Методическая статья

Разработка неосложненной модели легкой черепно-мозговой травмы, модифицированной методом Weight-Drop и подтвержденной методами магнитно-резонансной томографии

DOI:

10.3791/67011

⸱

11 апреля 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biomedical Imaging and Radiological Sciences, National Yang Ming Chiao Tung University, 2Department of Medical Imaging and Radiological Sciences, College of Medicine, Chang Gung University, 3Department of Medical Imaging and Intervention, Chang Gung Memorial Hospital at Linkou

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В данной работе мы представляем протокол для создания животной модели закрытой черепно-мозговой травмы, воспроизводящей нейроимиджевый исход неосложненной легкой черепно-мозговой травмы с сохраненной структурой мозга в острой фазе и долгосрочной атрофией мозга. Продольная магнитно-резонансная томография является основным методом, используемым для получения доказательств.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Легкая черепно-мозговая травма (ЧМТ), известная как сотрясение мозга, составляет более 85% травм головного мозга во всем мире. В частности, неосложненная ЧМТ с отрицательными результатами при рутинной клинической визуализации в острой фазе препятствует раннему и надлежащему лечению этих пациентов. Было признано, что различные параметры воздействия могут влиять на развитие последующих нейропсихологических симптомов после ЧМТ и даже ускорять их. Тем не менее, связь параметров удара во время сотрясения мозга с исходом подробно не изучалась. В настоящем исследовании была подробно описана и продемонстрирована животная модель с закрытой черепно-мозговой травмой (ЧС), модифицированная на основе парадигмы травмы при снижении веса. Взрослые самцы крыс Спрэг-Доули (n = 20) были случайным образом распределены в группы ОМС с различными параметрами воздействия (n = 4 в группе). В течение 50-дневного периода исследования проводились продольные исследования МРТ, включая Т2-взвешенную визуализацию и диффузионно-тензорную визуализацию, а также последовательные поведенческие оценки, такие как модифицированная оценка неврологической тяжести (mNSS) и тест ходьбы по лучу. Иммуногистохимическое окрашивание по поводу астроглиоза проводили на 50-е сутки после травмы. Худшие поведенческие показатели наблюдались у животных после повторяющейся ВСН по сравнению с группой с одной травмой и симуляцией. При использовании продольной магнитно-резонансной томографии (МРТ) в течение 24 ч после травмы не наблюдалось значительного ушиба головного мозга. Тем не менее, атрофия коры головного мозга и изменение фракционной анизотропии коры головного мозга (ЖК) были продемонстрированы на 50-е сутки после травмы, что свидетельствует об успешной репликации клинической неосложненной ЧМТ. Наиболее важным является то, что изменения в нейроповеденческих исходах и особенностях изображения, наблюдаемые после ЧМТ, зависели от количества ударов, интервалов между травмами и выбранного места удара у животных. Эта модель мЧМТ in vivo в сочетании с доклинической МРТ дает возможность исследовать повреждение головного мозга в масштабе всего мозга. Это также позволяет исследовать биомаркеры визуализации, чувствительные к ЧМТ, с различными параметрами воздействия и уровнями тяжести.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Легкая черепно-мозговая травма (ЧМТ) в первую очередь наблюдается у спортсменов, занимающихся контактными видами спорта, ветеранов вооруженных сил и лиц, попавших в дорожно-транспортные происшествия1. На его долю приходится более 85 % всех зарегистрированных травм головы2. Обширная этиология ЧМТ и ее растущая глобальная заболеваемость подчеркивают включение ЧМТ в качестве предварительного фактора риска развития нейродегенеративного заболевания с поздним началом в окружающей среде3. Неосложненная легкая ЧМТ характеризуется оценкой комы по шкале Глазго (GCS) 13-15, при этом при компьютерной томографии (КТ) или магнитно-резонансной томографии (МРТ) структурных аномалий не наблюдается. Общие симптомы, испытываемые пациентами с неосложненной ЧМТ, включают головные боли, головокружение, тошноту или рвоту, а также усталость. Тем не менее, лонгитюдная оценка исходов после неосложненной ЧМТ представляет собой значительную проблему из-за высокой частоты выбывания пациентов4.

Опасения по поводу повторяющихся ЧМТ возросли, особенно в сообществе профессиональных спортсменов Национальной футбольной лиги (НФЛ), что впоследствии повысило осведомленность среди непрофессиональных спортсменов5. Предполагается, что уязвимость мозга увеличивается после первоначальной ЧМТ, а последующие инсульты потенциально могут усугубить исход травмы. Недавние результаты, полученные в самой большой когорте доноров мозга футболистов, не только указывают на причастность предыдущего участия в футболе в тяжести хронической травматической энцефалопатии (ХТЭ), но и предполагают корреляцию между различными факторами, связанными с футболом, и риском и тяжестью ХТЭ6. Следовательно, растет обеспокоенность по поводу влияния количества сотрясений мозга и повторяющегося режима на исход травм. В доклинических исследованиях изучались невропатологические изменения, нейровоспалительный каскад и нейропсихологические нарушения после повторяющихся ЧМТ с использованием различных моделей закрытой черепно-мозговой травмы (ЧС) 7,8,9,10,11,12,13,14 . Тем не менее, исследование параметров удара на неосложненной модели ЧМТ, которая может близко имитировать повторяющиеся сотрясения головы, связанные со спортом, приводящие к функциональным нарушениям в острой фазе и атрофии мозга в хронической фазе, не было хорошо изучено.

Диффузионно-тензорная визуализация (DTI), метод оценки диффузии молекул воды, широко используется в исследованиях эффектов mTBI. Фракционная анизотропия (FA), ключевой показатель, полученный на основе DTI, количественно оценивает степень когерентности диффузии воды и предоставляет информацию о структурной организации аксонов и пучков нервных волокон. Предложено возмущение значений FA в белом веществе (WM) после mTBI в различных моделях 8,10,11,15,16,17. Кроме того, осевая диффузия (АД) и радиальная диффузия (РД), указывающие на целостность аксонов и миелина, изменялись после ЧМТ в доклинических исследованиях 10,15,16,18,19,20. Тем не менее, расхождения в результатах DTI между предыдущими исследованиями, вероятно, связаны с различиями в тяжести mTBI, различиями в параметрах воздействия, различными моделями mTBI и непоследовательными временнымиточками наблюдения после травмы.

Таким образом, текущий документ по протоколу направлен на создание животной модели ЧМТ, предназначенной для оценки кумулятивных эффектов однократной и повторяющейся ЧМТ. Мы включили комплексные и лонгитюдные оценки, включая оценку благополучия животных, поведенческих исходов, параметров DTI и объема коры головного мозга, чтобы зафиксировать динамические изменения после травмы и изучить влияние различных параметров воздействия. Демонстрируя как острые функциональные нарушения, так и долгосрочные микроструктурные изменения, эта модель эффективно воспроизводит ключевые особенности неосложненной ЧМТ, которые не были полностью учтены в предыдущих исследованиях на животных. В данной работе мы предоставили подробный протокол разработки неосложненной модели мЧМТ с использованием модифицированного метода отбрасывания массыс закрытой головкой 8,11 и проведения продольной оценки после мЧМТ.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Исследование проводилось в соответствии с рекомендациями Национальных институтов здравоохранения Guidelines for Animal Research (Руководство по уходу и использованию лабораторных животных) и Animal Research: Reporting In Vivo Experiments. Все эксперименты на животных были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) Национального университета Ян Мин Чао Тунг. Двадцать животных были случайным образом распределены в 5 групп (n = 4 в группе): (i) одиночный удар в сенсомоторную кору (SMCx/одиночный), (ii) двойной удар в SMCx с интервалом в 1 час (SMCx/2 удара/1 ч), (iii) двойной удар в SMCx с интервалом в 10 мин (SMCx/2 удара/10 мин), (iv) двойной удар в центральный мозг с интервалом в 1 ч (Центральный/2 удара/1 ч), и (v) фиктивная группа с только хирургическим вмешательством, но без воздействия непосредственно на голову, для оценки лонгитюдного исхода (Рисунок 1). Следует отметить, что интервалы между травмами, выбранные для этого исследования (интервалы 1 час против 10 минут), были разработаны таким образом, чтобы имитировать повторяющиеся субконтузионные удары 8,10,11,13,21, которые могут быть до тысячи раз в течение одного сезона, испытываемые спортсменами, занимающимися контактными видами спорта 22,23.

1. Индукция закрытой черепно-мозговой травмы (ЧС)

ПРИМЕЧАНИЕ: Взрослые самцы крыс породы Спрэг-Доули в возрасте от 10 до 12 недель и весом более 250 г содержатся в 12/12-часовом цикле свет/темнота с ограниченным доступом к пище и воде.

  1. Поместите крысу в небольшую индукционную камеру и обезболите ее смесью изофлурана (5%) и медицинского воздуха (2,5-3 л/мин). Вынимайте крысу из камеры до тех пор, пока она не перестанет реагировать на щипок лапой или хвостом.
  2. Положите крысу на грелку.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Включите грелку во время операции, чтобы поддерживать температуру тела крыс.
  3. Поместите крысу на стереотаксическую раму и закрепите ее зубчатым стержнем. Вводите изофлуран в концентрации 2% с помощью подключенного носового конуса с медицинским воздухом со скоростью потока 1,5-2 л/мин для поддержания во время операции.
  4. Расположите ушные планки. Убедитесь, что крыса расположена по центру и симметрична на стереотаксической раме.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все хирургические процедуры должны выполняться в асептических условиях. Инструменты были стерилизованы перед операцией с помощью парового автоклава, а их наконечники были дополнительно стерилизованы стерилизатором с шариками во время процедуры. Чтобы предотвратить заражение, на животное была наложена хирургическая простыня. Хирург носил шапочку, чтобы закрывать волосы, маску, чтобы закрывать лицо, и был экипирован лабораторным халатом и хирургическими перчатками вовремя процедуры.
  5. Приложите датчик пульсоксиметра к задней лапе животного для контроля частоты дыхания, частоты сердечных сокращений, уровня кислорода в крови, температуры тела животного.
  6. Введите 1 мл/кг массы тела лидокаина (20 мг/мл) подкожно в шею крысы в качестве анальгетика.
  7. Нанесите крем для удаления волос на голову животного и подождите 3 минуты. Сотрите крем тампонами из 70% изопропилового спирта.
  8. Очистите выбритый участок несколько раз с помощью стерильного ватного тампона, смоченного в йоде. Удалите остатки йода с помощью ватного тампона, смоченного в 70% этаноле.
  9. Сделайте разрез по средней линии длиной примерно 2-2,5 см на выбритой коже с помощью стерильного хирургического лезвия для доступа к поверхности черепа.
  10. Удалите ткань на кости с помощью ватного диска, чтобы обнажить череп. Очистите поверхность черепа с помощью ватного тампона, смоченного в 0,9% физрастворе, затем очистите ее сухим ватным диском.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Швы черепа, а также брегма и лямбда теперь могут быть легко идентифицированы.
  11. Определите брегму в качестве опорной точки для дальнейшего определения зоны падения на основе координат.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В этом протоколе для индукции CHI используются два набора координат: (-2,5,-2,0) (2,5 мм латерально 2,0 мм позади брегмы) на вершине сенсомоторной коры (SMCx), а также (0,-3,0) на вершине центрального мозга (центральном).
  12. Определите выбранные координаты на поверхности черепа и зацементируйте круглый шлем из нержавеющей стали (диаметром 10 мм и толщиной 1 мм) над обозначенным участком с помощью стоматологического цемента. Снимите грелку и пульсоксиметр.
  13. Переместите стереотаксическое устройство и крысу на подъемном столе (длина 14 см, ширина 8 см и глубина 6,15 см) под ударный элемент CHI.
  14. Приподнимают тело крысы с помощью поролоновой губки (19 см в длину, 10 см в ширину и 4 см в глубину, плотностью 18 кг/м3 ).
  15. Снимите крысу с ушных планок стереотаксической рамки. Держите крысу неподвижно на зубном стержне, соединенном с носовым конусом, поставляя 2% изофлуран. Убедитесь, что голова и тело выровнены в рострально-каудальном направлении.
  16. Отрегулируйте подъемный стол так, чтобы между ударником CHI и шлемом не было места. Выключите изофлуран за 5 с непосредственно перед ударом.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для уточнения выпрямляющего рефлекса вследствие черепно-мозговой травмы проводили временное прекращение приема изофлурана25.
  17. Сбросьте латунь весом 600 г с высоты 1 м через трубу из нержавеющей стали (высота 1 м с внутренним диаметром 20 мм для очистки колонны от грузов из нержавеющей латуни) к закрепленному ударному элементу с круглым наконечником, направленным на металлический шлем.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Животные в фиктивной группе не испытали удара, так как латунная капля была выпущена без контакта со шлемом на голове крысы.
  18. Опустите подъемный стол. Снимите крысу со стереотаксической рамки и положите крысу в лежачем положении на грелку.
  19. Запишите время выпрямляющего рефлекса, то есть время, когда животное пытается перейти из положения лежа на спине в положение лежа26,27.
    Примечание: Животные, подвергшиеся повторяющемуся воздействию ЦИ, были снова обезболены за 3 минуты довторого удара . Для животных в группе SMCx/double/10 min, которые вовремя не вернулись в положение лежа, соответствующее время рефлекса выпрямления было зарегистрировано как 420 с.
  20. После записи выпрямляющего рефлекса снова обезболите крысу изофлураном, используя шаг 1.1.
  21. Обездвижите крысу с помощью стереотаксической рамки, используя шаг 1.2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: После подтверждения устойчивости шлема на верхней части столба, повторите шаги 1.13-1.17 еще раз для выполнения2-го удара.
  22. Снимите шлем. Удалите всю соединительную ткань и цемент с верхней части черепа.
  23. Накройте череп стоматологическим цементом и дайте ему высохнуть. Убедитесь, что стоматологический цемент жесткий и твердый, с помощью задней части пинцета.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Стоматологический цемент был нанесен на верхнюю часть черепа для устранения артефактов восприимчивости, вызванных взаимодействием череп-воздух или череп-кровь между черепом и кожей головы после операции.
  24. Закройте разрез с помощью 4-0 нейлоновых хирургических нитей с 4-5 независимыми узлами.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рана составляет примерно 2-2,5 см в длину. Следите за тем, чтобы хирургические швы не имели капиллярного действия и были изготовлены из шелка или нейлонового материала. Не зашивайте разрез одним единственным узлом, чтобы предотвратить открытие раны из-за царапин животного.
  25. Нанесите на операционное поле антибиотики местного действия (крем Дерманест) для предотвращения инфекций.
  26. Введите 1 мл/кг массы тела карпрофена (50 мг/мл) подкожно в область шеи в качестве послеоперационного анальгетика.
  27. Поместите крысу в чистую клетку на грелку, пока она не придет в сознание. Как только крыса сядет прямо, верните ее в домашнюю клетку.
  28. Перорально вводите животному 5 мл ацетаминофена (24 мг/мл), смешанного с 200 мл воды, ежедневно в качестве анальгетика в течение 3 дней подряд после операции.

2. Магнитно-резонансная томография (МРТ)

ПРИМЕЧАНИЕ: Т2-взвешенное изображение и диффузионно-тензорная визуализация проводятся с использованием последовательной системы ПЭТ/МРТ 7Т до ЦИ, а также через 1 и 50 дней после травмы (Рисунок 1). Базовую МРТ проводили в течение 1 недели до процедуры ОМС. Для оценки через 1 и 50 дней после ОМС поведенческие оценки проводились утром, а затем МРТ во второй половине дня в тот же день.

  1. Обезболивают крысу в небольшой индукционной камере, заполненной смесью изофлурана (5%) и медицинского воздуха (2,5-3 л/мин).
  2. Как только крыса перестанет реагировать на щипок лапой или хвостом, временно приостановите анестезию при переносе на колыбель животного в положении лежа головой вперед.
  3. Поместите крысу в держатель для головы, соединенный с носовым конусом, подающим 2% изофлуран с медицинским воздухом со скоростью потока 1,5-2 л/мин для обслуживания во время получения изображения.
  4. Зафиксируйте голову небольшим кусочком скотча, чтобы избежать движения во время сканирования.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Нанесите немного зубной пасты на голову крысы в первый день после ЧС, чтобы предотвратить артефакты магнитной восприимчивости из-за удаления кожи головы28,29.
  5. Подложите давящую подушку под грудную клетку крысы для контроля дыхания. Прикрепите зажимы оксиметра к задней конечности, чтобы контролировать частоту сердечных сокращений.
  6. Введите ректальный зонд для измерения ректальной температуры. Накрывайте крысу согревающим одеялом с циркуляцией теплой воды и тканевым обертыванием во время эксперимента для поддержания температуры тела.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На протяжении всего эксперимента следите за физиологическими условиями, включая частоту сердечных сокращений, частоту дыхания и прямую температуру. Перед сканированием проверьте все физиологические сигналы крысы, чтобы убедиться в качестве монитора жизненно важных показателей.
  7. Используйте лазерную систему позиционирования сканера ПЭТ/МРТ, чтобы отметить центр головы для точного выравнивания.
  8. Переместите животное в отверстие МРТ автоматически с помощью моторизованной системы транспортировки животных до тех пор, пока центр головы не совпадет с изоцентром сканера.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Моторизованная система транспортировки животных, интегрированная в систему ПЭТ/МРТ, обеспечивает точное позиционирование животного и оптимизирует рабочий процесс при переходе от одного метода визуализации к другому.
  9. Получите последовательность МРТ.
    1. Выполните первичную локализацию и общую корректировку.
    2. Используйте средний сагиттальный срез и выровняйте8-й срез от переднего с декузсацией передней спайки.
      Примечание: Корональные срезы расположены перпендикулярно горизонтальной плоскости, определяемой линией, соединяющей переднюю спайку и основание мозжечка, что соответствует углу приблизительно 15° относительно длинной оси мозолистого тела. Ключевыми параметрами сканирования T2-RARE для среднего сагиттального среза являются: время повторения (TR) = 2500 мс, время эхо-сигнала (TE) = 44 мс, поле зрения (FOV) = 3,5 см, размер матрицы = 256 256, толщина среза = 1 мм, количество срезов = 1, коэффициент RARE = 8, полоса пропускания = 75 кГц, количество средних значений = 1, время регистрации = 1 мин 20 с.
    3. Используйте быстрое получение с усилением релаксации (RARE) с подавлением жира и полосой насыщения под мозгом для получения Т2-взвешенных изображений для анатомического эталона (рис. 2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Основные параметры сканирования T2-RARE следующие: время повторения (TR) = 3600 мс, время эхо-сигнала (TE) = 40 мс, поле зрения (FOV) = 2 см, размер матрицы = 256 256, толщина среза = 1 мм, количество срезов = 16, фактор RARE = 8, полоса пропускания = 75 кГц, количество средних значений = 8, время регистрации = 7 мин 40 с.
    4. Используйте 4-зарядный спин-эхо EPI для получения изображений тензора диффузии (рис. 2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Основные параметры сканирования DTI: TR = 3000 мс, TE = 28 мс, поле зрения (FOV) = 2 см, размер матрицы = 96 96, толщина = 1 мм, количество срезов = 16, продолжительность импульса (δ) = 5 мс, время между двумя импульсами (Δ) = 15 мс, количество B0 = 5, количество направлений = 30, b-значение = 1000 с/мм3, ширина полосы = 150 кГц, число средних = 4, время сбора = 14 мин.
    5. Завершите протокол сканирования. Выдвиньте люльку животного из магнита. Извлеките животное из колыбели.
    6. Пересадите крысу в чистую клетку с грелкой под ней, чтобы поддерживать температуру ее тела. Верните крысу в ее домашнюю клетку, как только она придет в себя.
  10. Предварительная обработка изображений
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте MRtrix3, программное обеспечение для статистического параметрического картографирования (SPM) и пользовательские скрипты MATLAB для обработки и анализа данных.
    1. Устраните шумоподавление изображений DTI с помощью команды MRtrix3 (dwidenoise)30.
    2. Удалите артефакты звонка Гибба с изображений DTI с помощью команды MRtrix (mrdegibbs)30.
    3. Совмещайте регистрацию изображений DTI с T2-взвешенными изображениями одного объекта на продольном сканировании с помощью функций SPM (spm_coreg.m и spm_powell.m).
    4. Выполните удаление черепа на Т2-взвешенных изображениях, вручную контурируя область мозга срез за срезом, с последующим удалением пикселей с интенсивностью ниже вычисленного порога, определенного методом31 Оцу (пользовательский скрипт MATLAB thr_otsu2.m).
    5. Провести межсубъектную корегистрацию среди животных одной экспериментальной группы с использованием функций SPM (spm_coreg.m и spm_powell.m). Наложите маску мозга на соответствующие изображения DTI.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Снятие черепа выполняется для сокращения времени компьютерной обработки.
    6. Расчет тензорных карт на основе DTI (пользовательский скрипт MATLAB, tensormap.m).
    7. Расчет карт FA (пользовательский скрипт MATLAB, calFA.m)
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все пользовательские скрипты MATLAB доступны через следующую базу данных (https://doi.org/10.57770/9ZESXD).
  11. Анализ изображений-FA
    1. Нарисуйте области интереса (ROI) в коре головного мозга и мозолистом теле (CC) для трех последовательных срезов изображения под координатой CHI.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все показатели ROI были нарисованы вручную и визуально проверены на предмет грубых ошибок двумя опытными исследователями, не обращающими внимания на экспериментальные группы.
    2. Извлекайте и усредняйте значение FA из ROI.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для мозолистого тела под корой головного мозга пиксели со значениями FA < 0,35 были исключены из выбранного ROI для устранения эффектов частичного объема. Для коры головного мозга были набраны все пиксели со значениями FA < 0,35 в ROI.
  12. Анализ изображений-Volume
    1. Вручную нарисуйте ROI, охватывающие области коры головного мозга, для 11 последовательных срезов изображения при Брегме от -7 до +3 мм.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Все ROI были нарисованы вручную 2 опытными исследователями, ослепленными экспериментальными группами.
    2. Суммируйте общее количество пикселей ROI по срезам и преобразуйте их в объем, умножив толщину среза (1 мм).
    3. Нормализуйте объем коры головного мозга после ЧС с соответствующим объемом перед ЧС каждого животного.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Нормализуйте данные, чтобы устранить индивидуальные различия в объеме мозга у разных животных перед презентацией.

3. Оценка поведения

ПРИМЕЧАНИЕ: Поведенческие эксперименты проводятся с использованием теста на равновесие при ходьбе по лучу и мНСС до ОМС, а также через 1 и 50 дней после ЧСИ (Рисунок 1). Вся оценка проводилась как минимум двумя наблюдателями, чтобы обеспечить точность, непротиворечивость и объективность собранных данных.

  1. Тест на балансировку при ходьбе по лучу
    1. Включите видеокамеру и запустите таймер.
    2. Поместите крыс на одном конце бревна (3 см в глубину, 3 см в ширину, 80 см в длину и 60 см над полом).
    3. Остановите таймер, как только крыса совершит один круговой рейс, упадет или застынет в течение 3 минут.
      1. Во время эксперимента наблюдайте за состоянием животного для оценки с помощью mNSS 11,32,33,34. Следуйте следующим стандартам для оценки:
      2. Если крыса сохраняет равновесие при устойчивой позе на бревне, присвойте балл 0.
      3. Если крыса ухватилась за сторону луча, назначьте 1 балл.
      4. Если крыса упала с одной конечностью от бревна, назначьте 2 балла.
      5. Если крыса падает с оторванными двумя конечностями или вращается на бревне (>60 с), присвойте балл 3.
      6. Если крыса пытается балансировать на бревне, но падает (>40 с), присвойте балл 4.
      7. Если крыса пытается балансировать на бревне, но падает (>20 с), присвойте балл 5.
      8. Если крыса не пытается балансировать или висеть на бревне и падает в течение 20 с, присвойте балл 6.
      9. Если крыса не справляется с заданием, считайте, что она потратила максимум 3 минуты, и присвойте ему 6 баллов.
    4. Планируйте дни тестирования в определенные моменты времени.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Исключите крыс, не завершивших круговой ход по лучу в течение двух попыток до ЧС, из последующей операции и последующей поведенческой оценки.
  2. Модифицированная шкала неврологической тяжести (mNSS)
    ПРИМЕЧАНИЕ: оценка mNSS включает в себя двигательные тесты, сенсорные тесты, отсутствие рефлекса, аномальные движения, равновесие луча и ходьбу по полу 32,33, которые быстро выполнялись ежедневно.
    1. Проведите моторные тесты.
      1. Поднимите крысу за основание хвоста и наблюдайте за рефлексами ее конечностей в течение примерно 15 с, чтобы оценить правильное сгибание и разгибание.
      2. Если в передней конечности наблюдается нормальное сгибание, присвойте оценку 0. Если сгибания не наблюдается, присвойте балл 1.
      3. Если в задней конечности наблюдается нормальное сгибание, присвойте балл 0. Если сгибания не наблюдается, присвойте балл 1.
      4. Если голова перемещается на >10° к вертикальной оси в течение 30 с после поднятия крысы за хвост, присвойте оценку 0. Если нет, присвойте балл 1.
        ПРИМЕЧАНИЕ: В этом сеансе теста будет присвоено максимум 3 балла.
    2. Проведите тесты по постановке конечностей.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Тест на размещение проводится для оценки координации между сенсорной (зрительной, тактильной чувствительностью и проприоцепцией) и моторной функцией.
      1. Медленно опустите крысу к поверхности стола. Понаблюдайте, дотянулись ли лапы крыс и вытянулись ли они к поверхности.
      2. Если крысы вышли на поверхность с обеими конечностями и вперед, присвойте балл 0. Если есть задержка или нет ответа, присвойте балл 1.
      3. Положите крысу на поверхность и притяните лапу к краю стола. Понаблюдайте, возвращается ли его лапа в нормальное положение на поверхности стола.
      4. Если наблюдаются немедленные и нормальные реакции на размещение, присвойте балл 0. Если наблюдаются ответы с задержкой размещения, присвойте балл 1. Если ответа нет, присвойте балл 2.
        ПРИМЕЧАНИЕ: В этом сеансе теста будет присвоено максимум 3 балла.
    3. Наблюдайте за отражением отсутствия и ненормальных движений.
      1. Наблюдайте за покачиванием головой, чтобы оценить рефлекс ушной раковины при прикосновении к слуховому проходу ватным концом ватного тампона.
      2. Если наблюдается нормальный рефлекс, присвойте балл 0. Если рефлекса не наблюдается, присвойте балл 1.
      3. Оцените наличие роговичного рефлекса, прикоснувшись к роговице ватным концом ватного тампона.
      4. Если получен нормальный ответ, присвойте балл 0. Если реакция на моргание глазом не возникает, присвойте балл 1.
      5. Сделайте короткий и сильный хлопок в ладоши. Наблюдайте за наличием рефлекса испуга.
      6. Если наблюдается рефлекс, присвойте балл 0. Если рефлекса не наблюдается, присвойте балл 1.
      7. Понаблюдайте, есть ли у крысы судороги, миоклонус или миодистония.
      8. Если какой-либо из них возникает, присвойте балл 1.
        ПРИМЕЧАНИЕ: В этом сеансе теста будет присвоено максимум 4 балла.
    4. Проведите проверку балансировки луча, как описано ранее (шаг 3.1).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этом сеансе теста будет присвоено не более 6 баллов.
    5. Проведите тест на ходьбу по полу.
      1. Подготовьте арену для открытого поля (длина 75 см, ширина 50 см и глубина 40 см). Убедитесь, что он чистый и не имеет каких-либо предыдущих признаков запаха.
      2. Поместите крысу в центр арены открытого поля и наблюдайте, как крыса ходит по арене.
      3. Если крыса выполняет обычную прогулку, присвойте балл 0.
      4. Если крыса не может ходить прямо, присвойте ей 1 балл.
      5. Если крыса падает на паретическую сторону после того, как положила ее на пол, назначьте 3 балла.
        ПРИМЕЧАНИЕ: В этом сеансе теста будет присвоено максимум 3 балла.
    6. Суммируйте все баллы; Максимально возможный балл – 18.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Более высокий балл указывает на худший исход.

4. Иммуногистология

  1. Выполнение транскардиальной перфузии35.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Транскардиальная перфузия проводится после МРТ через 50 дней после ЧСН (Рисунок 1).
    1. Поместите крысу в небольшую индукционную камеру и обезболите ее изофлураном (5%) до тех пор, пока она не перестанет реагировать на щипание лапы или хвоста.
    2. Введите 50 мг/кг массы тела золетила (50 мг/мл) и 10 мг/кг массы тела ксилазина (Румпун, 23,32 мг/мл) через внутрибрюшинную инъекцию для глубокой анестезии.
    3. Поместите крысу в положение лежа на спине.
    4. Сделайте поперечный разрез примерно 4-5 см в длину под грудной клеткой с помощью ножниц.
    5. Найдите диафрагму и разрежьте ее, чтобы обнажить сердце.
    6. С помощью кровоостанавливающих щипцов пережимают легочную артерию, а затем делают разрез примерно 0,5-1 см в длину в правом предсердии.
    7. Подсоедините иглу к трубопроводу, прикрепленному к инфузионному насосу.
    8. Введите иглу в левый желудочек.
    9. Промойте животное с помощью транскардиальной перфузии (40 мл/мин) 500 мл 0,9% физиологического раствора до тех пор, пока кровь не станет прозрачной.
    10. Перфузируют животное через транскардиальную перфузию (40 мл/мин) 500 мл 4% параформальдегида (PFA) для фиксации.
    11. Удалите голову крысы и осторожно снимите мозговую ткань с черепа.
    12. Сохраняйте мозг в концентрации примерно 20 мл 4% PFA во флаконе в течение 48 часов для постфиксации.
  2. Выполнение обработки тканей и окрашивание ИГХ36,37.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Выполните иммуногистохимическое окрашивание фиксированных формалином и залитых парафином срезов тканей с использованием набора системы вторичного обнаружения иммунопероксидазы.
    1. Используйте фиксированные формалином и залитые парафином срезы ткани.
    2. Проведите депарафинизацию и обработайте предметные стекла 3%H2O2 для блокирования активности эндогенной пероксидазы. Выполните забор антигена с помощью цитратного буфера при 90 °C.
    3. Проводят иммуногистохимическое окрашивание с помощью набора системы вторичного обнаружения иммунопероксидазы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Процедуры окрашивания проводятся в соответствии с рекомендациями производителя.
    4. Используйте гематоксилин для противодействия окрашиванию образцов.
    5. Установите образцы с помощью реагента, препятствующего выцветанию.
    6. Используйте антитела к антиглиальному фибриллярному кислому белку (GFAP) для иммуногистохимического окрашивания.
    7. Получение изображений ROI с помощью сканера предметных стекол под световым микроскопом (рис. 6).

5. Статистический анализ поведения и имиджевых результатов

ПРИМЕЧАНИЕ: В данном исследовании был проведен статистический анализ в SPSS; Тем не менее, статистический анализ может быть выполнен и в других статистических инструментах.

  1. Загрузите данные в широком формате в файл SPSS *.sav.
  2. Проведите анализ дисперсии повторных измерений (ANOVA) для сравнения поведенческих (нормализованный вес, mNSS и продолжительность прогулки по лучу) и визуальных результатов (значения FA в коре головного мозга и CC) с течением времени среди групп.
    1. Нажмите кнопку Анализ > общей линейной модели > повторяющихся измерений.
    2. Назначьте имя в поле «Имя фактора внутри темы» (например, время) и поставьте «3» в поле «Количество уровней» (три уровня с разными временными точками последующего выполнения). Назначьте имя в поле Имя меры (например, mNSS) в диалоговом окне Повторяющиеся меры определяют факторы.
    3. Загрузите внутрисубъектные переменные (данные, полученные до, D1 и D50 после CHI), которые необходимо проверить, и укажите межсубъектный фактор (например, группы животных с различными параметрами воздействия) в диалоговом окне «Повторяющиеся измерения».
    4. Выберите метод Бонферрони в качестве апостериорного теста для фактора (например , групп животных) в диалоговом окне апостериорных множественных сравнений для наблюдаемых средних .
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы скорректировать множественные сравнения, ошибка I типа была скорректирована с помощью поправок Бонферрони (0,05/3) для сравнений с течением времени. Статистическая значимость была определена как p < 0,05 (с поправкой на SPSS).
  3. Проведите односторонний анализ ANOVA для сравнения рефлекса выпрямления и изменения объема коры головного мозга в группах.
    1. Нажмите кнопку Анализ > Сравнить средние значения > односторонней ANOVA.
    2. Загрузите переменные (рефлекс коррекции и изменение объема коры головного мозга) в список зависимых и группы в качестве фактора в диалоговом окне One-Way ANOVA .
    3. Выберите метод Бонферрони в качестве апостериорного теста в диалоговом окне One-Way ANOVA: Post Hoc Multiple Comparisons .
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для коррекции множественных сравнений ошибка I типа была скорректирована с помощью поправки Бонферрони (0,05/5) для сравнений между группами. Статистическая значимость была определена как p < 0,05 (с поправкой на SPSS).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

На рисунке 2 представлены продольные МРТ репрезентативного животного с симуляцией и повторяющейся ХСН в SMCx. На Т2-взвешенных изображениях через 1 и 50 дней после ЧИ не было обнаружено значительного перелома черепа или ушиба головного мозга. На картах ФА через 1 и 50 дней после ОМС не было обнаружено значительного отека или деформации ВМ. Все животные, подвергшиеся воздействию ОМС в этом исследовании, прожили весь эксперимент в течение 50 дней, продемонстрировав низкую смертность (0-5%)

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это исследование было направлено на создание животной модели неосложненной легкой черепно-мозговой травмы (ЧМТ) для оценки кумулятивных эффектов одиночных и повторяющихся травм, а также результатов воздействий на различные области мозга. Модель закрытой черепно-мозговой травмы (ЧЖ), адаптированная из парадигмы закрытой головы и потери веса, была разработана для имитации сотрясений мозга, которые обычно испытывают спортсмены и люди с защитными шлемами. Эта модель сводит к минимуму очагово...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет потенциальных конфликтов интересов, которые можно было бы раскрыть.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Эта работа была поддержана исследовательским грантом от Национального совета по науке и технике (NSTC) Тайваня (NSTC 113-2314-B-A49-047).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
АцетаминофенЦентр Лабораторий ИнкN02BE01
Антибиотики (крем Дерманест)Коммвелл Фармасьютиал Ко., Лтд49391
Буфер Antigen Retrival (100x Цитратный буфер)АбкамAB93678
Антитела к антиглиальному фибриллярному кислому белку (GFAP)Биомир Технолоджи, ИнкБС6460
БревноИзготовление на заказИзготовление на заказГлубина 3 см, ширина 3 см, длина 80 см и высота над полом 60 см
Поведенческий аппарат
Круглый шлемИзготовление на заказИзготовление на заказНержавеющая сталь, диаметр 10 мм, толщина 1 мм
Закрытая черепно-мозговая травма
Ударный элемент с закрытой головойИзготовление на заказИзготовление на заказТрубка из нержавеющей стали (высота 1 м с внутренним диаметром 20 мм), защищенный ударный элемент с круглым наконечником (нержавеющая сталь, диаметр наконечника 10 мм) на дне трубки, груз (нержавеющая сталь, 600 г). 
ФормалинБиомир Технолоджи, ИнкС72
Инструмент для газовой анестезии (испаритель)RWD Life Science Co.R580S Испарители и аксессуары для анестезии животных
ГематоксилинБиоман Научная Компания, Лтд17372-87-1
Иммуногистология
Комплект системы вторичного обнаружения иммунопероксидазыБио-Чек Лаборатории ЛтдК5007
Изофлуран Панион и Панион BF Biotech Inc.8547
ЛидокаинаСтеп Технолоджи Ко., ЛтдN01BB02
Сканер предметных стекол для светового микроскопаОлимпБХ63
МРТ-совместимая система мониторинга мелких животных и кабрированияSA InstrumentsМодель 1025 Комплект для мониторинга с дыхательной подушкой, электродами для ЭКГ и ректальным зондом 
МРТ
Операционный совет по МРТБрукерБиоспекПрограммное обеспечение Paravision 360.
Система МРТБрукерБиоспекПЭТ/МРТ сканер (ПЭТ инлайн), 7 Тл, 105 см  внутренний диаметр отверстия с набором градиентов. 
Арена с открытым полемИзготовление на заказИзготовление на заказ75 см в длину, 50 см в ширину и 40 см в глубину
ПульсоксиметрSTARR Life Sciences Corp. МышьОкс ПлюсМышь и Пульсоксиметр для крыс
Адаптеры для крысRWD Life Science Co.68021
Статистика SPSS 29IBMВерсия 29.0
Стереотаксическая рамаRWD Life Science Co.G1124901-001
Объемная катушкаБрукерБиоспекВнутренний диаметр 40 мм, приемопередатчик для радиочастотного возбуждения и приема сигнала.
КсилазинБайер Тайвань Компани Лтд
ЗолетилВирбакBN8M3YA

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Roozenbeek, B., Maas, A. I., Menon, D. K. Changing patterns in the epidemiology of traumatic brain injury. Nat Rev Neurol. 9 (4), 231-236 (2013).
  2. Sosin, D. M., Sniezek, J. E., Thurman, D. J. Incidence of mild and moderate brain injury in the United States, 1991. Brain Inj. 10 (1), 47-54 (1996).
  3. Hayes, J. P., et al. Mild traumatic brain injury is associated with reduced cortical thickness in those at risk for Alzheimer's disease. Brain. 140 (3), 813-825 (2017).
  4. Richter, S., et al. Handling of missing outcome data in traumatic brain injury research: A systematic review. J Neurotrauma. 36 (19), 2743-2752 (2019).
  5. Aungst, S. L., Kabadi, S. V., Thompson, S. M., Stoica, B. A., Faden, A. I. Repeated mild traumatic brain injury causes chronic neuroinflammation, changes in hippocampal synaptic plasticity, and associated cognitive deficits. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (7), 1223-1232 (2014).
  6. Mez, J., et al. Clinicopathological evaluation of chronic traumatic encephalopathy in players of American football. JAMA. 318 (4), 360-370 (2017).
  7. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. J Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  8. Cheng, C., Lu, C. F., Hsieh, B. Y., Huang, S. H., Kao, Y. J. Anisotropy component of DTI reveals long-term neuroinflammation following repetitive mild traumatic brain injury in rats. Eur Radiol Exp. 8 (1), 82(2024).
  9. Hoogenboom, W. S., Branch, C. A., Lipton, M. L. Animal models of closed-skull, repetitive mild traumatic brain injury. Pharmacol Ther. 198, 109-122 (2019).
  10. Hoogenboom, W. S., et al. Evolving brain and behaviour changes in rats following repetitive subconcussive head impacts. Brain Commun. 5 (6), fcad316(2023).
  11. Kao, Y. J., et al. Behavioral and structural effects of single and repeat closed-head injury. AJNR Am J Neuroradiol. 40 (4), 601-608 (2019).
  12. Yu, F., et al. Repetitive model of mild traumatic brain injury produces cortical abnormalities detectable by magnetic resonance diffusion imaging, histopathology, and behavior. J Neurotrauma. 34 (7), 1364-1381 (2017).
  13. Mountney, A., et al. Functional and molecular correlates after single and repeated rat closed-head concussion: Indices of vulnerability after brain injury. J Neurotrauma. 34 (19), 2768-2789 (2017).
  14. Prins, M. L., Alexander, D., Giza, C. C., Hovda, D. A. Repeated mild traumatic brain injury: mechanisms of cerebral vulnerability. J Neurotrauma. 30 (1), 30-38 (2013).
  15. Obenaus, A., et al. Progressive lifespan modifications in the corpus callosum following a single juvenile concussion in male mice monitored by diffusion MRI. bioRxiv. , (2023).
  16. Obenaus, A., et al. A single mild juvenile TBI in male mice leads to regional brain tissue abnormalities at 12 months of age that correlate with cognitive impairment at the middle age. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 32(2023).
  17. Soni, N., Mohamed, A. Z., Kurniawan, N. D., Borges, K., Nasrallah, F. Diffusion magnetic resonance imaging unveils the spatiotemporal microstructural gray matter changes following injury in the rodent brain. J Neurotrauma. 36 (8), 1306-1317 (2019).
  18. Clement, T., et al. Juvenile mild traumatic brain injury elicits distinct spatiotemporal astrocyte responses. Glia. 68 (3), 528-542 (2020).
  19. Tu, T. W., et al. Radiological-pathological correlation of diffusion tensor and magnetization transfer imaging in a closed head traumatic brain injury model. Ann Neurol. 79 (6), 907-920 (2016).
  20. Zamani, A., et al. White matter changes following experimental pediatric traumatic brain injury: an advanced diffusion-weighted imaging investigation. Brain Imaging Behav. 15 (6), 2766-2774 (2021).
  21. Lavender, A. P., et al. Repeated long-term sub-concussion impacts induce motor dysfunction in rats: A potential rodent model. Front Neurol. 11, 491(2020).
  22. Bailes, J. E., Petraglia, A. L., Omalu, B. I., Nauman, E., Talavage, T. Role of subconcussion in repetitive mild traumatic brain injury. J Neurosurg. 119 (5), 1235-1245 (2013).
  23. Nowak, M. K., et al. Neuro-ophthalmologic response to repetitive subconcussive head impacts: A randomized clinical trial. JAMA Ophthalmol. 138 (4), 350-357 (2020).
  24. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J Vis Exp. 47, e2586(2011).
  25. Dewitt, D. S., Perez-Polo, R., Hulsebosch, C. E., Dash, P. K., Robertson, C. S. Challenges in the development of rodent models of mild traumatic brain injury. J Neurotrauma. 30 (9), 688-701 (2013).
  26. Masse, I. O., et al. A novel and translational rat model of concussion combining force and rotation with in vivo cerebral microdialysis. J Vis Exp. (149), e59585(2019).
  27. Mychasiuk, R., et al. A novel model of mild traumatic brain injury for juvenile rats. J Vis Exp. (94), e51820(2014).
  28. Li, R., et al. Restoring susceptibility induced MRI signal loss in rat brain at 9.4 T: A step towards whole brain functional connectivity imaging. PLoS One. 10 (4), e0119450(2015).
  29. Mandeville, J. B., et al. Dynamic functional imaging of relative cerebral blood volume during rat forepaw stimulation. Magn Reson Med. 39 (4), 615-624 (1998).
  30. Braeckman, K., Descamps, B., Vanhove, C. Advanced diffusion imaging in the hippocampus of rats with mild traumatic brain injury. J Vis Exp. 150, e60012(2019).
  31. Otsu, N. A threshold selection method from gray-level histograms. Automatica. 11 (285-296), 23-27 (1975).
  32. Chen, J., et al. Therapeutic benefit of intravenous administration of bone marrow stromal cells after cerebral ischemia in rats. Stroke. 32 (4), 1005-1011 (2001).
  33. Li, Z., et al. Progesterone increases circulating endothelial progenitor cells and induces neural regeneration after traumatic brain injury in aged rats. J Neurotrauma. 29 (2), 343-353 (2012).
  34. Moreira, N., et al. Ivermectin reduces motor coordination, serum testosterone, and central neurotransmitter levels but does not affect sexual motivation in male rats. Reprod Toxicol. 74, 195-203 (2017).
  35. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. 65, e3564(2012).
  36. Kalman, M., Hajos, F. Distribution of glial fibrillary acidic protein (GFAP)-immunoreactive astrocytes in the rat brain. I. Forebrain. Exp Brain Res. 78 (1), 147-163 (1989).
  37. Takamiya, Y., Kohsaka, S., Toya, S., Otani, M., Tsukada, Y. Immunohistochemical studies on the proliferation of reactive astrocytes and the expression of cytoskeletal proteins following brain injury in rats. Brain Res. 466 (2), 201-210 (1988).
  38. Chary, K., et al. Microstructural tissue changes in a rat model of mild traumatic brain injury. Front Neurosci. 15, 746214(2021).
  39. Neale, K. J., et al. Repeated mild traumatic brain injury causes sex-specific increases in cell proliferation and inflammation in juvenile rats. J Neuroinflammation. 20 (1), 250(2023).
  40. Bolton-Hall, A. N., Hubbard, W. B., Saatman, K. E. Experimental designs for repeated mild traumatic brain injury: Challenges and considerations. J Neurotrauma. 36 (8), 1203-1221 (2019).
  41. Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. J Neurosurg. 80 (2), 291-300 (1994).
  42. Berman, R., et al. Loss of consciousness and righting reflex following traumatic brain injury: Predictors of post-injury symptom development (a narrative review). Brain Sci. 13 (5), 750(2023).
  43. LaPlaca, M. C., et al. Preclinical common data elements for traumatic brain injury research: progress and use cases. J Neurotrauma. 38 (10), 1399-1410 (2021).
  44. Shultz, S. R., et al. Clinical relevance of behavior testing in animal models of traumatic brain injury. J Neurotrauma. 37 (22), 2381-2400 (2020).
  45. Mandino, F., et al. Animal functional magnetic resonance imaging: Trends and path toward standardization. Front Neuroinform. 13, 78(2019).
  46. Kahriman, A., Bouley, J., Bosco, D. A., Shazeeb, M. S., Henninger, N. Differential association of baseline body weight and body-weight loss with neurological deficits, histology, and death after repetitive closed head traumatic brain injury. Neurosci Lett. 771, 136430(2022).
  47. Choi, S., et al. DTI at 7 and 3 T: systematic comparison of SNR and its influence on quantitative metrics. Magn Reson Imaging. 29 (6), 739-751 (2011).
  48. Yao, X., et al. Effect of increasing diffusion gradient direction number on diffusion tensor imaging fiber tracking in the human brain. Korean J Radiol. 16 (2), 410-418 (2015).
  49. Bielanin, J. P., Metwally, S. A. H., Paruchuri, S. S., Sun, D. An overview of mild traumatic brain injuries and emerging therapeutic targets. Neurochem Int. 172, 105655(2024).
  50. Kim, E., Yoo, R. E., Seong, M. Y., Oh, B. M. A systematic review and data synthesis of longitudinal changes in white matter integrity after mild traumatic brain injury assessed by diffusion tensor imaging in adults. Eur J Radiol. 147, 110117(2022).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи