Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Модель аневризмы брюшной аорты у мышей с помощью периадвентициальной инфильтрации хлорида кальция и эластазы

2.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/66674

⸱

2 августа 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, Department of General Surgery, West China Hospital, Sichuan University, 2Key Laboratory of Birth Defects and Related Diseases of Women and Children of MOE, State Key Laboratory of Biotherapy, West China Second University Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

В данной рукописи представлен протокол создания модели аневризмы брюшной аорты у мышей с использованием хлорида кальция и эластазы, сочетающий в себе преимущества предыдущих методов моделирования. Эта модель может быть использована для исследования патофизиологических механизмов, лежащих в основе аневризм брюшной аорты.

Аннотация

Аневризма брюшной аорты (АБА) является опасным для жизни заболеванием, связанным с высокими показателями смертности. Характеризуется постоянным расширением брюшной аорты с увеличением диаметра артерии не менее чем на 50%. Были введены различные животные модели АБА для имитации патофизиологических изменений и изучения основных механизмов АБА. Среди этих моделей у мышей обычно используются модели ААА, индуцированные хлоридом кальция (CaCl2) и эластаза. Однако эти методы имеют определенные ограничения. Традиционная внутрипросветная перфузия панкреатической эластазы (СИЗ) свиней связана с высокой технической сложностью и высокой частотой разрывов, в то время как периадвентициальное введение СИЗ дает противоречивые результаты. Кроме того, в модели ААА, индуцированной CaCl2, отсутствуют признаки АБА человека, такие как атеротромбоз и разрыв аневризмы. Таким образом, совместное применение CaCl2 и СИЗ было предложено в качестве подхода, позволяющего повысить шансы на успех и вызвать большее увеличение диаметра в животных моделях ААА. В данной рукописи представлен комплексный протокол для создания мышиной модели ААА путем периаортальной инфильтрации СИЗ и CaCl2 в инфраренальном сегменте брюшной аорты. Следуя этому протоколу, мы можем достичь скорости образования ААА около 90% при технической простоте и воспроизводимости. Дальнейшие ультразвуковые и гистологические эксперименты подтверждают, что данная модель эффективно воспроизводит морфологические и патологические изменения, наблюдаемые при АБА человека.

Введение

Аневризма брюшной аорты (АБА) определяется как увеличение диаметра более чем на 50% или максимальный диаметр аорты более 3 см в брюшной аорте. Это состояние представляет значительную угрозу для жизни, смертность от разрыва аневризмы составляет около 90% 1,2,3. В настоящее время открытая хирургическая пластика и эндоваскулярная коррекция аорты (ЭВРА) являются единственными доступными вмешательствами для пациентов с АБА 4,5,6. Тем не менее, нет достаточных доказательств в поддержку эффективности медикаментозного лечения в ингибировании образования аневризмы или замедлении темпов роста брюшной аорты у пациентов, не имеющих показаний к хирургическому вмешательству7. Тем не менее, неспецифические методы лечения, включая стойкое наблюдение за максимальным диаметром аневризмы, контроль артериального давления, антитромбоцитарную терапию и статины, используются для снижения риска внезапного разрыва аневризмы и потенциальных сердечно-сосудистых и неврологических событий, насколько это возможно. Несмотря на это, роль антитромбоцитарных препаратов и статинов в предотвращении разрыва аневризмы остается спорной и требует дальнейших исследований 5,7,8,9,10.

Стабильная животная модель АБА жизненно важна для исследования патогенеза АБА, и для созданиятакой модели были представлены многочисленные методы. В настоящее время хлорид кальция (CaCl2), эластаза, ангиотензин II (Ang II), ксенотрансплантаты и трансгенные модели используются при создании моделей ААА у грызунов 11,12,13. Среди них Ang II наиболее часто используется у мышей, в то время как CaCl2 и эластаза также широко используются у мышей и крыс 11,12,13,14. Модель АБА, индуцированная Ang II, является единственной моделью на животных, способной вызывать атеросклероз, который очень похож на патологию АБА человека, что является простым и воспроизводимым и устраняет необходимость в лапаротомии 11,12,13. Однако, в отличие от моделей, индуцированных CaCl2 или эластаза, место аневризмы, индуцированных Ang II, является неопределенным и часто наблюдается в нисходящей аорте или надпочечниковой абдоминальной аорте с повышенным риском разрыва 11,12,13,14. Частота возникновения аневризмы по модели ААА, индуцированной Ang II, у мышей с дефицитом генов может достигать 100%, в то время как аневризмы развились только у 39% мышей C57BL/6, а временные и экономические затраты на получение мышей с дефицитом генов высоки13,15.

Первоначально введенный Gertz et al., CaCl2 был использован для индуцирования образования аневризмы в сонной артерии, а затем модифицирован Chiou et al. для создания модели AAA у мышей16,17. Однако, несмотря на свою способность вызывать разрушение эластических волокон, воспаление сосудов и деградацию внеклеточного матрикса, CaCl2 не обладает несколькими свойствами АБА человека, включая атеротромбоз, внутрипросветный тромб (ILT) и разрыв аневризмы12,18. Кроме того, скорость образования и процент увеличения диаметра при применении периаортального CaCl2 остаются нестабильными13,19. Первоначальная модель внутрипросветной перфузии панкреатической эластазы (СЖЭ) свиней для индуцирования АБА была разработана Anidjar et al. в 1990 году, за ней последовал отчет Bhamidipati et al. о периадвентициальной инфильтрации PPE в мышиной модели20,21. В настоящее время большинство животных моделей АБА, индуцированных эластаза, используют протокол Бхамидипати из-за его осуществимости и минимально инвазивного характера. Тем не менее, важно отметить, что частота возникновения и максимальный диаметр АБА могут варьироваться и, как правило, ниже, чем при внутриаортальной перфузии СИЗ. Кроме того, аневризмы, вызванные периаортальным применением эластазы, имеют тенденцию к спонтанному заживлению 11,12,20,21,22,23.

Чтобы устранить эти ограничения, Tanaka et al. предложили комбинированный подход, включающий внутрипросветную перфузию СИЗ и инфильтрацию CaCl2 для создания модели ААА на крысах, что дало удовлетворительные результаты. Кроме того, Zhu et al. продемонстрировали, что модель PPE + CaCl2 имеет такие преимущества, как более высокая выживаемость и повышенная скорость образования аневризмы по сравнению как с группой с одним PPE, так и с группой PPE + BAPN25. Этот комбинированный подход также демонстрирует хорошую стабильность и воспроизводимость. Кроме того, Bi et al. успешно создали модель ААА у кроликов с помощью комбинации периаортального CaCl2 и инкубации эластазы. Средний коэффициент дилатации составил 65,3% ± 8,9% на 5-й день, который в дальнейшем увеличился до 86,5% ± 28,7% на 15-й день и значительно вырос до 203,6% ± 39,1% на30-26 день. Тем не менее, в настоящее время нет литературы, в которой сообщалось бы об индукции АБА у грызунов путем комбинирования применения периаортального CaCl2 и эластазы.

В данной рукописи представлен стандартный протокол для создания мышиной модели АБА путем комбинированного использования периадвентициального CaCl2 и эластазной инфильтрации. В последующих разделах подробно описаны хирургические процедуры и представлены репрезентативные результаты мышиной модели ААА.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Протокол эксперимента на животных соответствовал Руководству Национального института здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных (NIH Pub No. 86/23, 1985) и был одобрен Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Западно-Китайской больницы Сычуаньского университета (номер утверждения 202311300012). Для исследования были использованы 8-10-недельные самцы мышей C57/B6J. Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Предоперационная подготовка

  1. Приобретите животных и кормите их обычным рационом корма с чистой водой в стандартных условиях (температура 24 °C, влажность 40%-50%, 12-часовой цикл свет-темнота).
  2. Разрежьте ватный диск на полоски размером 40 мм х 4 мм и простерилизуйте его вместе с ножницами, щипцами и другим хирургическим оборудованием.
  3. Поместите животное в индукционную камеру наркозного аппарата и используйте 3%-3,5% изофлуран для быстрого введения анестезии (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами). Кроме того, назначьте буторфанол (1 мг/кг, внутримышечное введение) в качестве превентивного обезболивающего препарата.
    1. Извлеките мышь из камеры, когда она перестанет реагировать на болевую стимуляцию, затем наденьте на мышь маску и поддерживайте глубину анестезии 1%-1,5% изофлураном. Контролируйте частоту и глубину дыхания каждые 5-10 минут.
  4. Положите мышь в лежачем положении на грелку, используйте клейкую ленту для обездвиживания конечностей и нанесите глазную мазь, чтобы предотвратить сухость.
  5. Используйте электробритву или лосьон для удаления волос, чтобы полностью удалить волосы в области живота, затем продезинфицируйте эту область ватными палочками, смоченными в пидоне-йоде и этанолом, круговыми движениями не менее трех раз.

2. Хирургическое вмешательство

  1. Поместите мышь под стереомикроскоп. С помощью ножниц сделайте продольный разрез примерно в 2-2,5 см по средней линии живота.
  2. Войдите в брюшную полость через белую линию (трансабдоминальный доступ), установите ретрактор, чтобы обнажить брюшную полость, и упаковать кишечник и толстую кишку в правую половину брюшной полости, используя обычную марлю, пропитанную физиологическим раствором.
  3. Выполните тупое разделение соединительной и жировой ткани, прилегающей к инфраренальной брюшной аорте и нижней полой вене (НПВ), с помощью щипцов и ватных тампонов. Аккуратно рассеките брюшную аорту и обнажите щель между брюшной аортой и вышележащей большой поясничной мышцей, как указано ранее25.
    1. Вставьте стерилизованные полоски ватного диска в эту щель, стараясь не повредить поясничную артерию или вену. Не стоит изолировать брюшную аорту от НПВ.
  4. Смочите ватный тампон 0,9 М CaCl2 и поместите его на придатицию брюшной аорты на 15 минут. Используйте стерилизованную марлю для прикрытия брюшной полости в процессе инфильтрации.
  5. Аккуратно извлеките ватный тампон, смоченный в CaCl2, и промойте инфильтрированный сегмент 0,9% физиологическим раствором.
  6. Разведите эластазу до 2 мг/мл (8 Ед/мл) с ddH2O. С помощью инсулинового шприца нанесите 50 мкл разбавленной эластазы на инфраренальный сегмент брюшной аорты и оберните полоски ватного диска, чтобы покрыть брюшную аорту и НПВ. Используйте стерилизованную марлю для прикрытия брюшной полости в процессе инфильтрации. В группе Шама используйте 0,9% обычного физиологического раствора для замены CaCl2 и СИЗ.
  7. Через 15 минут осторожно снимите марлю и полоски ватного диска. Переместите кишечник и толстую кишку в исходное положение, закройте обработанную аорту брыжейкой и увлажните кишечник, чтобы предотвратить слияние.
  8. Закройте мышечный слой и кожу отдельно с помощью нерассасывающегося полипропиленового шва 6-0. Продезинфицируйте операционную область повидон-йодом и этанолом.
  9. Положите мышь на грелку и следите за ее дыханием, пока она не придет в сознание. Записывайте время операции и количество подопытных животных. Назначать карпрофен (5 мг/кг, подкожно) в качестве послеоперационной анальгезии в течение не менее 3 дней после операции, в соответствии с ветеринарными рекомендациями.

3. Ультразвуковое исследование

  1. Через 21 день после операции проведите ультразвуковое исследование для оценки частоты возникновения АБА.
  2. Обезболите мышь (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами) и удалите волосы на животе, как описано ранее.
  3. Поместите мышь на грелку ультразвукового аппарата для грызунов. Приложите ультразвуковую контактную жидкость к брюшной полости и измерьте максимальный диаметр аневризмы и диаметр нормального сегмента брюшной аорты.
    1. Рассчитайте повышенный процент инфраренальной брюшной аорты. Критерием успешного формирования АБА является то, что максимальный диаметр АБА увеличился на 50% и более по сравнению с диаметром нормального сегмента инфраренальной брюшной аорты.
  4. С помощью салфетки вытрите остатки ультразвуковой контактной жидкости после обследования, и положите мышь на грелку до тех пор, пока она полностью не восстановится.

4. Забор брюшной аорты и патологоанатомические эксперименты

  1. Принесите мышь в жертву при передозировке изофлурана на следующий день после ультразвукового исследования (следуя утвержденным в учреждении протоколам).
  2. Вскрыть грудную и брюшную полости и выполнить перфузию 1x PBS через левый желудочек до тех пор, пока легкие и печень не станут белыми, следуя процедуре, описанной в предыдущей литературе27.
  3. Используйте цифровой штангенциркуль для измерения внешнего диаметра инфраренальной аорты. Забор инфраренальной брюшной аорты под стереомикроскопом и хранение сосуда в 4% параформальдегиде в течение 24-48 ч.
  4. Удалите соединительную и жировую ткань, окружающую брюшную аорту. Погрузите аорту в парафин для подготовки срезов, разрезав срезы на срезы по 3-5 мкм, как описано ранее18,28.
  5. Проводите окрашивание гематоксилином и эозином (H&E), трихромом Массона и Elastic-Van Gieson (EVG) на депарафинизированных срезах с использованием соответствующих наборов для окрашивания в соответствии с инструкциями производителя.
    1. Анализируйте структуру сосудов и воспаление с помощью окрашивания H&E, наблюдайте за деградацией внеклеточного матрикса (ВКМ) и коллагеновых волокон с помощью трихромного окрашивания по Массону, а также исследуйте эластические волокна с помощью окрашивания EVG.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В этом исследовании было включено в общей сложности 24 мыши, которые были распределены случайным образом: 12 в группе Sham и 12 в группе PPE + CaCl2 соответственно. Если не указано иное, все данные представлены в виде средств ± стандартных отклонений. Среднее время работы составило 55,67 мин ± 4,08 мин. Не было интраоперационных смертей или разрывов аневризмы, а выживаемость в течение 21 дня после операции составила 100%. Тяжелых кишечных спаек или осложнений, связанных с расслоением брюшной аорты, не наблюдал...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Исследование молекулярных механизмов АБА требует стабильной животной модели. Следовательно, многочисленные животные модели ААА были созданы с момента их первоначальной разработки Эконому и др. в 1960-х годах. Среди этих моделей CaCl2 часто используется на грызунах из-за его экономичности, технической простоты и надежной воспроизводимости. Тем не менее, было показано, что периваскулярная инфильтрация CaCl2 нестабильна в формировании АБА. Bi et...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что исследование проводилось в отсутствие каких-либо коммерческих или финансовых отношений, которые могли бы быть истолкованы как потенциальный конфликт интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (No 82300542, 81770471), Сычуаньской научно-технической программой (No 2022YFS0359, 2019JDRC0104) и Исследовательским проектом после докторантуры, Западно-китайская больница, Сычуаньский университет (No 2023HXBH108). Финансирующие организации не играли никакой роли в разработке исследования, сборе, анализе и интерпретации данных, а также в написании рукописи.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Аппарат для анестезииRWDR550
БуторфанолJiangsu Hengrui Pharmaceutical Co., Ltd220608BP1мл: 1 мг
C57BL / 6JGpt Самцы мышейGemPharmatechN000013
хлорид кальцияSigma AldrichC4901100 г
КарпрофенMCEHY-B1227100 мг
Чау-диетаDossy Подопытные животные Co.Ltd
Цифровой штангенциркульGreenerIP54
ЭтанолJinhe Pharmaceutical Co.Ltd53968275%/500 мл
EVG Набор для окрашиванияSolarbioG1597
GraphPad PrismGraphpadVer 9.0.0
H& E Staining KitServicebioG1076
Инсулиновый шприцBD2143420
изофлураномRWDR510-22-4100 мл
Массон Набор для окрашиванияServicebioG1006
Нормальный физиологический растворServicebioG4702500 мл
ПараформальдегидBiosharpBL539A4%/500 мл
PBS, 1xServicebioG4202500 мл
свиной панкреатической эластазыSigma AldrichE1250100 мг
повидина йодаYongan Pharmaceutical Co.Ltd5%/100 мг
пролена полипропиленового шовного материалаEthicon LLC8709H
Ультразвуковая система для грызуновFujifilmVevo 3100LT
СтереомикроскопOlympusSZ61
Ультразвуковая контактная жидкостьKepplerKL-250250 г

Ссылки

  1. Chaikof, E. L., et al. The Society for Vascular Surgery practices guidelines on the care of patients with an abdominal aortic aneurysm. J Vasc Surg. 67 (1), 2-77 (2018).
  2. Johnston, K. W., et al. Suggested standards for reporting on arterial aneurysms. Subcommittee on reporting standards for arterial aneurysms, ad hoc committee on reporting standards, society for vascular surgery and north American chapter, international society for cardiovascular surgery. J Vasc Surg. 13 (3), 452-458 (1991).
  3. Bown, M. J., Sutton, A. J., Bell, P. R. F., Sayers, R. D. A meta-analysis of 50 years of ruptured abdominal aortic aneurysm repair. Br J Surg. 89 (6), 714-730 (2002).
  4. Erbel, R., et al. Esc guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases: Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. The task force for the diagnosis and treatment of aortic diseases of the European Society of Cardiology (ESC). Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  5. Wanhainen, A., et al. Editor's choice - European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2019 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 57 (1), 8-93 (2019).
  6. Veith, F. J., Ohki, T., Lipsitz, E. C., Suggs, W. D., Cynamon, J. Treatment of ruptured abdominal aneurysms with stent grafts: A new gold standard. Semin Vasc Surg. 16 (2), 171-175 (2003).
  7. Golledge, J., Thanigaimani, S., Powell, J. T., Tsao, P. S. Pathogenesis and management of abdominal aortic aneurysm. Eur Heart J. 44 (29), 2682-2697 (2023).
  8. Wanhainen, A., et al. Editor's choice -- European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2024 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 67 (2), 192-331 (2024).
  9. Golledge, J., et al. Lack of an effective drug therapy for abdominal aortic aneurysm. J Intern Med. 288 (1), 6-22 (2020).
  10. Li, R., Liu, Y., Jiang, J. Research advances in drug therapy for abdominal aortic aneurysms over the past five years: An updated narrative review. Int J Cardiol. 372, 93-100 (2023).
  11. Lysgaard Poulsen, J., Stubbe, J., Lindholt, J. S. Animal models used to explore abdominal aortic aneurysms: A systematic review. Eur J Vasc Endovasc Surg. 52 (4), 487-499 (2016).
  12. Sénémaud, J., et al. Translational relevance and recent advances of animal models of abdominal aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (3), 401-410 (2017).
  13. Patelis, N., et al. Animal models in the research of abdominal aortic aneurysm development. Physiol Res. 66 (6), 899-915 (2017).
  14. Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. Br J Pharmacol. 179 (5), 792-810 (2022).
  15. Deng, G. G., et al. Urokinase-type plasminogen activator plays a critical role in angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm. Circ Res. 92 (5), 510-517 (2003).
  16. Gertz, S. D., Kurgan, A., Eisenberg, D. Aneurysm of the rabbit common carotid artery induced by periarterial application of calcium chloride in vivo. J Clin Invest. 81 (3), 649-656 (1988).
  17. Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. J Surg Res. 99 (2), 371-376 (2001).
  18. Zhang, S., Cai, Z., Zhang, X., Ma, T., Kong, W. A calcium phosphate-induced mouse abdominal aortic aneurysm model. J Vis Exp. (189), e64173(2022).
  19. Isenburg, J. C., Simionescu, D. T., Starcher, B. C., Vyavahare, N. R. Elastin stabilization for treatment of abdominal aortic aneurysms. Circulation. 115 (13), 1729-1737 (2007).
  20. Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
  21. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  22. Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen, Y. E., Zhang, J. Mouse abdominal aortic aneurysm model induced by perivascular application of elastase. J Vis Exp. (180), e63608(2022).
  23. Origuchi, N., et al. Aneurysm induced by periarterial application of elastase heals spontaneously. Int Angiol. 17 (2), 113-119 (1998).
  24. Tanaka, A., Hasegawa, T., Zhi, C., Okita, Y., Okada, K. A novel rat model of abdominal aortic aneurysm using a combination of intraluminal elastase infusion and extraluminal calcium chloride exposure. J Vasc Surg. 50 (6), 1423-1432 (2009).
  25. Zhu, J. X., et al. Establishment of a new abdominal aortic aneurysm model in rats by a retroperitoneal approach. Front Cardiovasc Med. 9, 808732(2022).
  26. Bi, Y., et al. Development of a novel rabbit model of abdominal aortic aneurysm via a combination of periaortic calcium chloride and elastase incubation. PLoS One. 8 (7), e68476(2013).
  27. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), e3564(2012).
  28. Ishida, Y., et al. Prevention of CaCl2-induced aortic inflammation and subsequent aneurysm formation by the CCL3-CCR5 axis. Nat Commun. 11 (1), 5994(2020).
  29. Economou, S. G., Taylor, C. B., Beattie, E. J., Davis, C. B. Persistent experimental aortic aneurysms in dogs. Surgery. 47, 21-28 (1960).
  30. Freestone, T., Turner, R. J., Higman, D. J., Lever, M. J., Powell, J. T. Influence of hypercholesterolemia and adventitial inflammation on the development of aortic aneurysm in rabbits. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 17 (1), 10-17 (1997).
  31. Carsten, C. G., et al. Elastase is not sufficient to induce experimental abdominal aortic aneurysms. J Vasc Surg. 33 (6), 1255-1262 (2001).
  32. Yue, J., Yin, L., Shen, J., Liu, Z. A modified murine abdominal aortic aneurysm rupture model using elastase perfusion and angiotensin II infusion. Ann Vasc Surg. 67, 474-481 (2020).
  33. Ailawadi, G., et al. Gender differences in experimental aortic aneurysm formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (11), 2116-2122 (2004).
  34. Furubayashi, K., et al. The significance of chymase in the progression of abdominal aortic aneurysms in dogs. Hypertens Res. 30 (4), 349-357 (2007).
  35. Bi, Y., et al. Performance of a modified rabbit model of abdominal aortic aneurysm induced by topical application of porcine elastase: 5-month follow-up study. Eur J Vasc Endovasc Surg. 45 (2), 145-152 (2013).
  36. Wu, X. F., Zhang, J., Paskauskas, S., Xin, S. J., Duan, Z. Q. The role of estrogen in the formation of experimental abdominal aortic aneurysm. Am J Surg. 197 (1), 49-54 (2009).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Модель AAA у мышейинфильтрация хлоридом кальцияпериадвентициальное нанесениеинфраренальный отдел брюшной аортыутолщение стенки аортыдеградация внеклеточного матриксаизмерение методом ультразвукового исследованиягистологическое исследование
Модель аневризмы брюшной аорты у мышей с помощью периадвентициальной инфильтрации хлорида кальция и эластазы
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.