В данной работе мы представляем стандартизированную процедуру эндотрахеальной интубации с помощью трахеотомии с последующей торакотомией у крыс, направленную на повышение точности и воспроизводимости невыживаемости, требующих инвазивной вентиляции и воздействия на органы грудной клетки в моделях крыс in vivo .
Методическая статья
Эндотрахеальная интубация с помощью трахеотомии и последующей торакотомии у крыс для случаев, не связанных с выживанием
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Эндотрахеальная интубация и последующая вентиляция легких часто являются основными требованиями для трансляционных исследований на крысовых моделях для различных вмешательств, требующих контролируемого или высокого вентиляционного давления или доступа к грудной полости и органам. Традиционная эндооротрахеальная интубация с использованием анатомически существующего пути через рот хорошо подходит для экспериментов по выживанию. Тем не менее, эта процедура сопряжена с некоторыми проблемами, включая, как правило, более высокий уровень требуемого опыта и технических навыков, более совершенное оборудование и большие временные затраты с соответствующими показателями неудачных интубаций и осложнениями, такими как перфорация трахеи, временная системная гипооксигенация и соответствующая утечка воздуха.
Таким образом, в данной рукописи представлен подробный пошаговый протокол эндотрахеальной интубации с помощью трахеотомии на невыживающих крысах, когда требуется гарантированный успех интубации, постоянный уровень оксигенации, высокое вентиляционное давление или открытая торакотомия.
В протоколе подчеркивается важность тщательной хирургической техники для обеспечения стабильных и надежных результатов, особенно для исследователей, которые не имеют опыта или не имеют рутины в технике эндооротрахеальной интубации с помощью прямой ларингоскопии. Таким образом, ожидается, что эта процедура сведет к минимуму страдания животных и ненужные потери животных.
Введение
В целом, грызуны способны компенсировать респираторный дистресс гораздо дольше, чем пациенты. Они могут оставаться кардиоциркуляторно стабильными и достаточными при спонтанной вентиляции в течение гораздо более длительного времени и во время более инвазивных процедур, например, даже при трансплантации печени, которая, как известно, является одной из наиболее стрессовых процедур для сердечно-легочногокровообращения.
Тем не менее, эндотрахеальная интубация является основным требованием для трансляционных исследований на крысовых моделях для различных условий и вмешательств, происходящих из различных биомедицинских областей, и имеет важное значение в современном научном ландшафте 4,5,6,7,8,9,10,11 . В то время как большинство экспериментальных лабораторных работ, выполняемых на крысах, в целом все еще не требуют инвазивной вентиляциилегких12, существуют определенные экспериментальные установки, которые требуют интубации и контролируемой вентиляции. Эти экспериментальные установки включают в себя любой эксперимент, требующий безопасного прохода дыхательных путей, высокого давления вентиляции и лапароскопии или прямого доступа к грудной полости и органам.
Особенно в случае необходимого доступа к грудной полости и органам эндотрахеальная интубация является обязательной, так как коллапс легкого приведет к смертельной дыхательной недостаточности, поскольку отрицательное давление во внутриплевральном пространстве и механизм вдоха межреберными мышцами и диафрагмойбудут потеряны.
Несмотря на то, что существует много публикаций о методах неинвазивной эндооротрахеальной интубации у грызунов 14,15,16,17, по-видимому, отсутствуют протоколы процедур инвазивной эндотрахеальной интубации методом трахеотомии. Несмотря на инвазивность последнего, который позволяет применять его только на моделях животных, не выживающих, интубация с помощью трахеотомии имеет большие преимущества. К ним относятся более крутая кривая обучения, более высокие и более устойчивые показатели успеха, менее необходимое техническое оборудование и улучшенные возможности мониторинга успеха18,19.
Успех интубации имеет важное значение для результата. В то время как различные ложные интубации, а также повторные попытки интубации у пациентов явно связаны с нежелательными явлениями и осложнениями, такими серьезными, как смерть20,21, такие события также вредны для подопытных животных. В лучшем случае они представляют собой сильную искажающую переменную в эксперименте, но они также могут привести к ненужным потерям животного. Поэтому имеет смысл увеличить процент успешности интубации за счет неинвазивности, если экспериментальная установка и стратегия это позволяют.
Этот стандартизированный протокол интубации с помощью хирургической трахеотомии имеет ряд преимуществ, включая снижение вариабельности показателей успешности интубации, минимизацию влияния на кардиореспираторные физиологические параметры, а также полный исследовательский контроль и манипулирование параметрами. Это помогает обеспечить безопасные дыхательные пути, особенно для неопытных исследователей в процедуре эндотрахеальной интубации с помощью прямой ларингоскопии, и позволяет исследователям проводить исследования невыживаемости в строго контролируемых условиях. Мы выделяем ключевые анатомические ориентиры и даем представление об устранении распространенных проблем, возникающих во время процедуры.
Протокол
Все описанные здесь виды деятельности с животными были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (IACUC) Регионального совета земли Баден-Вюртемберг в Карлсруэ, Германия. Экспериментальные животные содержались в соответствии с институциональными стандартами и немецкими законами об использовании и уходе за животными, а также в соответствии с директивами Совета Европейского сообщества (2010/63/EU), а также руководящими принципами ARRIVE, и проводились в аккредитованных учреждениях. Использовались самцы крыс Spraque Dawley от Janvier Labs массой порядка 400 г.
1. Подготовка процедуры (Рисунок 1)
- Подготовьте крючки для подготовки хирургических препаратов, сложив канюли под углом 135° на расстоянии 1 см от кончика, соединив их с пластиковыми перфузионными трубками с помощью замка Люэра и натянув хирургический зажим от комаров (рис. 1A, B).
- Подготовьте аппарат для хирургического воздействия грызунов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Помимо наличия коммерческих платформ, они также могут быть легко и экономически эффективно построены самостоятельно, как в этом исследовании.- Для этого используйте стальную пластину размером 40 см х 50 см и толщиной 4 мм. Создайте несколько отверстий диаметром 8 мм с помощью стального сверла в нужном месте для последующих точек натяжения. Поместите Y-образные фиксирующие стержни в эти места.
- Положите грелку поверх стальной пластины аппарата для хирургического воздействия, чтобы обеспечить тепловую поддержку.
- Подготовьте крючки для подготовки хирургической операции с прикрепленными пластиковыми трубками и хирургическими зажимами от комаров, чтобы затем натянуть ткань для хирургического воздействия.
- Снимите пробку пластикового шприца объемом 10 мл с мужским люэровским концом и отрежьте проксимальный конец шприца. Вставьте дистальную часть в вентиляционный мешок, как показано на рисунке, и герметично запечатайте его, накрыв термоусадочной трубкой и подав мягкое тепло с помощью лабораторной горелки (Рисунок 1D-F).
- Укоротите и скосите различные размеры внутривенных катетеров и введите направляющую проволоку из набора артериального лидера-катетеризатора с гибким концом проволоки на кончике в катетер, наиболее подходящий для соответствующего размера животного (предположительно 14 G) для последующей техники Сельдингера22,23 во время интубации (рис. 1G, H).
Рисунок 1: Экспериментальная установка. (A) Сложенная канюля, соединенная с перфузионной трубкой, используемой в качестве крючка для хирургической подготовки. (B) Подготовительный крючок с зажимом, расположенный в металлическом фиксирующем стержне. (В) Успокоенное животное до вмешательства. (Г) Вентиляционный мешок от неонатологии. (Э-Ж) Герметичное крепление шприца Luer-lock на вентиляционный мешок с помощью термоусадочной трубки. (G) Укороченные и скошенные внутривенные катетеры разных размеров с направляющей проволокой из артериального лидер-катетера для техники Сельдингера. (H) Окончательное строительство по индивидуальному заказу. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
2. Анестезия и анальгезия
- Обезболите крысу лекарством по выбору.
Примечание: Здесь анестезию и обезболивание устанавливали с использованием кетамина 10% (100 мг/мл), ксилазина 2% (20 мг/мл), карпрофена 50 мг/мл и изофлурана. В качестве исходных растворов для применения использовали разведение ксилазина и карпрофена в соотношении 1:10.- Индуцируйте анестезию, поместив животное в индукционную камеру, наполненную 100% кислородом со скоростью притока 5 л/мин, дополненной 4% (v) изофлурана с помощью испарителя.
- После достижения потери сознания извлеките животное из индукционного бокса и введите ему (внутримышечно) 100 мг/кг кетамина и 4 мг/кг ксилазина.
Примечание: Это соответствует 40 мг кетамина (0,4 мл исходного раствора) и 1,6 мг ксилазина (0,08 мл исходного раствора или 0,8 мл раствора 1:10) для животного в дозе 400 мг. - Поместите животное обратно в залитую изофлураном индукционную коробку до тех пор, пока не наступит эффект от внутривенной инъекции.
- Обеспечьте надлежащую глубину анестезии, проверив отсутствие реакции крысы на сильное пощипывание пальца ноги.
- Нанесите офтальмологическую мазь на глаза.
- Оценка и поддержание глубины анестезии во время операции.
- Когда наркотические эффекты, по-видимому, уменьшаются с течением времени (примерно каждый час), вводите животному дополнительно 50 мг/кг кетамина и 1 мг/кг ксилазина. Это соответствует 20 мг кетамина (0,2 мл исходного раствора) и 0,4 мг ксилазина (0,2 мл раствора 1:10) для животного в дозе 400 мг.
- Обеспечьте дополнительную анальгезию перед торакотомией с помощью внутриканального введения 5 мг/кг карпрофена с массой тела. Это соответствует 2 мг карпрофена (0,04 мл исходного раствора или 0,4 мл раствора 1:10) для животного в дозе 400 мг.
3. Хирургическая подготовка (Рисунок 2)
- Насытите кровообращение животного кислородом, предлагая ингаляцию 100% кислорода через трансназальную неонатальную маску (рисунок 2A).
- Через 5 минут переключитесь с трансназальной неонатальной маски на конструкцию неонатального вентиляционного мешка с мужским пластиковым наконечником Luer-lock, как описано выше, и подайте кислород в избытке с помощью кончика шприца, расположенного близко к носовому кончику животного (рис. 2B).
- Выполните средний разрез кожи грудного отдела грудного отдела по желаемой длине и обнажите операционное место с помощью крючков для подготовки к операции (рис. 2C, D).
- Продвигайте препарат путем тупого рассечения тонкими ножницами через шейную фасцию. Обнажите грудино-ключично-сосцевидную и подъязычную мышцы и латерализируйте срединную подъязычную мышцу вправо после рассечения левой боковой мембраны (рис. 2E-G).
- Выполните тупое рассечение по направлению к трахее и туннелирование трахеи с помощью зажимов оверхолта (Рисунок 2H-I).
- Перевязайте трахею с помощью петли силиконового сосуда и дважды перестройте дистальный отдел трахеи с помощью полифиламентного шва для последующей фиксации эндотрахеальной канюли (рис. 2J-N).
Рисунок 2: Подготовка трахеи. (А) Вдыхание кислорода через маску. (B) Переключитесь с маски на шприц Luer-lock с наружной резьбой для подачи кислорода. (В) Разрез кожи грудного отдела. (D) Подготовка через шейную фасцию. (E) обнажение грудино-ключично-сосцевидной мышцы и подъязычной мышцы. (F) Латерализация срединной подъязычной мышцы. (G) Тупое расслоение по направлению к трахее. (H) туннелирование трахеи с помощью оверхолтовых зажимов. (I) Перевязывание трахеи с помощью петли силиконового сосуда. (Дж-Н) Каудальная двойная строповка трахеи с использованием полифиламентного шва для последующей фиксации эндотрахеальной канюли. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
4. Процедура интубации (Рисунок 3)
- Каудально удлиняют трахею с помощью атравматичных плоскогубцев (рис. 3A, B).
- Выполните частичный разрез трахеи с углом окружности 180° с помощью ножниц (рисунок 3C-F).
- Введите в трахею направляющую проволоку Сельдингера с гибким концом (рисунок 3G-H) и затем введите модифицированный внутривенный катетер соответствующего обхвата в трахею, направляясь с помощью проволоки Сельдингера (рисунок 3I-N).
- Снимите провод Сельдингера (Рисунок 3O), подсоедините наконечник Luer-lock катетера для трахеи к модифицированному вентиляционному мешку и начните щадящую ручную вентиляцию легких с высокой частотой и низким дыхательным объемом (Рисунок 3P). Проводите ручную вентиляцию легких до тех пор, пока не была проведена срединная торакотомия и легкое не находится на виду.
- Завяжите ранее установленный фиксирующий шов скользящим узлом, чтобы избежать утечки воздуха и случайного удаления катетера (Рисунок 3Q-T).
Рисунок 3: Эндотрахеальная интубация с помощью трахеотомии. (A) Исходная ситуация после подготовки. (Б) Каудальное удлинение трахеи с помощью атравматичных плоскогубцев. (К-Ж) Частичный разрез трахеи на 180° окружности. (Г,Н) Введение в трахею направляющей проволоки Сельдингера. (И-М) Введение модифицированного внутривенного катетера в трахею под руководством проволоки Сельдингера. (Н-О) Снятие провода Сельдингера. (P) Люэровское соединение трахеального катетера с модифицированным вентиляционным мешком. (В-Т) Перевязывание ранее установленного фиксирующего шва во избежание случайного удаления катетера. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
5. Ручная вентиляция легких и срединная торакотомия (Рисунок 4)
- Начните срединную торакотомию от мечевидной кости с помощью ножниц с тупым и устойчивым материалом (рис. 4A, B) и продолжайте краниально через грудину. Всегда приостанавливайте вентиляцию на несколько секунд при продвижении ножниц в корнеру и при резке, чтобы избежать травмирования легкого (рисунок 4C-E).
- Получите доступ к грудной клетке с помощью крючков для подготовки к операции и удалите серозные мембраны средостения (рис. 4F-H).
- Продолжайте ручную вентиляцию легких с желаемой частотой и дыхательным объемом и расширяйте мониторинг (например, устанавливайте измерение внутриартериального артериального давления, устанавливайте центральный венозный или легочный артериальный катетер в зависимости от цели или соответствующего исследовательского вопроса) (Рисунок 4I-L).
Рисунок 4: Ручная вентиляция легких и срединная торакотомия. (А) исходная ситуация после интубации. (В-Е) Срединная торакотомия, начиная от мечевидного кость. (Ф-И) Грудная клетка с помощью крючков для хирургического препарирования. (J) Окончательная настройка во время вентиляции. (К-Л) процесс ручной вентиляции. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
6. Эвтаназия
- Добиться эвтаназии путем резкой острой кардиэктомии с помощью ножниц у глубоко обезболенного животного.
Результаты
Эндотрахеальная интубация с помощью трахеотомии и последующей торакотомии была выполнена у 10 самцов крыс (средний вес 405 ± 30 г) в связи с невыживаемостью. Процедура была выполнена ординатором-хирургом второго года. Успешность, определяемая выживаемостью в течение 20 минут интубации и вентиляции, составила 100%. Средняя продолжительность подготовки и процедуры интубации от разреза кожи до фиксации интубационной трубки составила 6:55 ± 0:53 мин (табл. 1).
| Количество используемых животных | 10 |
| Масса тела (среднее значение и стандартное отклонение) | 405 ± 30 г |
| Процент успешности интубации | 100% |
| Продолжительность процедуры (среднее и стандартное отклонение) | 6:55 ± 0:53 мин |
| Среднее насыщение кислородом | 96% |
| Минимальное насыщение кислородом | 92% |
Таблица 1: Репрезентативные результаты. Репрезентативные результаты протокола у 10 животных.
Сатурация контролировалась с помощью одноразового самоклеящегося пульсоксиметрического зонда на задней ноге и никогда не опускалась ниже 92%. Спонтанная вентиляция сдерживалась вплоть до разреза диафрагмы. Все крысы выжили в течение 20 минут, необходимых для проведения экспериментальных измерений, до преднамеренной эвтаназии путем резкой острой кардиэктомии (рис. 5).
Рисунок 5: Периферическое насыщение кислородом. Периферическая сатурация кислорода измеряется в течение всей продолжительности этой процедуры. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Обсуждение
Только в США около 110 миллионов крыс и мышей используются в экспериментах на животных вгод24. Несмотря на то, что достоверных статистических данных найти не удается, соответствующий процент из них будет получать поддерживаемую вентиляцию, особенно в области исследований легких и сердца, а также анестезиологии. Большинству из этих животных проводится неинвазивная эндооротрахеальная интубация, что влечет за собой ряд проблем. К ним относятся более медленные кривые обучения, более высокие показатели неудачных интубаций, большее количество повторных интубаций и связанные с ними респираторные осложнения, а также утечки из дыхательных путей25. Таким образом, неинвазивная интубация, как правило, требует более опытного исследовательского персонала, более передовых технологий, таких как волоконная оптика, капнометрия и аппараты искусственной вентиляции легких, а также больших финансовых и материальных ресурсов. Таким образом, весь аспект интубации является значимым фактором, имеющим отношение к последующему статистическому анализу и межиндивидуальной гетерогенности результатов. Тем не менее, неинвазивная эндооротрахеальная интубация часто является единственным возможным вариантом в лонгитюдных экспериментах.
Альтернативой является трахеостомия для необходимого долгосрочного доступа к трахее в продольных экспериментах или хирургическая трахеотомия для «одноразового использования» в экспериментах, не связанных с выживанием. В то время как протоколы микрохирургической техники трахеостомии у крыс доступны27, в настоящее время нет протоколов для эндотрахеальной интубации через трахеотомию на моделях крыс, не выживавших.
Таким образом, описанная в настоящем документе стандартизированная процедура эндотрахеальной интубации с помощью трахеотомии и последующей торакотомии у крыс представляет собой ценный метод для исследователей, занимающихся исследованиями, не связанными с выживанием. Эта процедура не требует ни квалифицированного персонала, ни обширной подготовки. Она имеет процент успешных интубации, который намного выше, чем эндооротрахеальная интубация, и позволяет проводить гораздо более контролируемые процедурные шаги.
К ограничениям представленных методик в основном можно отнести инвазивность процедуры и, как следствие, исключительную совместимость с экспериментами без выживания. Из-за больших дефектов кожи и мягких тканей, а также послеоперационного свища трахеи, экстубация и восстановление после этой процедуры невозможны и не рекомендуются, особенно в сочетании с торакотомией.
При устранении распространенных проблем, возникающих во время процедуры, мы хотели бы обратить внимание на следующие моменты и рекомендации: необходимо как можно тщательнее подготовить оборудование и лекарства. Экспериментатор должен провести тщательный контроль гемостаза с помощью тонкой подготовки и использования нетравматичных ватных палочек. Экспериментатор должен подготовить трахею длиной не менее 0,5 см, чтобы обеспечить достаточную подвижность, и использовать петлю силиконового сосуда, чтобы не потерять трахею после разреза, так как это может привести к аспирации и удушью, когда трахея теряется в глубине ткани из-за явления фона. Только частично надрезайте трахею одним четким взмахом ножниц. В идеале следует надрезать 180° окружности. Ниже этого значения интубация может привести к невозможности интубации. Выше это может привести к перелому трахеи с втягиванием обоих концов в глубину ткани и последующим удушьем. При наложении полифиламентного шовного материала для фиксации интубационной трубки следует использовать скользящий узел, чтобы обеспечить достаточную герметичность во избежание утечки воздуха или случайного смещения трубки и в то же время избежать непреднамеренного закрытия трубки. Если оставить проволоку Seldinger на месте во время наложения швов, можно избежать непреднамеренного закрытия. При проведении мануальной вентиляции легких с использованием вентиляционного мешка следует строго избегать баротравмы легкого большими дыхательными объемами. Вместо этого следует стремиться к легочной защитной, частой и малоприливной вентиляции, особенно если грудная клетка не была выполнена и объемы легких не могут быть оценены визуально.
Предлагая подробную и воспроизводимую методологию, этот протокол способствует стандартизации экспериментальных процедур, повышая надежность данных и сопоставимость между исследованиями. В результате, этот метод способствует совершенствованию научных методов в доклинических исследованиях, в конечном итоге повышая трансляционную актуальность результатов в области физиологии, фармакологии, хирургии и биомедицинских наук.
Раскрытие информации
Авторам нечего раскрывать.
Благодарности
Авторы выражают благодарность сервису хранения данных SDS@hd при поддержке Министерства науки, исследований и искусств земли Баден-Вюртемберг (MWK) и Немецкого научно-исследовательского общества (DFG) в рамках грантов INST 35/1314-1 FUGG и INST 35/1503-1 FUGG. Кроме того, авторы выражают благодарность за поддержку со стороны NCT (Национальный центр опухолевых заболеваний в Гейдельберге, Германия) в рамках структурированной программы постдоков и программы хирургической онкологии. Мы также отмечаем поддержку через государственные фонды, утвержденные Ландтаг Баден-Вюртемберг для Инновационного кампусного альянса Health + Life Science Alliance Heidelberg Mannheim в рамках структурированной программы постдоков для Александра Штюдье-Фишера: Искусственный интеллект в здравоохранении (AIH) - сотрудничество DKFZ, EMBL, Гейдельбергского университета, Университетской клиники Гейдельберга, Университетской клиники Мангейма, Центрального института психического здоровья, и Институт медицинских исследований Макса Планка. Кроме того, мы выражаем признательность за поддержку со стороны Института рака Гектора DKFZ при Университетском медицинском центре Мангейма. В качестве платы за публикацию мы выражаем признательность за финансовую поддержку со стороны Deutsche Forschungsgemeinschaft в рамках программы финансирования «Open Access Publikationskoste», а также со стороны Гейдельбергского университета.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| Ambu Spur II Одноразовый вентиляционный мешок для новорожденных | Meier Medizintechnik | 335 102 000 | Вентиляционный мешок |
| BD Microlance 3 канюли 20 г BD | BD (Beckton, Dickinson) | 301300 | Канюля |
| BD Microlance Discardit II 20 мл Шприц | BD (Beckton, Dickinson) | 300296 | Пластиковый шприц |
| Фиксирующие стержни | Legefirm | 500343896 | Камертоны, используемые в качестве y-образных металлических фиксирующих стержней |
| Термоусадочная трубка | Sekesoer | RSG-400 | Термоусадочная трубка |
| Внутривенный катетер | BD (Beckton, Dickinson) | 393230 | BD Venflon Pro Безопасный внутривенный катетер 14 G; укороченный с помощью ножниц; в качестве альтернативы можно использовать 16 G или 18 G |
| Пластиковая перфузорная трубка | M. Schilling GmbH | S702NC150 | Соединительная трубка COEX 150 см |
| Полифиламентный шовный материал | COVIDIEN | CL331 | Полифиламентный хирургический шовный материал рекомендуется с прочностью от 1 до 2; игла может быть удалена |
| Royal Gardineer Грелка Размер S, 20 Вт | Royal Gardineer | IP67 | Грелка Геолокальная проволока |
| Seldinger Направляющая проволока | VYGON | 115.798 | Металлическая направляющая проволока из набора артериальных лидеркатов |
| Силиконовая петля для сосуда стяжка | SERAG WIESSNER | SL26 | Силиконовая петля для сосуда 2,5 мм красный |
| Spraque Dawley rats | Janvier Labs | Самцы крыс весом 400 грамм | |
| Стальная пластина | Maschinenbau Feld GmbH | C010206 | Оцинкованная листовая пластина, 40 x 50 см, толщина 4,0 мм |
Ссылки
- Czigany, Z., et al. Limb remote ischemic conditioning of the recipient protects the liver in a rat model of arterialized orthotopic liver transplantation. PLoS One. 13 (4), e0195507(2018).
- Czigány, Z., et al. Improving research practice in rat orthotopic and partial orthotopic liver transplantation: A review, recommendation, and publication guide. Eur Surg Res. 55 (1-2), 119-138 (2015).
- Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. J Vis Exp. 73, e4376(2013).
- Jahshan, F., et al. A novel rat model for assessment of laryngotracheal injury following transoral intubation. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 113, 4-10 (2018).
- Lamoureux, L., Radhakrishnan, J., Gazmuri, R. J. A rat model of ventricular fibrillation and resuscitation by conventional closed-chest technique. J Vis Exp. 98, 52413(2015).
- Wang, Z., et al. Autoinducer-2 of streptococcus mitis as a target molecule to inhibit pathogenic multi-species biofilm formation in vitro and in an endotracheal intubation rat model. Front Microbiol. 7, 88(2016).
- Jahshan, F., et al. A novel rat model for tracheal mucosal damage assessment of following long term intubation. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 128, 109738(2020).
- Rivard, A. L., et al. Rat intubation and ventilation for surgical research. J Invest Surg. 19 (4), 267-274 (2006).
- Na, N., Zhao, D. Q., Huang, Z. Y., Hong, L. Q. An improved method for rat intubation and thymectomy. Chin Med J (Engl). 124 (17), 2723-2727 (2011).
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomed. 89 (3), 337-342 (2018).
- Fuentes, J. M., et al. Videoendoscopic endotracheal intubation in the rat: A comprehensive rodent model of laparoscopic surgery. J Surg Res. 122 (2), 240-248 (2004).
- Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
- Lazopoulos, A., et al. Open thoracotomy for pneumothorax. J Thorac Dis. 7 (S1), S50-S55 (2015).
- Rendell, V. R., Giamberardino, C., Li, J., Markert, M. L., Brennan, T. V. Complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation. J Vis Exp. 94, 52152(2014).
- Thomas, J. L., et al. Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope. J Vis Exp. 86, 50269(2014).
- Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. J Vis Exp. 157, 60844(2020).
- Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. 73, e50318(2013).
- Massick, D. D., et al. Quantification of the learning curve for percutaneous dilatational tracheotomy. Laryngoscope. 110 (2 Pt 1), 222-228 (2000).
- Giugliano, G., et al. Learning curve for translaryngeal tracheotomy in head and neck surgery. Laryngoscope. 111 (4 Pt 1), 628-633 (2001).
- Mort, T. C. Emergency tracheal intubation: Complications associated with repeated laryngoscopic attempts. Anesth Analg. 99 (2), 607-613 (2004).
- Hasegawa, K., et al. Association between repeated intubation attempts and adverse events in emergency departments: An analysis of a multicenter prospective observational study. Ann Emerg Med. 60 (6), 749-754.e742 (2012).
- Titu, I. M., Delaca, G. B., Teterea, F., Ciulic, S. A., Palade, E. Percutaneous tracheostomy using the Seldinger technique. Multimed Man Cardiothorac Surg. 2023, (2023).
- Garry, B. P., Bivens, H. E. The Seldinger technique. J Cardiothorac Anesth. 2 (3), 403(1988).
- Carbone, L. Estimating mouse and rat use in American laboratories by extrapolation from animal welfare act-regulated species. Sci Rep. 11 (1), 493(2021).
- Su, C. S., et al. Efficacious and safe orotracheal intubation for laboratory mice using slim torqueable guidewire-based technique: Comparisons between a modified and a conventional method. BMC Anesthesiol. 16, 5(2016).
- Clary, E. M., O'halloran, E. K., De La Fuente, S. G., Eubanks, S. Videoendoscopic endotracheal intubation of the rat. Lab Anim. 38 (2), 158-161 (2004).
- Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for tracheostomy in the rat. MethodsX. 5, 61-67 (2018).
Перепечатки и разрешения
