Модель аневризмы брюшной аорты у мышей с помощью периадвентициальной инфильтрации хлорида кальция и эластазы

Краткое содержание

В данной рукописи представлен протокол создания модели аневризмы брюшной аорты у мышей с использованием хлорида кальция и эластазы, сочетающий в себе преимущества предыдущих методов моделирования. Эта модель может быть использована для исследования патофизиологических механизмов, лежащих в основе аневризм брюшной аорты.

Аннотация

Аневризма брюшной аорты (АБА) является опасным для жизни заболеванием, связанным с высокими показателями смертности. Характеризуется постоянным расширением брюшной аорты с увеличением диаметра артерии не менее чем на 50%. Были введены различные животные модели АБА для имитации патофизиологических изменений и изучения основных механизмов АБА. Среди этих моделей у мышей обычно используются модели ААА, индуцированные хлоридом кальция (CaCl₂) и эластаза. Однако эти методы имеют определенные ограничения. Традиционная внутрипросветная перфузия панкреатической эластазы (СИЗ) свиней связана с высокой технической сложностью и высокой частотой разрывов, в то время как периадвентициальное введение СИЗ дает противоречивые результаты. Кроме того, в модели ААА, индуцированной CaCl₂, отсутствуют признаки АБА человека, такие как атеротромбоз и разрыв аневризмы. Таким образом, совместное применение CaCl₂ и СИЗ было предложено в качестве подхода, позволяющего повысить шансы на успех и вызвать большее увеличение диаметра в животных моделях ААА. В данной рукописи представлен комплексный протокол для создания мышиной модели ААА путем периаортальной инфильтрации СИЗ и CaCl₂ в инфраренальном сегменте брюшной аорты. Следуя этому протоколу, мы можем достичь скорости образования ААА около 90% при технической простоте и воспроизводимости. Дальнейшие ультразвуковые и гистологические эксперименты подтверждают, что данная модель эффективно воспроизводит морфологические и патологические изменения, наблюдаемые при АБА человека.

Введение

Аневризма брюшной аорты (АБА) определяется как увеличение диаметра более чем на 50% или максимальный диаметр аорты более 3 см в брюшной аорте. Это состояние представляет значительную угрозу для жизни, смертность от разрыва аневризмы составляет около 90% ^1,2,3. В настоящее время открытая хирургическая пластика и эндоваскулярная коррекция аорты (ЭВРА) являются единственными доступными вмешательствами для пациентов с АБА ^4,5,6. Тем не менее, нет достаточных доказательств в поддержку эффективности медикаментозного лечения в ингибировании образования аневризмы или замедлении темпов роста брюшной аорты у пациентов, не имеющих показаний к хирургическому вмешательству⁷. Тем не менее, неспецифические методы лечения, включая стойкое наблюдение за максимальным диаметром аневризмы, контроль артериального давления, антитромбоцитарную терапию и статины, используются для снижения риска внезапного разрыва аневризмы и потенциальных сердечно-сосудистых и неврологических событий, насколько это возможно. Несмотря на это, роль антитромбоцитарных препаратов и статинов в предотвращении разрыва аневризмы остается спорной и требует дальнейших исследований 5,7,8,9,10.

Стабильная животная модель АБА жизненно важна для исследования патогенеза АБА, и для создания^{такой модели были} представлены многочисленные методы. В настоящее время хлорид кальция (CaCl₂), эластаза, ангиотензин II (Ang II), ксенотрансплантаты и трансгенные модели используются при создании моделей ААА у грызунов 11,12,13. Среди них Ang II наиболее часто используется у мышей, в то время как CaCl₂ и эластаза также широко используются у мышей и крыс 11,12,13,14. Модель АБА, индуцированная Ang II, является единственной моделью на животных, способной вызывать атеросклероз, который очень похож на патологию АБА человека, что является простым и воспроизводимым и устраняет необходимость в лапаротомии 11,12,13. Однако, в отличие от моделей, индуцированных CaCl₂ или эластаза, место аневризмы, индуцированных Ang II, является неопределенным и часто наблюдается в нисходящей аорте или надпочечниковой абдоминальной аорте с повышенным риском разрыва 11,12,13,14. Частота возникновения аневризмы по модели ААА, индуцированной Ang II, у мышей с дефицитом генов может достигать 100%, в то время как аневризмы развились только у 39% мышей C57BL/6, а временные и экономические затраты на получение мышей с дефицитом генов высоки^13,15.

Первоначально введенный Gertz et al., CaCl₂ был использован для индуцирования образования аневризмы в сонной артерии, а затем модифицирован Chiou et al. для создания модели AAA у мышей^16,17. Однако, несмотря на свою способность вызывать разрушение эластических волокон, воспаление сосудов и деградацию внеклеточного матрикса, CaCl₂ не обладает несколькими свойствами АБА человека, включая атеротромбоз, внутрипросветный тромб (ILT) и разрыв аневризмы^12,18. Кроме того, скорость образования и процент увеличения диаметра при применении периаортального CaCl₂ остаются нестабильными^13,19. Первоначальная модель внутрипросветной перфузии панкреатической эластазы (СЖЭ) свиней для индуцирования АБА была разработана Anidjar et al. в 1990 году, за ней последовал отчет Bhamidipati et al. о периадвентициальной инфильтрации PPE в мышиной модели^20,21. В настоящее время большинство животных моделей АБА, индуцированных эластаза, используют протокол Бхамидипати из-за его осуществимости и минимально инвазивного характера. Тем не менее, важно отметить, что частота возникновения и максимальный диаметр АБА могут варьироваться и, как правило, ниже, чем при внутриаортальной перфузии СИЗ. Кроме того, аневризмы, вызванные периаортальным применением эластазы, имеют тенденцию к спонтанному заживлению 11,12,20,21,22,23.

Чтобы устранить эти ограничения, Tanaka et al. предложили комбинированный подход, включающий внутрипросветную перфузию СИЗ и инфильтрацию CaCl₂ для создания модели ААА на крысах, что дало удовлетворительные результаты^. Кроме того, Zhu et al. продемонстрировали, что модель PPE + CaCl₂ имеет такие преимущества, как более высокая выживаемость и повышенная скорость образования аневризмы по сравнению как с группой с одним PPE, так и с группой PPE + BAPN²⁵. Этот комбинированный подход также демонстрирует хорошую стабильность и воспроизводимость. Кроме того, Bi et al. успешно создали модель ААА у кроликов с помощью комбинации периаортального CaCl₂ и инкубации эластазы. Средний коэффициент дилатации составил 65,3% ± 8,9% на 5-й день, который в дальнейшем увеличился до 86,5% ± 28,7% на 15-й день и значительно вырос до 203,6% ± 39,1% на^30-26 день. Тем не менее, в настоящее время нет литературы, в которой сообщалось бы об индукции АБА у грызунов путем комбинирования применения периаортального CaCl₂ и эластазы.

В данной рукописи представлен стандартный протокол для создания мышиной модели АБА путем комбинированного использования периадвентициального CaCl₂ и эластазной инфильтрации. В последующих разделах подробно описаны хирургические процедуры и представлены репрезентативные результаты мышиной модели ААА.

Протокол

Протокол эксперимента на животных соответствовал Руководству Национального института здравоохранения по уходу и использованию лабораторных животных (NIH Pub No. 86/23, 1985) и был одобрен Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию Западно-Китайской больницы Сычуаньского университета (номер утверждения 202311300012). Для исследования были использованы 8-10-недельные самцы мышей C57/B6J. Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Предоперационная подготовка

1. Приобретите животных и кормите их обычным рационом корма с чистой водой в стандартных условиях (температура 24 °C, влажность 40%-50%, 12-часовой цикл свет-темнота).
2. Разрежьте ватный диск на полоски размером 40 мм х 4 мм и простерилизуйте его вместе с ножницами, щипцами и другим хирургическим оборудованием.
3. Поместите животное в индукционную камеру наркозного аппарата и используйте 3%-3,5% изофлуран для быстрого введения анестезии (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами). Кроме того, назначьте буторфанол (1 мг/кг, внутримышечное введение) в качестве превентивного обезболивающего препарата.
   1. Извлеките мышь из камеры, когда она перестанет реагировать на болевую стимуляцию, затем наденьте на мышь маску и поддерживайте глубину анестезии 1%-1,5% изофлураном. Контролируйте частоту и глубину дыхания каждые 5-10 минут.
4. Положите мышь в лежачем положении на грелку, используйте клейкую ленту для обездвиживания конечностей и нанесите глазную мазь, чтобы предотвратить сухость.
5. Используйте электробритву или лосьон для удаления волос, чтобы полностью удалить волосы в области живота, затем продезинфицируйте эту область ватными палочками, смоченными в пидоне-йоде и этанолом, круговыми движениями не менее трех раз.

2. Хирургическое вмешательство

1. Поместите мышь под стереомикроскоп. С помощью ножниц сделайте продольный разрез примерно в 2-2,5 см по средней линии живота.
2. Войдите в брюшную полость через белую линию (трансабдоминальный доступ), установите ретрактор, чтобы обнажить брюшную полость, и упаковать кишечник и толстую кишку в правую половину брюшной полости, используя обычную марлю, пропитанную физиологическим раствором.
3. Выполните тупое разделение соединительной и жировой ткани, прилегающей к инфраренальной брюшной аорте и нижней полой вене (НПВ), с помощью щипцов и ватных тампонов. Аккуратно рассеките брюшную аорту и обнажите щель между брюшной аортой и вышележащей большой поясничной мышцей, как указано ранее²⁵.
   1. Вставьте стерилизованные полоски ватного диска в эту щель, стараясь не повредить поясничную артерию или вену. Не стоит изолировать брюшную аорту от НПВ.
4. Смочите ватный тампон 0,9 М CaCl₂ и поместите его на придатицию брюшной аорты на 15 минут. Используйте стерилизованную марлю для прикрытия брюшной полости в процессе инфильтрации.
5. Аккуратно извлеките ватный тампон, смоченный в CaCl₂, и промойте инфильтрированный сегмент 0,9% физиологическим раствором.
6. Разведите эластазу до 2 мг/мл (8 Ед/мл) с ddH₂O. С помощью инсулинового шприца нанесите 50 мкл разбавленной эластазы на инфраренальный сегмент брюшной аорты и оберните полоски ватного диска, чтобы покрыть брюшную аорту и НПВ. Используйте стерилизованную марлю для прикрытия брюшной полости в процессе инфильтрации. В группе Шама используйте 0,9% обычного физиологического раствора для замены CaCl₂ и СИЗ.
7. Через 15 минут осторожно снимите марлю и полоски ватного диска. Переместите кишечник и толстую кишку в исходное положение, закройте обработанную аорту брыжейкой и увлажните кишечник, чтобы предотвратить слияние.
8. Закройте мышечный слой и кожу отдельно с помощью нерассасывающегося полипропиленового шва 6-0. Продезинфицируйте операционную область повидон-йодом и этанолом.
9. Положите мышь на грелку и следите за ее дыханием, пока она не придет в сознание. Записывайте время операции и количество подопытных животных. Назначать карпрофен (5 мг/кг, подкожно) в качестве послеоперационной анальгезии в течение не менее 3 дней после операции, в соответствии с ветеринарными рекомендациями.

3. Ультразвуковое исследование

1. Через 21 день после операции проведите ультразвуковое исследование для оценки частоты возникновения АБА.
2. Обезболите мышь (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами) и удалите волосы на животе, как описано ранее.
3. Поместите мышь на грелку ультразвукового аппарата для грызунов. Приложите ультразвуковую контактную жидкость к брюшной полости и измерьте максимальный диаметр аневризмы и диаметр нормального сегмента брюшной аорты.
   1. Рассчитайте повышенный процент инфраренальной брюшной аорты. Критерием успешного формирования АБА является то, что максимальный диаметр АБА увеличился на 50% и более по сравнению с диаметром нормального сегмента инфраренальной брюшной аорты.
4. С помощью салфетки вытрите остатки ультразвуковой контактной жидкости после обследования, и положите мышь на грелку до тех пор, пока она полностью не восстановится.

4. Забор брюшной аорты и патологоанатомические эксперименты

1. Принесите мышь в жертву при передозировке изофлурана на следующий день после ультразвукового исследования (следуя утвержденным в учреждении протоколам).
2. Вскрыть грудную и брюшную полости и выполнить перфузию 1x PBS через левый желудочек до тех пор, пока легкие и печень не станут белыми, следуя процедуре, описанной в предыдущей литературе²⁷.
3. Используйте цифровой штангенциркуль для измерения внешнего диаметра инфраренальной аорты. Забор инфраренальной брюшной аорты под стереомикроскопом и хранение сосуда в 4% параформальдегиде в течение 24-48 ч.
4. Удалите соединительную и жировую ткань, окружающую брюшную аорту. Погрузите аорту в парафин для подготовки срезов, разрезав срезы на срезы по 3-5 мкм, как описано ранее^18,28.
5. Проводите окрашивание гематоксилином и эозином (H&E), трихромом Массона и Elastic-Van Gieson (EVG) на депарафинизированных срезах с использованием соответствующих наборов для окрашивания в соответствии с инструкциями производителя.
   1. Анализируйте структуру сосудов и воспаление с помощью окрашивания H&E, наблюдайте за деградацией внеклеточного матрикса (ВКМ) и коллагеновых волокон с помощью трихромного окрашивания по Массону, а также исследуйте эластические волокна с помощью окрашивания EVG.

Результаты

В этом исследовании было включено в общей сложности 24 мыши, которые были распределены случайным образом: 12 в группе Sham и 12 в группе PPE + CaCl₂ соответственно. Если не указано иное, все данные представлены в виде средств ± стандартных отклонений. Среднее время работы составило 55,67 мин ± 4,08 мин. Не было интраоперационных смертей или разрывов аневризмы, а выживаемость в течение 21 дня после операции составила 100%. Тяжелых кишечных спаек или осложнений, связанных с расслоением брюшной аорты, не наблюдалось.

В группе PPE + CaCl₂ у 11 из 12 мышей (91,67%) развилась АБА через 21 день после операции, в то время как в группе Sham образования аневризмы не наблюдалось. Средний максимальный внутренний диаметр инфраренальной абдоминальной аорты составил 1,29 мм ± 0,18 мм в группе PPE + CaCl₂ , по сравнению с 0,50 мм ± 0,04 мм в группе Sham. Среднее процентное увеличение внутреннего диаметра инфраренальной абдоминальной аорты в группе СИЗ + CaCl₂ составило 99,50% ± 25,42%. Средний максимальный диаметр наружной инфраренальной аорты составил 1,49 мм ± 0,19 мм в группе PPE + CaCl₂ , по сравнению с 0,61 мм ± 0,04 мм в группе Sham.

Репрезентативные изображения брюшной аорты в группах Sham и PPE + CaCl₂ под стереомикроскопом и ультразвуком представлены на рисунках 1A, B. Результаты статистического анализа среднего максимального внутреннего и наружного диаметра инфраренальной брюшной аорты в группах PPE + CaCl₂ и Sham представлены на рисунке 1C,D. Дальнейшее гистологическое исследование с окрашиванием H&E выявило утолщение стенки аорты и инфильтрацию воспалительных клеток в группе PPE + CaCl₂, в то время как трихромное окрашивание Массона показало деградацию внеклеточного матрикса и отложение коллагеновых волокон в стенке аорты. Окрашивание ЭВГ продемонстрировало разрушение эластичных волокон (рис. 1E).

Рисунок 1: Исходы модели ААА у мышей, установленные с помощью периадвентициального CaCl₂ и инфильтрации эластазы. (A) Репрезентативные изображения нормальной брюшной аорты и АБА под стереомикроскопом. (B) Поперечные и продольные ультразвуковые снимки брюшной аорты в группе Sham и PPE + CaCl₂ . (C) Статистический анализ максимального внутреннего диаметра инфраренальной брюшной аорты в группе Sham и PPE + CaCl₂ , ****p < 0,0001. (D) Сравнение диаметра наружной инфраренальной аорты группы Sham и PPE + CaCl₂ , ****p < 0,0001. (E) Изображения окрашивания брюшной аорты H&E, Masson и EVG. Масштабные линейки: 50 μм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Обсуждение

Исследование молекулярных механизмов АБА требует стабильной животной модели. Следовательно, многочисленные животные модели ААА были созданы с момента их первоначальной разработки Эконому и др. в 1960-х годах. Среди этих моделей CaCl₂ часто используется на грызунах из-за его экономичности, технической простоты и надежной воспроизводимости. Тем не менее, было показано, что периваскулярная инфильтрация CaCl₂ нестабильна в формировании АБА. Bi et al. и Freestone et al. сообщили, что только около 60% крыс развили АБА, даже когда критерий формирования АБА был определен как увеличение на 20% по сравнению с нормальным сегментом брюшной аорты. В обоих исследованиях отмечалось, что образование аневризмы не наблюдалось после однократной периаортальной инкубации 0,5 моль/л CaCl₂ в течение 20 минут 13,19,26,30.

Более того, в настоящее время в существующей литературе нет единого мнения относительно оптимальной концентрации инфильтрации CaCl₂, времени воздействия и продолжительности наблюдения¹¹. Таким образом, модель АБА, индуцированная эластаза, является второй наиболее часто используемой моделью грызунов для изучения АБА. Тем не менее, внутриаортальная инфузия СИЗ связана с высокими показателями периоперационной и послеоперационной смертности, до 40%. Кроме того, заметные гендерные различия наблюдались в модели ААА, индуцированной СИЗ, при этом самки мышей демонстрировали гораздо более низкое процентное увеличение диаметра аорты по сравнению с их самцами 11,20,25,31,32,33.

Чтобы устранить эти ограничения, в качестве возможной и менее инвазивной альтернативы была введена модифицированная версия эластазоиндуцированной модели АБА, включающая периваскулярную эластазную инфильтрацию. Однако следует отметить, что скорость и диаметр аневризмы при таком подходе были менее стабильными, чем при внутрипросветной перфузии СИЗ 11,12,21,22. Поэтому исследователи предложили комбинацию периадвентициального CaCl₂ и инкубации эластазы для установления АБА у кроликов, которая, как было показано, проста, эффективна и^{воспроизводима.}

Между тем, в другом исследовании была создана модель ААА на крысах, сочетающая перфузию СИЗ и инкубацию CaCl₂ , продемонстрировав, что модель СИЗ + CaCl₂ имеет высокие показатели выживаемости, высокую скорость образования аневризм и хорошую воспроизводимость^. Тем не менее, в настоящее время нет литературы о том, как использовать периаортальные СИЗ + инфильтрацию CaCl₂ для установления АБА у мышей и ее исходов.

В данной статье указано, что частота возникновения АБА и увеличение процента диаметра аорты при использовании этого протокола оставались стабильными без периоперационных летальных исходов, что было подтверждено ультразвуковыми и гистологическими исследованиями. Более того, этот протокол эффективно индуцирует морфологические и патологические изменения, аналогичные тем, которые наблюдаются при АБА человека. Кроме того, среднее время работы по этому протоколу было ограничено менее чем 1 часом, включая 15 минут инфильтрации CaCl₂ и 15 минут инкубации СИЗ. Этот хирургический протокол надежен и прост в реализации с использованием легкодоступных материалов. Эти преимущества предполагают его потенциальное применение в будущих фундаментальных исследованиях.

Существуют расхождения в скорости развития аневризмы в моделях животных с СИЗ или CaCl₂, индуцированными АБА, и современные модели, индуцированные химическими веществами, не могут гарантировать 100% успех в установлении ААА 11,12,13. Хотя патологические изменения, связанные с АБА, такие как хроническое воспаление, толщина интимы/медиа, эластический пробой, кальцификация и внутрипросветный тромб, могут наблюдаться после инфильтрации СИЗ или CaCl₂, расширение аорты или образование аневризмы может иметь тенденцию к спонтанному заживлению, поскольку период применения химического вещества ограничен и не обеспечивает постоянной активности^{после прекращения стимула. 23}. Кроме того, хирургическая процедура установления АБА не может быть полностью стандартизирована, что приводит к потенциальным изменениям в степени обнажения брюшной аорты, что может повлиять на формирование аневризмы. Тем не менее, даже у мышей, у которых моделирование не увенчалось успехом, диаметр брюшной аорты все еще демонстрировал значительное расширение на 44%, что указывает на то, что этот метод может вызвать значительное увеличение брюшной аорты, хотя он не всегда может соответствовать диагностическим критериям аневризмы брюшной аорты.

Особенно важно, что в этот протокол включено несколько важнейших этапов. Прежде всего, крайне важно адекватно обнажить инфраренальную абдоминальную аорту во время создания мышиной модели АБА. Максимальное разделение соединительной и жировой ткани, окружающей брюшную аорту, способствует лучшей инфильтрации CaCl₂ и эластазы в средний слой инфраренальной брюшной аорты, тем самым увеличивая скорость образования аневризмы²². Кроме того, после инфильтрации CaCl₂ может быть легче отделить соединительную и жировую ткань. Поэтому, если первоначальное рассечение окружающих тканей не является удовлетворительным, целесообразно продолжить отделение соединительной ткани, прилегающей к брюшной аорте, после инфильтрации CaCl₂. Тем не менее, обнажение брюшной аорты сопряжено с неотъемлемым риском повреждения поясничной артерии и вены, что потенциально может привести к сильному кровотечению и смертельным исходам во время или после операции. Поэтому необходимо проявлять максимальную осторожность при удалении соединительной и жировой ткани вокруг брюшной аорты. Еще одним важным этапом в этом протоколе является отделение брюшной аорты от нижней полой вены (НПВ). Предыдущие исследования и экспериментальные результаты неизменно указывают на то, что вопрос о рассечении НПВ из брюшной аорты не влияет на формирование аневризмы, что делает его ненужным для этой процедуры^18,22.

Это исследование имеет несколько ограничений. Во-первых, отсутствуют исходные данные о частоте возникновения аневризм и патологических изменений в брюшной аорте в различные временные моменты. Кроме того, в нем не оценивались уровни важных биомаркеров, участвующих в развитии АБА, таких как MMP2, MMP9, TIMP1 и SMA. Во-вторых, этот метод ранее не использовался на мышах и не имеет поперечных сравнений с другими широко используемыми моделями, особенно теми, которые включают только PPE или CaCl₂ , для оценки формирования аневризмы и патологических характеристик. В-третьих, индуцированная этим методом АБА не имеет ряда признаков АБА человека, включая атеросклероз и интрамуральный тромбоз. Кроме того, концентрации CaCl₂ и эластазы, используемые в этом методе, а также время инфильтрации немного отличаются от тех, которые использовались в предыдущих исследованиях. Авторы стремятся ответить на эти вопросы с помощью экспериментальных исследований в будущих исследованиях.

Еще одним ограничением этого протокола является его применимость к более крупным животным моделям, таким как свиньи или собаки. В настоящее время отдельные химические агенты, такие как эластаза, коллагеназа или CaCl₂, не продемонстрировали способности вызывать 50% расширение брюшной аорты у негрызунов, за исключением кроликов. Только комбинации химических препаратов и ангиопластики или других хирургических процедур показали потенциал для индуцирования образования аневризмы у собак и свиней^11,34. Предыдущие исследования также показали, что аневризмы проявляли признаки регенерации в течение 5-месячного наблюдения в модели АБА кролика, индуцированного эластазой³⁵. Несмотря на то, что Bi et al. продемонстрировали индукцию АБА у кроликов с использованием этого протокола, необходимы дальнейшие исследования для определения ее достоверности и долгосрочных результатов у свиней^{или собак.}

Последнее ограничение касается включения только самцов мышей, так как индуцирование АБА у самок мышей, использующих эластазу, было связано с более низкими темпами образования аневризмы и процентом расширения аорты 11,13,33,36. Тем не менее, исследования Xue et al. показали, что периваскулярное применение только эластазы привело к 90% заболеваемости АБА у самок мышей. Это говорит о том, что данный протокол также может быть эффективным на самках мышей²², хотя необходимы дальнейшие исследования для подтверждения его эффективности. Важно также отметить, что повреждение структуры сосуда и эластических волокон происходит только на стороне, инфильтрированной CaCl₂ и эластаза, а на стороне, прилегающей к нижней полой вене (НПВ), патологические изменения не проявляются из-за их близкого расположения. Однако, как упоминалось ранее, эти факторы не влияют на частоту возникновения АБА или процентное увеличение размера брюшной аорты во время развития АБА.

В заключение, в данной рукописи представлена новая, безопасная, стабильная и воспроизводимая мышиная модель АБА, демонстрирующая высокую частоту заболеваемости АБА, значительное расширение брюшной аорты и патофизиологические изменения, сходные с теми, которые наблюдаются при АБА человека. Несмотря на свои ограничения, эта мышиная модель АБА обладает большим потенциалом для исследования молекулярных механизмов, лежащих в основе АБА, и для разработки эффективных терапевтических подходов для пациентов с этим заболеванием.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье

Имя	Компания	Каталожный номер	Комментарии
Аппарат для анестезии	RWD	R550
Буторфанол	Jiangsu Hengrui Pharmaceutical Co., Ltd	220608BP	1мл: 1 мг
C57BL / 6JGpt Самцы мышей	GemPharmatech	N000013
хлорид кальция	Sigma Aldrich	C4901	100 г
Карпрофен	MCE	HY-B1227	100 мг
Чау-диета	Dossy Подопытные животные Co.Ltd
Цифровой штангенциркуль	Greener	IP54
Этанол	Jinhe Pharmaceutical Co.Ltd	539682	75%/500 мл
EVG Набор для окрашивания	Solarbio	G1597
GraphPad Prism	Graphpad		Ver 9.0.0
H& E Staining Kit	Servicebio	G1076
Инсулиновый шприц	BD	2143420
изофлураном	RWD	R510-22-4	100 мл
Массон Набор для окрашивания	Servicebio	G1006
Нормальный физиологический раствор	Servicebio	G4702	500 мл
Параформальдегид	Biosharp	BL539A	4%/500 мл
PBS, 1x	Servicebio	G4202	500 мл
свиной панкреатической эластазы	Sigma Aldrich	E1250	100 мг
повидина йода	Yongan Pharmaceutical Co.Ltd		5%/100 мг
пролена полипропиленового шовного материала	Ethicon LLC	8709H
Ультразвуковая система для грызунов	Fujifilm	Vevo 3100LT
Стереомикроскоп	Olympus	SZ61
Ультразвуковая контактная жидкость	Keppler	KL-250	250 г