, полученные от пациента (PDX)6,7.

Клеточные линии удобны для культивирования и использования в исследованиях in vitro, а также для трансплантации иммунодефицитным мышам для создания моделей CDX8. Тем не менее, клеточные линии, культивируемые in vitro, могут неточно отражать гетерогенность злокачественных новообразований и индивидуальные особенности пациентов из-за потенциальных мутаций, которые возникают для адаптации к среде культивирования in vitro во время повторных пассажей. Кроме того, у них отсутствует микроокружение и иммунная система, необходимые для роста и развития опухоли in vivo. Несмотря на то, что модели CDX имеют некоторые преимущества по сравнению с культурами клеток in vitro, они все же могут не полностью отражать индивидуальные особенности пациентов с остеосаркомой, хотя опухолевые ткани, полученные с помощью моделей CDX, имеют ограниченную внутриопухолевую гетерогенность и представительство иммунной системы по сравнению с клеточными линиями, культивируемыми in vitro 9. Поэтому создание доклинической модели с высокой точностью имеет решающее значение.

Модели PDX предполагают немедленную трансплантацию свежерезецированных раковых тканей человека мышам с иммунодефицитом. Этот метод позволяет достоверно сохранить генетические, эпигенетические и гетерогенные характеристики злокачественных новообразований человека у каждого пациента, даже после последовательных пассажей у мышей. Кроме того, известно, что модели PDX позволяют точно предсказывать последующие клиническиеисходы10, что делает их ценными инструментами для создания индивидуализированных методов лечения и продвижения исследований в области точной медицины11.

В данной работе описана процедура создания модели PDX у иммунодефицитных мышей путем трансплантации ткани остеосаркомы человека. Такие модели служат платформами для проведения доклинических экспериментов по остеосаркоме.

Протокол

Все исследования, связанные с человеческими тканями, были одобрены Комитетом по обзору институциональной этики больницы Лунхуа, аффилированной с Шанхайским университетом традиционной китайской медицины (Шанхай, Китай) (2013LC52), и было получено письменное информированное согласие пациентов в соответствии с Хельсинкской декларацией. Номер IACUC для этого исследования на животных — PZSHUTCM221017013. Четырехнедельные самцы мышей CAnN.Cg-Foxn1nu/Crl получали облученную диету для грызунов с двойным львом GB 14924.3 и стерильную воду, а также помещали в клетку для мышей IVC по пять мышей в клетке в условиях SPF с 12-часовым циклом свет/темнота. Таблица материалов содержит подробную информацию обо всех материалах, реактивах и инструментах, используемых в данном протоколе.

1. Подготовка тканей при остеосаркоме человека

Примечание: В этом исследовании ткань остеосаркомы человека была резецирована12 из поражения бедренной кости 15-летнего пациента с остеосаркомой перед химиотерапией.

  1. Немедленно храните только что резецированную ткань остеосаркомы в тканезащитном растворе для максимального сохранения активации клеток остеосаркомы после полоскания стерильным физиологическим раствором.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Свежерезецированные ткани остеосаркомы должны быть пересажены мышам как можно скорее. Они могут храниться в тканевом защитном растворе не более 24 часов до трансплантации. Ткани остеосаркомы, используемые для моделирования, должны быть получены от пациентов, которые не получали химиотерапию. Активность опухолевых клеток у пациентов, получавших химиотерапию, будет слабой, что приведет к сбою создания модели и потере высокой точности.
  2. Как можно скорее перенесите свежерезецированные ткани остеосаркомы, хранящиеся в тканевом защитном растворе, в лабораторию.
  3. Подготовка экспериментальных приборов и материалов для создания модели PDX: скальпелей (рис. 1А); офтальмологический пинцет (рис. 1B,C); офтальмологические ножницы (Рисунок 1D); игла для наложения швов (рисунок 1E); линия наложения швов (рисунок 1F); прямой иглодержатель (рисунок 1G); маркерное перо (рисунок 1H).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед использованием убедитесь, что все хирургические инструменты стерилизованы автоклавированием.
  4. Дважды промойте ткани остеосаркомы предварительно охлажденным стерильным физиологическим раствором в стерильном капюшоне.
  5. Удаляют участки тканей остеосаркомы с кровотечением и некрозом.
  6. Очищенную ткань остеосаркомы разрежьте скальпелем на 3 мм по3 части в чашке для культуры, содержащей предварительно охлажденный стерильный физиологический раствор, и держите ее на льду.

2. Создание PDX-моделей методом трансплантации ткани остеосаркомы в области фланга мыши

  1. Провести предоперационную анальгезию мелоксикамом (5 мг/кг/24 ч) путем подкожной инъекции мышам и поместить обнаженных мышей на стерильные хирургические простыни. Обеспечьте тепловую поддержку на протяжении всей процедуры.
  2. Вызывайте анестезию у мышей, подвергая их воздействию 3% изофлурана и 97% кислорода. После того, как мыши будут полностью обезболены, перенесите их в носовой конус и поддерживайте анестезию 1,5% изофлураном и 98,5% кислородом.
  3. Сожмите пальцы ног, чтобы убедиться, что мыши полностью обезболились, и подождите дольше, если спазмы или судорожные реакции все еще присутствуют.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все процедуры должны проводиться с использованием стерильного оборудования в стерильном капюшоне. Избегайте сухости мышей во время анестезии, нанося на их глаза офтальмологическую мазь.
  4. Закрепите мышь в боковом положении пролежня (рисунок 2A). Продезинфицируйте одну сторону области бока мыши для трансплантации ткани при остеосаркоме 3 раза, чередуя циклы ватных шариков с повидон-йодом и дезинфицирующим средством 70% этанола.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургическая дезинфекция проводится по кругу, начиная от центра и по спирали наружу.
  5. Отметьте место хирургического разреза на коже маркером.
  6. Сделайте скальпелем разрез 5 мм от кожи до подкожных тканей (рисунок 2Б).
  7. Поднимите верхнюю сторону кожи края разреза офтальмологическим пинцетом с помощью левой руки, а правой рукой выполните тупое рассечение вверх под дермой мышей прямым иглодержателем (рисунок 2В).
  8. Удерживайте верхнюю сторону кожи разреза офтальмологическим пинцетом левой рукой и поместите ткань остеосаркомы под кожу примерно на 5 мм выше края разреза с помощью офтальмологического пинцета, используя правую руку, чтобы пересадить ткань остеосаркомы (рис. 2C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что ткань остеосаркомы пересажена чуть ниже дермы кожи. Тупое рассечение выполняется с помощью прямых и тупых щипцов для рассечения, таких как прямой иглодержатель, чтобы избежать проникновения в грудную полость мыши при нахождении дермального слоя кожи мыши.
  9. Зашить разрез рассасывающимся швом 2-3 швами для разреза 5 мм (Рисунок 2D).
  10. Верните мышей в чистые клетки и наблюдайте за ними до тех пор, пока они полностью не оправятся от наркоза.
    PDX, установленный путем трансплантации ткани остеосаркомы человека, обозначается как пассаж 0 (P0), PDX, установленный путем трансплантации ткани PDX в P0, обозначается как пассаж 1 (P1), за которым следуют P2 и P3.

3. Забор опухолевых тканей PDX

  1. Измеряйте объем опухоли раз в неделю. Когда размер опухоли достигнет 1500мм3, усыпить мышей методом шейного вывиха после ингаляцииСО2 . Гуманные конечные точки включают изъязвление опухоли или проблемы с подвижностью передних конечностей.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Измерьте длинный диаметр (a) и короткий диаметр (b) опухоли с помощью штангенциркуля. Рассчитайте объем опухоли (V) по формуле: V = 1/2 × a × b2.
  2. Расположите мышь сбоку, чтобы обнажить опухоль, и продезинфицируйте кожу в месте опухоли ватным тампоном, смоченным в спирте.
  3. Используйте офтальмологические ножницы, чтобы отделить всю опухоль. Взвесьте опухолевую массу с помощью электронных весов.

4. Патологоанатомическое исследование первичных клинических и PDX опухолевых тканей

  1. Зафиксируйте опухолевую ткань 13 в пробирке объемом50 мл, содержащей 30 мл 10% нейтрального буферизованного раствора формалина в течение 24 ч. Тщательно промойте ткани опухоли проточной водой, чтобы удалить фиксатор.
  2. Обезвоживайте и встраивайте опухолевые ткани в парафин14.
  3. Срез тканей опухоли и проведение планового гистологического исследования15.

Результаты

В этом протоколе подробно описана процедура создания мышиной модели PDX с сохранением морфологических особенностей остеосаркомы человека после немедленной трансплантации свежерезецированной ткани остеосаркомы человека и последующих пассажей у мышей. Здесь была успешно создана мышиная модель PDX с использованием ткани остеосаркомы человека.

На рисунке 3А показана репрезентативная мышь PDX в точке P0 через два месяца после трансплантации ткани бедренной остеосаркомы от 15-летнего пациента. На рисунке 3B изображена репрезентативная мышь PDX в P1 через месяц после трансплантации ткани PDX в P0. На рисунке 3C показана репрезентативная мышь PDX в P2 через месяц после трансплантации PDX ткани в P1. На рисунке 3D показана репрезентативная мышь PDX в P3 через месяц после трансплантации ткани PDX в P2.

Мышей приносили в жертву методом шейного вывиха после ингаляции CO2 , когда размер опухоли достигал 1500мм3 для сбора тканей опухоли PDX. Опухолевые ткани клинических пациентов и мышей затем были погружены в парафин и подвергнуты H&E окрашиванию. Репрезентативное изображение окрашивания опухолевой ткани пациента с помощью H&E показано на рисунке 4A. Репрезентативные изображения окрашивания H&E тканей опухолей PDX мышей в точках P0, P1 и P2 показаны на рисунках 4B, C, D. Признаки остеосаркомы, характеризующиеся мелкими клетками с круглыми гиперхроматическими ядрами в опухолевых тканях родительского клинического пациента, сохранялись в установленных PDX на P0, P1 и P2.

figure-results-1
Рисунок 1: Хирургические инструменты. (А) Скальпель. (В,В) Офтальмологический пинцет. (D) Офтальмологические ножницы. (E) Игла для наложения швов. (F) Линия наложения швов. (G) Прямой иглодержатель. (H) Маркировочное перо. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Создание модели PDX. (A) Место трансплантации ткани остеосаркомы в области бока мыши помечено маркером. (B) Был сделан разрез длиной 5 мм от кожи до подкожной клетчатки. (В) Тупое расслоение и трансплантация тканей при остеосаркоме. (D) Зашитый разрез. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Рост PDX, первоначально трансплантированного с тканью остеосаркомы бедренной кости от 15-летнего пациента. (A) PDX установлен путем трансплантации ткани остеосаркомы человека (P0). (B) PDX устанавливается путем трансплантации ткани PDX в точке P0 (P1). (C) PDX устанавливается путем трансплантации ткани PDX в P1 (P2). (D) PDX устанавливается путем трансплантации ткани PDX в P2 (P3). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-4
Рисунок 4: Окрашивание гематоксилин-эозином (H&E) срезов тканей из первичных клинических тканей и тканей PDX. При окрашивании H&E были выявлены гистологические особенности (А) остеосаркомы бедренной кости у 15-летнего пациента, (В) PDX у P0, (C) PDX у P1, (D) PDX у P2. Масштабные линейки: (A-D) 100 мкм; (E-H) 20 μм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Обсуждение

Модели PDX могут имитировать характеристики рака человека и сохранять большее сходство с первичной опухолью, включая генетические и геномные изменения, гистологию, гетерогенность и профиль экспрессии генов 16,17,18,19. Таким образом, они сохраняют молекулярные фенотипы и генотипы онкологических больных, обеспечивая инновационные подходы к изучению биологии и оценке потенциальных терапевтических средств. Эти подходы включают доклинический скрининг новых противоопухолевых препаратов с очень похожими ответами на реальные клинические ответы, выявление биомаркеров лекарственной устойчивости, скрининг чувствительных препаратов при выборе персонализированной схемы клинического лечения и прогнозирование исходов для пациентов. Кроме того, процесс создания моделей PDX относительно прост и не требует специального оборудования.

В этом исследовании была успешно создана мышиная модель PDX с использованием тканей остеосаркомы человека. Выявлен ряд ключевых аспектов успешного создания PDX-модели с тканями остеосаркомы человека. Во-первых, трансплантируемость тканей остеосаркомы человека у мышей вполне возможна, что позволяет изучать биологию остеосаркомы человека в мышиной системе. Высокая скорость образования опухолей может быть связана с использованием иммунодефицитных мышей, у которых отсутствует функциональная иммунная система, что позволяет трансплантированным клеткам остеосаркомы пролиферировать без отторжения. Более того, это исследование продемонстрировало, что модель PDX поддерживает гистологию исходных тканей остеосаркомы человека. Морфология опухоли и гистопатологические особенности были сходными между первичной опухолью пациента и опухолями PDX. Это указывает на то, что модель PDX точно повторяет остеосаркому, что делает ее ценным инструментом для изучения прогрессирования остеосаркомы, метастазирования и ответа на лечение.

Тем не менее, при моделировании PDX необходимо учесть несколько ключевых моментов. Во-первых, ткани остеосаркомы человека, используемые для трансплантации, должны быть свежерезецированы и должны быть сохранены в тканевом защитном растворе как можно скорее. Предпочтительно завершить трансплантацию в течение 12 ч после резекции, хотя активность опухолевых клеток в тканях остеосаркомы человека, хранящихся в тканевом защитном растворе, может сохраняться не более 24 ч16. Во-вторых, для максимального сохранения молекулярных фенотипов и генотипов пациентов предпочтительно использовать опухолевые ткани пациентов, не получавших химиотерапию, хотя ткани остеосаркомы человека от пациентов, получивших химиотерапию один-два раза, могут быть успешно пересажены мышам с иммунодефицитом. Кроме того, активность опухолевых клеток будет низкой, если пациент получит несколько химиотерапий, что приведет к неудачному моделированию трансплантации; Тем не менее, ткани остеосаркомы от пациентов с рецидивом могут иметь более высокую скорость успешного образования опухоли после трансплантации иммунодефицитным мышам, чем ткани остеосаркомы от пациентов с первоначальным диагнозом. В-третьих, трансплантация тканей остеосаркомы чуть ниже дермы кожи улучшит скорость образования опухолей у иммунодефицитных мышей21.

Важно признать ограничения этого исследования. Во-первых, цикл становления модели PDX длительн и занимает 4-12 недель от трансплантации до образования опухоли22. Во-вторых, информация, связанная с инициацией и этиологией опухоли, может отсутствовать, потому что полностью развитые ткани остеосаркомы раковых клеток трансплантируются, а редкие субклоны или геномные изменения могут быть потеряны в процессе трансплантации. Полногеномное секвенирование опухолей PDX и сравнение с образцами пациентов было бы ценным для оценки генетической точности модели23. В-третьих, клетки-хозяева мыши могут проникать в опухоли, потенциально влияя на активность опухолевых клеток9. В-четвертых, модель PDX имеет частоту отказов около 50%24,25. Наконец, в некоторых случаях метастазирование рака не может быть изучено из-за отсутствия метастазирования опухолевых клеток после трансплантации иммунодефицитным мышам26.

В заключение, это исследование подтверждает успешное создание мышиной модели PDX с использованием тканей остеосаркомы человека. Эта модель точно повторяет гистопатологические особенности исходной опухоли, предоставляя ценный инструмент для изучения биологии остеосаркомы и тестирования потенциальных методов лечения. Дальнейшие исследования с использованием этой модели PDX улучшат наше понимание остеосаркомы и приведут к разработке более эффективных стратегий для этих пациентов.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Эта работа поддерживается грантами от (1) Национального фонда естественных наук (81973877 и 82174408); (2) Проект строительства Шанхайского высокоприоритетного исследовательского центра (2022ZZ01009); (3) Национальная программа ключевых исследований и разработок Китая (2020YFE0201600); (4) Шанхайский центр совместных инноваций по промышленной трансформации подготовки к ТКМ в больницах и (5) исследовательские проекты в рамках бюджета Шанхайского университета традиционной китайской медицины (2021LK047).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
10% нейтральный раствор формалинаWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdG1101-500mlФиксация тканей
АвтоклавЯпония Hiryama CompanyHVE-50Стерилизация хирургических инструментов
CAnN.Cg-Foxn1nu/CrlShanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd./
Штангенциркульдля животных Yantai Green Forest Tools Co., Ltd.034180AИзмерьте объем опухоли
Чашка (60 мм)Shanghai NianYue Biotechnology Co., Ltd430166, CorningОбразец размещения во время трансплантации
Дезинфицирующее ватное средствоShanghai Honglong Industrial Co., Ltd.20230627Дезинфекция кожи мышей
Одноразовые стерильные перчаткиGuilin Hengbao Health Protection Co., Ltd.YT21131Стерильная операция
Двойной лев Облученная диета для грызуновСучжоу Шуанши Экспериментальная технология кормов для животных Co., Ltd.GB 14924.3Корм для животных
Электронные весыShanghai NianYue Biotechnology Co., Ltd1-2000Взвешивать вес опухоли
EosinShanghai Gengyun Biotechnology Co., LtdE4009-25GГематоксилин эозин краситель
ГематоксилинШанхай Gengyun Biotechnology Co., LtdH3136-25Gгематоксилин эозин краситель
ИзофлуранШэньчжэнь RWD Life Technology Co., LtdVETEASYМышиная анестезия 
Клетка для мышей IVCСучжоу Обезьяний Король Животных Экспериментальное оборудование Технология Ко., Лтд.HH-MMB-2Барьер для животных
Mark penZebra Trading (Shenzhen) Co., Ltd.YYST5Отметьте хирургический разрез
Olympus Оптический микроскоп Olympus Японскаякомпания OlympusBH20Сканируйте срезы ткани
Офтальмологическая мазьShanghai Gengyun Biotechnology Co., LtdSOICOEYEGRLИзбегайте сухости глаз мышей во время анестезии
Офтальмологические ножницыShanghai NianYue Biotechnology Co., LtdY00030 JZРазрежьте кожу
Офтальмологический пинцетShanghai NianYue Biotechnology Co., LtdBS-ZER-S-100 BiosharpHold остеосаркома тканей во время
трансплантацииПарафин Jiangsu Shitai Experimental Equipment Co., Ltd.80200-0015при остеосаркоме
Lyca Microsystem (Shanghai) Trading Co., Ltd.RM2235Секция тканей при остеосаркоме
физиологический растворГуанчжоу Jinsheng Biotechnology Co., Ltd.605-004057Промывка и временное хранение тканей остеосаркомы
СкальпелиЗавод хирургических инструментов Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd.J11010-10# JZОтделение тканей остеосаркомы и выполнение хирургических разрезов
Стерильный капюшонThermo Fisher Technology (China) Co., Ltd.ECO0.9Хирургический операционный стол
стерильные хирургические простыниHenan Huayu Medical Equipment Co., Ltd.20160090Обеспечить стерильную хирургическую зону
Прямой иглодержательShanghai Gengyun Biotechnology Co., LtdJ31050 JZШов для раны
Линия швовShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LtdF3124Шов для раны
Игла для швовShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LtdF3124Шов для раны
Защитный раствор для тканейNanjing Shenghang Biotechnology Co., LtdBC-CFM-03Поддержание активности клеток тканей
Tube (50 мл)Shanghai Baisai, Biotechnology Co., Ltd.BLD-BL2002500Установка раствора для фиксации формалина
Машина для нарезки парафина

Ссылки

  1. Saraf, A. J., Fenger, J. M., Roberts, R. D. Osteosarcoma: accelerating progress makes for a hopeful future. Front Oncol. 8, 4(2018).
  2. Ligon, J. A., et al. Pathways of immune exclusion in metastatic osteosarcoma are associated with inferior patient outcomes. J Immunother Cancer. 9 (5), e001772(2021).
  3. Miwa, S., et al. Current and emerging targets in immunotherapy for osteosarcoma. J Oncol. 2019, 7035045(2019).
  4. Eaton, B. R., et al. Osteosarcoma. Pediatr Blood Cancer. 68 (2), e28352(2021).
  5. Ritter, J. Osteosarcoma. Ann Oncol. 21, 320-325 (2010).
  6. Lowery, C. D., et al. Broad spectrum activity of the checkpoint kinase 1 inhibitor prexasertib as a single agent or chemo potentiator across a range of preclinical pediatric tumor models. Clin Cancer Res. 25 (7), 2278-2289 (2019).
  7. Hingorani, P., et al. Trastuzumab deruxtecan, antibody-drug conjugate targeting Her2, is effective in pediatric malignancies: a report by the pediatric preclinical testing consortium. Mol Cancer Ther. 21 (8), 1318-1325 (2022).
  8. Brennecke, P., et al. CXCR4 antibody treatment suppresses metastatic spread to the lung of intratibial human osteosarcoma xenografts in mice. Clin Exp Metastasis. 31 (3), 339-349 (2014).
  9. Pan, B., Wei, X., Xu, X. Patient-derived xenograft models in hepatopancreatobiliary cancer. Cancer Cell Int. 22 (1), 41(2022).
  10. Tentler, J. J., et al. Patient-derived tumor xenografts as models for oncology drug development. Nat Rev Clin Oncol. 9 (6), 338-350 (2012).
  11. Yoshida, G. J. Applications of patient-derived tumor xenograft models and tumor organoids. J Hematol Oncol. 13 (1), 4(2020).
  12. Stitzlein, R. N., Wojcik, J., Sebro, R. A., Balamuth, N. J., Weber, K. L. Team approach: Osteosarcoma of the distal part of the femur in adolescents. JBJS Rev. 5 (12), 5(2017).
  13. Kai, K., et al. Formalin fixation on Her-2 and PD-l1 expression in gastric cancer: A pilot analysis using the same surgical specimens with different fixation times. World J Clin Cases. 7 (4), 419-430 (2019).
  14. Yang, T. S., et al. A practical protocol to prepare paraffin-embedded whole tick histology sections. Ticks Tick Borne Dis. 14 (4), 102162(2023).
  15. Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Mol Med Rep. 18 (1), 945-957 (2018).
  16. de Alava, E. Ewing sarcoma, an update on molecular pathology with therapeutic implications. Surg Pathol Clin. 10 (3), 575-585 (2017).
  17. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: An emerging platform for translational cancer research. Cancer Discov. 4 (9), 998-1013 (2014).
  18. Eoh, K. J., et al. Comparison of clinical features and outcomes in epithelial ovarian cancer according to tumorigenicity in patient-derived xenograft models. Cancer Res Treat. 50 (3), 956-963 (2018).
  19. Stewart, E. L., et al. Clinical utility of patient-derived xenografts to determine biomarkers of prognosis and map resistance pathways in EGFR-mutant lung adenocarcinoma. J Clin Oncol. 33 (22), 2472-2480 (2015).
  20. Kresse, S. H., Meza-Zepeda, L. A., Machado, I., Llombart-Bosch, A., Myklebost, O. Preclinical xenograft models of human sarcoma show nonrandom loss of aberrations. Cancer. 118 (2), 558-570 (2012).
  21. Dobrolecki, L. E., et al. Patient-derived xenograft (PDX) models in basic and translational breast cancer research. Cancer Metastasis Rev. 35 (4), 547-573 (2016).
  22. Abdolahi, S., et al. Patient-derived xenograft (PDX) models, applications and challenges in cancer research. J Transl Med. 20 (1), 206(2022).
  23. Deng, N., et al. Deep whole-genome sequencing identifies recurrent genomic alterations in commonly used breast cancer cell lines and patient-derived xenograft models. Breast Cancer Res. 24 (1), 63(2022).
  24. Chen, F., et al. Generation and characterization of patient-derived xenografts from patients with osteosarcoma. Tissue Cell. 79, 101911(2022).
  25. Fortuna-Costa, A., et al. An association between successful engraftment of osteosarcoma patient-derived xenografts and clinicopathological findings. Histol Histopathol. 35 (11), 1295-1307 (2020).
  26. Beck, J., et al. Canine and murine models of osteosarcoma. Vet Pathol. 59 (3), 399-414 (2022).

Перепечатки и разрешения

Теги

Создание модели мыши, полученной от пациента, ксенотрансплантата с тканями остеосаркомы человека
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.