Методическая статья

Хирургическая модель одноступенчатых тканеинженерных уротелиальных трубок у минипигов

DOI:

10.3791/66936

⸱

5 июля 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery and Transplantation, Copenhagen University Hospital - Rigshospitalet, 2Laboratory of Tissue Engineering, Department of Clinical Medicine, University of Copenhagen, 3Laboratory of Tissue Engineering, Department of Women's and Children's Health, Karolinska Institutet, 4Department of Experimental Medicine, University of Copenhagen

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Тканеинженерные имплантаты для реконструктивной хирургии редко выходят за рамки доклинических испытаний из-за трудоемкого культивирования ex vivo , которое включает в себя сложные и дорогостоящие компоненты каркаса. Здесь мы представляем одноэтапную процедуру, предназначенную для отведения мочи с помощью доступного трубчатого каркаса на основе коллагена, содержащего аутологичные микротрансплантаты.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Реконструктивные операции часто осложняются нехваткой ткани для трансплантации. При лечении урогенитальных мальформаций традиционным решением является забор ткани желудочно-кишечного тракта для неортотопической реконструкции из-за ее изобилия для восстановления нормальной функции у пациента. Клинические исходы после перестройки нативных тканей в организме часто связаны со значительной заболеваемостью; Таким образом, тканевая инженерия обладает определенным потенциалом в этой области хирургии. Несмотря на значительные достижения, тканеинженерные каркасы до сих пор не стали действительной альтернативой хирургическому лечению, в основном из-за дорогостоящих и сложных требований к материалам, производству и имплантации. В этом протоколе мы представляем простой и доступный трубчатый каркас на основе коллагена, встроенный в аутологичные органоспецифические тканевые частицы, разработанный как канал для отведения мочи. Каркас создается во время первичной хирургической процедуры, состоит из общедоступных хирургических материалов и требует обычных хирургических навыков. Во-вторых, протокол описывает животную модель, предназначенную для оценки краткосрочных результатов in vivo после имплантации с возможностью внесения дополнительных изменений в процедуру. Данная публикация призвана продемонстрировать процедуру шаг за шагом, с особым вниманием к использованию аутологичной ткани и трубчатой формы.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

При пороках развития мочеполовой системы может потребоваться реконструктивная хирургия для восстановления функциональной анатомии, часто по жизненно важным показаниям 1,2. Традиционные хирургические подходы используют нативные ткани из других систем органов (таких как желудочно-кишечный тракт) для реконструкции деформированных или отсутствующих органов; Однако часто с риском развития тяжелых послеоперационных осложнений 3,4. В случае отведения мочи у пациентов с нейрогенной дисфункцией мочевого пузыря, нуждающихся в длительной катетеризации, для создания мочевого каналачасто используется аппендикс или измененные сегменты тонкой кишки 5,6. Тканевая инженерия предлагает альтернативную ткань для трансплантации, которая может быть адаптирована в соответствии с особенностями органа, тем самым минимизируя послеоперационную заболеваемость пациентов 7,8. В то время как скаффолды различных видов могут быть имплантированы сами по себе, было показано, что дополнительная клеточная обработка скаффолда, предпочтительно с помощью аутологичных клеток, улучшает регенеративные результаты после имплантации 9,10,11,12,13,14. Тем не менее, тканеинженерные каркасы часто состоят из сложных и дорогостоящих компонентов, а во-вторых, требования к культивированию клеток ex vivo и посеву скаффолдов являются трудоемкими и ресурсоемкими. Эти факторы препятствовали клинической трансляции тканеинженерных каркасов, несмотря на несколько десятилетий исследований в этой области. Снижая сложность, а также финансовые и материальные требования, тканеинженерные каркасы могут быть внедрены в современную хирургию в широком масштабе, решая как редкие, так и более распространенные процедуры.

Коллаген ранее был признан жизнеспособной платформой для клеточного роста и, кроме того, действует как благоприятный биоадгезив при прикреплении клеток или тканей к каркасу для хирургической имплантации 15,16,17. Периоперационная аутологичная микропластика позволяет обойти необходимость культивирования клеток ex vivo путем забора интересующей ткани во время первичной процедуры и ее непосредственной реимплантации. За счет измельчения резецированной ткани на более мелкие частицы увеличивается площадь поверхности и потенциал роста, что позволяет увеличить коэффициент расширения на каркасе18. Каркас на основе коллагена не прилипает конкретно к урогенитальной реконструкции, но теоретически может применяться к нескольким областям реконструкции полых органов.

В данной рукописи мы представляем как протокол построения трубчатого каркаса, сочетающего коллаген со встроенными аутологичными уротелиальными микрографатами, так и модель минипига, оценивающую техническую осуществимость и безопасность, а также регенеративную эффективность каркаса in vivo. Модель была оценена на 10 взрослых самках минипиг с использованием протокола и метода, представленных здесь. Основным преимуществом скаффолда является простота конструкции и одноэтапная имплантация, избавляющая пациента от нескольких последующих хирургических вмешательств. Процедура может быть выполнена в обычных хирургических условиях обычным хирургическим персоналом и требует стандартного оборудования и материалов. Животная модель позволяет создать контролируемую среду для изучения имплантации, в то время как животное легко возвращается к нормальному поведению, с дополнительной возможностью внесения изменений в каркас и процедуру.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот эксперимент был проведен в аккредитованном AAALAC экспериментальном центре в соответствии с европейским законодательством о лабораторном использовании животных и после получения этического разрешения, выданного Министерством продовольствия и сельского хозяйства Дании (No 2022-15-0201-01206).

1. Хирургическое вмешательство

  1. Подготовка животных
    1. Задержите самку взрослого геттингенского минипига не менее чем за 12 часов до операции.
    2. Подготовьте операционный стол со всей стерильной посудой, как описано ниже.
    3. Для взрослых минипигов стандартного размера усыпляют животное внутримышечно в дозе 1,0-1,4 мл/10 кг раствором 125 мг золазепама и 125 мг тилетамина, взвешенных в 1,25 мл кетамина (100 мг/мл), 6,25 мл ксилазина (20 мг/мл), 1,25 мл метадона (10 мг/мл) и 2 мл буторфанола (10 мг/мл) (далее именуемые седативной смесью).
    4. Выполните эндотрахеальную интубацию под визуальным контролем. Подтвердите анестезию по жизненно важным показателям и тестированию глаз и межпальцевых рефлексов. Применяют офтальмологическую мазь двусторонне.
    5. Установите двусторонние катетеры в ушные вены и выдержите анестезию пропофолом (10-15 мг/кг/ч) и фентанилом (5-15 мг/кг/ч).
    6. Вставьте мочевой катетер на 8 Fr и заполните мочевой пузырь 250 мл физиологически умеренного изотонического раствора с помощью шприца с люэровским замком соответствующего размера.
    7. Поместите свинью в положение лежа на спине, затем выровняйте и почистите брюшную полость. После еще двух раундов очистки кожи с помощью 70% этанола обрамляйте операционное поле стерильной драпировкой.
  2. Забор тканей и имплантация хирургического каркаса
    1. Проведите стандартную нижнюю срединную лапаротомию со скальпелем и прижиганием, разделяя кожу, мышцы и брюшину, и подтяните внутрибрюшинный мочевой пузырь к ране.
    2. Проведите профилактический гемостаз на передней стенке мочевого пузыря и иссеките полностеночный сегмент размером 2см2 , оставив проксимальное отверстие 1см2 и закрыв оставшуюся стенку мочевого пузыря быстро рассасывающимся плетеным беговым швом.
    3. Тщательно рассеките слой слизистой оболочки резецированного образца и измельчитеобразец слизистой оболочки размером 2 см 2 на 1 мм2 микрографта для заделки каркаса (описано ниже в разделе 2).
    4. После завершения каркаса анастомозируйте трубчатую конструкцию до оставшегося отверстия на передней стенке мочевого пузыря с помощью медленно рассасывающегося монофиламентного бегового шва.
    5. Используйте брюшинный лоскут из лобковой связки, чтобы залатать трубчатый каркас, и поместите внутрипросветную пробку для антеградной толстой кишки (ACE) 14 Fr в трубчатый каркас.
    6. Перевяжите дистальный конец кондуита с помощью медленно рассасывающегося монофиламентного шва 4-0, чтобы предотвратить вытекание мочи, и введите в общей сложности 250 мл стерильного физиологического раствора с помощью шприцев через катетер мочевого пузыря для подтверждения проходимости анастомоза.
    7. Тупо рассеките трансфасциальный канал латерально до средней линии, на 2-3 см каудально к каудальной молочной железе с правой стороны, и поместите кондуит в подкожный карман. Зафиксируйте дистальный канал двумя чрескожными нерезорбируемыми монофиламентными швами, чтобы отметить место на уровне кожи.
    8. Закройте переднюю мышечную фасцию мышцы живота медленно рассасывающимся беговым швом из мононити, адаптируйте подкожный слой с помощью быстро рассасывающегося плетеного бегового шва и закройте кожу нерезорбируемым беговым швом из мононити.
    9. После прекращения анестезии экстубируйте животное и наблюдайте за ним в конюшне до тех пор, пока оно полностью не сможет передвигаться и безопасно пить и есть.

2. Конструкция строительных лесов

  1. Подготовка композитных лесов
    1. Перед операцией (максимум за 2 ч) приготовьте жидкий раствор коллагена типа I типа17. Вкратце, добавьте 4:1 из 10x минимальной незаменимой среды (MEM) в раствор коллагена и приблизьте pH к 7,4 с 1 M NaOH, и, наконец, добавьте 1x MEM, стремясь к конечной концентрации коллагена 1,64 мг/мл. Храните раствор в стерильном флаконе на льду до дальнейшего использования.
    2. После хирургической резекции тканей и измельчения вручную поместите частицы слизистой оболочки (т.е. микротрансплантаты) на подогнанную биоразлагаемую сетку размером 2 см x 6 см со скоростью расширения 1:6 (например,ткань слизистой оболочки размером 2 см 2 расширяется до сетки 12 см2 см) с помощью щипцов.
    3. Подготовьте стерильную прямоугольную стальную форму размером 1 см x 3 см x 6 см (высота x ширина x длина) поверх стерильной стальной пластины и поместите сетку в стальную форму микрографтами вверх. Аккуратно влейте 20 мл коллагенового раствора в форму, следя за тем, чтобы микротрансплантаты не смылись с сетки. Перенесите всю конструкцию в стерильную нагревательную камеру при температуре 38 °C и оставьте застывать на пять минут.
    4. После достаточного застывания наденьте гидрогель на нейлоновую сетку, лежащую на перфорированной стальной пластине, и аккуратно снимите форму.
    5. Удалите воду из гидрогеля, поместив нейлоновую сетку, а затем стальную пластину поверх геля, а затем пассивно сожмите грузом 120 г (в данном случае эквивалентным стальной форме, используемой для встраивания), помещенным поверх стальной пластины, на 5 минут.
    6. После компрессии сверните сплющенный каркас вокруг биоразлагаемого стента, микротрансплантаты обращены к стенту, размером 5 см x 0,6 см (длина x внутренний диаметр), и зашите каркас на месте в продольном направлении с помощью медленно рассасывающегося монофиламентного бегущего шва. Готовый кондуит теперь готов к хирургической имплантации.

3. Послеоперационное ведение

  1. Обезболивание и антибиотикопрофилактика
    1. Вводите бупренорфин (0,05-0,1 мг/кг/8 ч внутривенно) в течение первых 3 дней, мелоксикам (0,4 мг/кг/сут внутримышечно или перорально) в течение первых 4 дней, триметоприм (2,7 мг/кг/сут внутримышечно или 4,2 мг/кг/сут перорально) и сульфадоксин (13,3 мг/кг/сут внутримышечно или 20,8 мг/кг/сут перорально) в течение первых 5 дней. Вводите внутримышечные инъекции после операции, пока животное еще находится под наркозом.
    2. Содержание животных в одном помещении позволяет избежать обгрызания наружных вен, катетеров и шовного материала. Обеспечить визуальный контакт с соседними минипигами через окна из плексигласа и возможность контакта рылом между загонами. Ежедневно предоставляйте свежую солому и сено, а также игрушки и воду в неограниченном количестве и кормите два раза в день.
    3. Ежедневно следите за естественным поведением животных, пищевыми привычками, выработкой мочи и стула, а также еженедельно оценивайте массу тела.
    4. По окончании периода наблюдения (6 недель) животным вводят 1-1,4 мл/10 кг внутримышечно седативной смеси и прекращают полетальную инъекцию пентобарбитала (100 мг/кг внутривенно).

4. Оценка вскрытия

  1. Общая анатомия
    1. После заделки рассеките дистальный канал на уровне кожи и снимите пробку ACE. Закройте мочеиспускательный канал пластиковым зажимом и введите 250 мл контрастного раствора йогексола в соотношении 1:20 в изотоническом растворе через отверстие дистального канала с помощью катетера.
    2. Оцените животное с помощью 64-срезового компьютерного томографа. Визуализируйте изображения с помощью мультипланарной реконструкции и анализируйте все изображения с помощью программного обеспечения для обработки медицинских изображений.
    3. Проведите эндоскопическое исследование мочевого пузыря и просвета кондуита с помощью гибкого цистоскопа 16,2 Fr через нативную уретру.
    4. Резецируйте кондуит в блоке, тщательно оценивая любые грубые анатомические данные. Кроме того, следует резецировать биопсию мочевого пузыря по всей стенке с запасом 2 см к кондуитному анастомозу и проводить аналогичную обработку для получения референсных значений.
  2. Гистологическая обработка
    1. Зафиксируйте вырезанный образец в 10% формалине на 24 ч.
    2. Разделите кондуит ортогонально с помощью скальпеля на отдельные участки одинакового размера проксимального, медиального и дистального сегментов кондуита. Обезвоживайте образцы с возрастающей концентрацией этанола и погружайте их в парафин перед срезом микротома.
    3. Срезы 5 мкм окрашивают гематоксилином и эозином (H&E) и панцитокератином CK-AE и сканируют с помощью цифрового гистологического сканера предметного стекла.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании расширение уротелиальной ткани in vivo достигается в трубчатом каркасе на основе коллагена. Путем встраивания каркаса в аутологичные частицы ткани, собранные и обработанные периоперационно, процедура позволяет провести одноэтапную имплантацию каркаса без необходимости сопутствующего иммуносупрессивного лечения после операции. Хирургическое вмешательство возможно за счет укрепления каркаса биоразлагаемой сеткой и стентом (Рисунок 1). После 6 недель наблюдения макроскопическая оценка тканей не выявила признаков отторжения хозяина или инфекции, а трубчатый каркас является открытым и беспрепятственным (Рисунок 2). При гистологическом исследовании виден многослойный люминальный эпителий уротелиального происхождения, покрывающий весь каркас, а остатки армирующего биоматериала все еще видны через 6 недель (Рисунок 3).

figure-results-1
Рисунок 1: Строительство и имплантация каркаса. Ткань мочевого пузыря рассекается периоперационно (вверху слева). Измельченные микротрансплантаты слизистой оболочки расширяются на хирургическую сетку (вверху посередине) и встраиваются в затвердевший коллаген (вверху справа). Коллаген сжимается для выведения воды, и готовится стент (внизу слева). Каркас трубчатый вокруг стента, а внутрь стента (внизу посередине) помещается стопор ACE. Мочевой пузырь частично закрывается, и конструкция окончательно встраивается в мочевой пузырь в месте первоначального иссечения ткани (внизу справа). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Макроскопическая оценка скаффолда. Через 6 недель животное усыпляют, а скаффолт (стрелку) рассекают на уровне кожи (вверху слева). Мочевой пузырь заполняется контрастным веществом (желтый цвет) и проводится компьютерная томография для оценки проходимости кондуита (стрелка) и признаков образования стриктур (вверху справа). Цистоскопия проводится через мочеиспускательный канал для оценки мочевого пузыря и анастомоза (стрелка) через 6 недель (внизу слева). Кондуит еще раз проверяется на проходимость путем введения катетера (стрелки) через внешнее отверстие в мочевой пузырь (внизу справа). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Микроскопическая оценка скаффолда. Резецированный кондуит фиксируется, и выполняются ортогональные поперечные срезы для оценки кондуита в проксимально-дистальном направлении. Через 6 недель просвет канала (1) оценивается для подтверждения эпителизации (увеличенный верх). Остатки биоразлагаемого стента (2) и сетчатых материалов (увеличенное дно) все еще видны в этом месте. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот протокол представляет собой простую и доступную технику для будущих реконструктивных операций. Общим недостатком тканевой инженерии, включая аутологичную экспансию клеток, являются дорогостоящие и существенные подготовительные шаги, необходимые перед хирургической имплантацией. Аутологичная микротрансплантация может упростить многие из этих этапов и потенциально позволяет проводить одноэтапные процедуры. Путем аутотрансплантации сложных гистологических образований индуцируется прорегенеративная паракринная сигнализация18. В предыдущих исследованиях мы убедились, что микротрансплантаты сами по себе уязвимы к физической среде, если они не прикреплены соответствующим образом к каркасу15,19. Коллаген был изучен как жизнеспособная среда для расширения тканей in vitro и был выбран для нашей цели из-за его благоприятной биосовместимости и коммерческой доступности. Представленный здесь композитный каркас ранее был оптимизирован в ходе экспериментов in vitro, оценивающих вариации встраивания микротрансплантата и концентрации коллагена20,21,22. Перед тестированием in vivo свойства каркаса в отношении проницаемости, биомеханики и деградации были оценены in vitro20. Кроме того, расширение тканей на основе каркаса in vivo было ранее валидировано на моделях грызунов и кроликов21,22.

Хирургическая модель была выбрана для оценки трубчатой версии каркаса, имитирующей клинические условия отведения мочи при нейрогенной дисфункции мочевого пузыря у детей или подростков. Важнейшие этапы включают точную диссекцию микротрансплантатов слизистой оболочки и поддержание влажной среды с момента резекции до закладки каркаса. Еще одним важным этапом является правильное затвердевание гидрогеля; Тщательное пипетирование коллагена гарантирует, что внутри геля не образуются пузырьки воздуха, а правильные настройки температуры и составные растворы гарантируют, что гель правильно затвердеет. Неполучение застывшего геля повысит риск расслоения коллагена и отслоения микротрансплантата. Что касается хирургической части, осторожное обращение во время имплантации имеет решающее значение, чтобы избежать повреждения микротрансплантатов из-за механической травмы или диссоциации. Перед закрытием брюшной полости следует тщательно решить проблему проходимости жидкости путем инсуффляции мочевого пузыря жидкостью.

Ограничения метода включают в себя толщину каркаса, который интуитивно имеет верхние пределы в отношении диффузии питательных веществ из внешней среды к микротрансплантатам. С другой стороны, уменьшение толщины каркаса может привести к неоправданно высокой проницаемости и утечке мочи. Наш текущий состав основан на предыдущих оценках in vitro , где сравнивали регенерацию клеток при различных концентрациях коллагена20. Микротрансплантация аутологичных тканей также опирается на здоровую ткань трансплантата, что делает текущую процедуру непригодной для злокачественных заболеваний, когда риск ретрансплантации рака не может быть должным образом исключен23; Тем не менее, текущий метод был разработан для случаев с функциональными нарушениями мочеиспускания, когда это не считается риском. Несмотря на то, что модель имитирует несколько этапов из клинических условий (т.е. процедуру аппендиковезикостомии), в этом эксперименте не используется полностью функциональная стома для отведения мочи, поскольку кондуит лигируется дистально. Кроме того, поскольку клинические осложнения могут возникать на протяжении всей жизни, 6-недельный период наблюдения может дать ограниченные знания о конкретных исходах стриктур и недержания. Таким образом, дополнительное 6-месячное наблюдение может быть добавлено к исследованию после анастомозирования зажившего канала до уровня кожи.

Перспектива этого метода связана с простой конструкцией, обеспечивающей универсальное применение в случае, если микротрансплантат, происходящий из ткани и поддерживающий биоматериал, заменяется другими соответствующими альтернативами. Эти компоненты могут быть модифицированы в соответствии с конкретными для органов целями, связанными с прочностью, эластичностью и биодеградацией каркаса. Наконец, доступность и невысокая стоимость обеспечивают воспроизводимость и расширенный перевод техники.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы выражают признательность сотрудникам Департамента экспериментальной медицины (AEM) Копенгагенского университета за помощь в планировании и проведении операций и содержания животных, а также компании ELLA-CS, s.r.o, Градец Кралове, Чешская Республика, за предоставление биоразлагаемых стентов по индивидуальному заказу, использованных в исследовании. Финансовую поддержку оказали Шведское общество медицинских исследований, Фонд Promobilia, Фонд Rydbeck, Фонд Samariten, Фонд педиатрического здравоохранения, Фонд Frimurare Barnhuset в Стокгольме и Фонд Novo Nordisk (NNFSA170030576).

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
10x MEMGibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, US2517592Коллагеновый препарат
1x MEMGibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, US2508924Коллагеновый препарат
Ambu aScope 4 CystoAmbu A/S, Ballerup, DK1000682507Цистоскоп
Aquaflush ACE стопперAbena, Taastrup, DKACE12/220501ACE стоппер
Borgal vet inj opl 200 + 40 мг/млCeva Animal Health A/S510460Sulfonamide/Trimethoprim
Bupaq multidose vet 0,3 мг/млSalfarm Danmark A/S, DK 502763Бупренорфин
Butomidor vet 10 мг/млSalfarm Danmark A/S, DK 531943Buthorphanol
Comfortan vet inj 10 мг/млDechra Veterinary Products A/S, DKметадон
Ethilon suture 3-0Ethicon, Johnson & Джонсон, Нью-Брансуик, СШАSGBCXVМононить нерезорбируемая
фентанил inj 50 & микро; г/мл(хамель)Hameln Pharma ApS, DK432520Фентанил
Кетадор ветеринар 100 мг/млSalfarm Danmark A/S, DKКетамин
Метакам 20 мг/мл т.скот/свинья/лошадьBoehringer Ingelheim Animal, DE6443Мелоксикам
Метакам пероральная суспензия свиней 15 мг/млBoehringer Ingelheim Animal, DE482780Meloxcicam
OmnipaqueGF Healthcare, Осло, NO16173849Контраст для КТ
Панцитокератин CK-AEDAKO Agilent, СШАGA053Клон AE1/AE3
PDS шовный материал 3-0Ethicon, Johnson & Джонсон, Нью-Брансуик, СШАSEMMTQМонофиламент медленно-рассасывающийся
проленовый шовный материал 4-0Ethicon, Johnson & Джонсон, Нью-Брансуик, СШАPGH187Мононить нерезорбируемая
Propolipid t.inj/inf 10 мг/млFresenius Kabi, DK21636Пропофол
Коллаген крысиного хвоста типа IFirst Link Ltd, Вулверхэмптон, Великобритания60-30-8102,06 мг/мл белка в 0,6% уксусной кислоте
Suprim vet  20 + 100 мг (Раствор для использования в питьевой воде)Dechra Veterinary Products A/S, DK33661Сульфаниламид/Триметоприм
SX-ELLA Разлагаемый билиарный стент DVELLA-CS, Trebes, CZS23000056-01ø 6 мм x 60 мм
Викрил сеткаEthicon, Johnson & Johnson, Нью-Брансуик, СШАVM1208Mesh
Vicryl шовный материал 4-0Ethicon, Johnson & Джонсон, Нью-Брансуик, СШАSMBDGDR0Плетеный быстрорезорбируемый
Xysol vet inj 20 мг/млScanVet Animal Health A/S, DK54899Xylazine
Zoletil 50 vet plv/sol t.inj 25 + 25 мг/млVirbac Danmark A/S, DK 568527тилетамин и золазепам
492312 115727

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Surer, I., Ferrer, F. A., Baker, L. A., Gearhart, J. P. Continent urinary diversion and the exstrophy-epispadias complex. J Urol. 169 (3), 1102-1105 (2003).
  2. Cranidis, A., Nestoridis, G. Bladder augmentation. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 11 (1), 33-40 (2000).
  3. Atala, A., Bauer, S. B., Hendren, W. H., Retik, A. B. The effect of gastric augmentation on bladder function. J Urol. 149 (5), 1099-1102 (1993).
  4. Husmann, D. A. Mortality following augmentation cystoplasty: A transitional urologist's viewpoint. J Pediatr Urol. 13 (4), 358-364 (2017).
  5. Mitrofanoff, P. Trans-appendicular continent cystostomy in the management of the neurogenic bladder. Chir Pediatr. 21 (4), 297-305 (1980).
  6. Leslie, B., Lorenzo, A. J., Moore, K., Farhat, W. A., Bägli, D. J., Pippi Salle, J. L. Long-term followup and time to event outcome analysis of continent catheterizable channels. J Urol. 185 (6), 2298-2302 (2011).
  7. Horst, M., Eberli, D., Gobet, R., Salemi, S. Tissue engineering in pediatric bladder reconstruction-The road to success. Front Pediatr. 7, 91(2019).
  8. Ajalloueian, F., Lemon, G., Hilborn, J., Chronakis, I. S., Fossum, M. Bladder biomechanics and the use of scaffolds for regenerative medicine in the urinary bladder. Nat Rev Uro. 15 (3), 155-174 (2018).
  9. Dorin, R. P., Pohl, H. G., De Filippo, R. E., Yoo, J. J., Atala, A. Tubularized urethral replacement with unseeded matrices: what is the maximum distance for normal tissue regeneration. World J Uro. 26 (4), 323-326 (2008).
  10. El Kassaby, A. W., AbouShwareb, T., Atala, A. Randomized comparative study between buccal mucosal and acellular bladder matrix grafts in complex anterior urethral strictures. J Urol. 179 (4), 1432-1436 (2008).
  11. Casarin, M., et al. Porcine small intestinal submucosa (SIS) as a suitable scaffold for the creation of a tissue-engineered urinary conduit: Decellularization, biomechanical and biocompatibility characterization using new approaches. Int J Mol Sci. 23 (5), 2826(2022).
  12. Casarin, M., et al. A novel hybrid membrane for urinary conduit substitutes based on small intestinal submucosa coupled with two synthetic polymers. J Funct Biomater. 13 (4), 222(2022).
  13. Drewa, T. The artificial conduit for urinary diversion in rats: a preliminary study. Transplant Proc. 39 (5), 1647-1651 (2007).
  14. Liao, W., et al. Tissue-engineered tubular graft for urinary diversion after radical cystectomy in rabbits. J Surg Res. 182 (2), 185-191 (2013).
  15. Reinfeldt Engberg, G., Lundberg, J., Chamorro, C. I., Nordenskjöld, A., Fossum, M. Transplantation of autologous minced bladder mucosa for a one-step reconstruction of a tissue engineered bladder conduit. Biomed Res Int. 2013, 212734(2013).
  16. Ajalloueian, F., Nikogeorgos, N., Ajalloueian, A., Fossum, M., Lee, S., Chronakis, I. S. Compressed collagen constructs with optimized mechanical properties and cell interactions for tissue engineering applications. Int J Biol Macromol. 108, 158-166 (2018).
  17. Chamorro, C. I., Zeiai, S., Engberg, G. R., Fossum, M. Minced tissue in compressed collagen: A cell-containing biotransplant for single-staged reconstructive repair. J Vis Exp. (108), e53061(2016).
  18. Juul, N., et al. Insights into cellular behavior and micromolecular communication in urothelial micrografts. Sci Rep. 13 (1), 13589(2023).
  19. Reinfeldt Engberg, G., Chamorro, C. I., Nordenskjöld, A., Fossum, M. Expansion of submucosal bladder wall tissue in vitro and in vivo. Biomed Res Int. 2016, 5415012(2016).
  20. Juul, N., Ajalloueian, F., Willacy, O., Chamorro, C. I., Fossum, M. Advancing autologous urothelial micrografting and composite tubular grafts for future single-staged urogenital reconstructions. Sci Rep. 13 (1), 15584(2023).
  21. Willacy, O., Juul, N., Taouzlak, L., Chamorro, C. I., Ajallouiean, F., Fossum, M. A perioperative layered autologous tissue expansion graft for hollow organ repair. Heliyon. 10 (3), e25275(2024).
  22. Chamorro, C. I., et al. Exploring the concept of in vivo guided tissue engineering by a single-stage surgical procedure in a rodent model. Int J Mol Sci. 23 (20), 12703(2022).
  23. Casarin, M., Morlacco, A., Dal Moro, F. Bladder substitution: The role of tissue engineering and biomaterials. Process. 9 (9), 1643(2021).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи