Методическая статья

Модель обструктивного хронического панкреатита, установленная с помощью электрокоагуляции

DOI:

10.3791/67061

⸱

31 октября 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Gastroenterology, Changhai Hospital, Naval Medical University, 2National Key Laboratory of Immunity and Inflammation, Naval Medical University, 3College of Basic Medical Science, Naval Medical University, 4Department of Gastroenterology, Shanghai Pudong New Area Gongli Hospital Shanghai, 5Department of Gastroenterology. Affiliated Yueqing Hospital, Wenzhou Medical University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Настоящий протокол описывает новый подход к моделированию хронического обструктивного панкреатита, который включает в себя визуализацию протока поджелудочной железы и электрокоагуляцию протока поджелудочной железы для вызова обструкции протока поджелудочной железы.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Хронический панкреатит (ХП) — это тяжелое воспалительное заболевание, которое может разрушить поджелудочную железу, привести к диабету и увеличить риск развития рака поджелудочной железы, серьезно влияя на качество жизни пациентов. Решение проблемы ДЦП является важнейшим направлением исследований в гастроэнтерологии. Мы разработали новую животную модель, чтобы преодолеть ограничения существующих, используя 8-недельных самцов мышей C57BL/6.

После обнажения поджелудочной железы с помощью полостной операции на мышах под наркозом, мы пережали общий желчный проток рядом с печенью, чтобы предотвратить попадание в нее метиленового синего. Капилляр вводился в желчный проток для введения красителя, а после этого проток поджелудочной железы окрашивался. После визуализации протока поджелудочной железы поджелудочная железа была выбрана для электрокоагуляции в средней и нижней части 2/3 положения между общим желчным протоком и верхней панкреатодуоденальной артерией. Электрокоагуляцию прекращали, когда раствор для окрашивания в синий цвет не мог быть распознан. Затем брюшную полость закрывали, и мышей нормально поднимали. Через 7, 14, 21 и 28 дней после операции поджелудочную железу исследовали с помощью окрашивания HE, окрашивания по Массону и иммуногистохимии, а сыворотку крови анализировали на биохимические показатели. Патология через 14 дней близко соответствовала характеристикам хронического панкреатита, как и биохимические показатели сыворотки крови.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Хронический панкреатит (ХП) — тяжелое прогрессирующее воспалительное заболевание, приводящее к разрушению поджелудочной железы и проявляющееся в виде болей в животе и расстройств пищеварения. Со временем он может вызвать сахарный диабет и увеличить риск развития рака поджелудочной железы. Таким образом, создание животной модели ДЦП и разработка эффективных терапевтических стратегий имеют решающее значение.

Экзокринные ацинарные клетки поджелудочной железы продуцируют и секретируют большое количество пищеварительных ферментов. Когда регуляция органелл и белкового гомеостаза нарушается, это может привести к неправильной активации внутриклеточного трипсиногена, что в конечном итоге приводит к повреждению ацинарных клеток и развитию панкреатита1.

Предыдущие исследования показали, что мышиные модели, особенно индуцированные повторяющимися инъекциями церулеина 2 и хирургической перевязкой протоков поджелудочной железы 3,4, сыграли важную роль в изучении ЦП. Церулеин может вызывать острый панкреатит, который может перейти в хроническое состояние, но отсутствие у него специфической обструкции протоков поджелудочной железы ограничивает его клиническое значение в моделировании обструктивного панкреатита. Несмотря на то, что хирургическое лигирование лучше имитирует обструктивный характер ДЦП человека, оно является высокоинвазивным, сложным в выполнении и часто приводит к тяжелым системным последствиям, затрудняя изучение локализованных протоковых патологий.

Для устранения этих ограничений была предложена новая модель обструктивного ЦП с помощью электрокоагуляции. Подобно принципу перевязки протоков поджелудочной железы, она блокирует проток поджелудочной железы, но ее легче выполнить и она имеет более высокий процент успеха. Исследователи предположили, что радиочастотная абляция в главном протоке поджелудочной железы свиней является безопасным и эффективным методом индуцирования атрофии поджелудочной железы5, что также предполагает, что отрезание основного протока поджелудочной железы с помощью высокочастотной электрокоагуляции может привести к аналогичным эффектам. Этот метод включает в себя ретроградную пункцию протока поджелудочной железы и введение раствора метиленового синего для окрашивания протоков с последующей электрокоагуляцией для индуцирования локализованной обструкции протоков (Рисунок 1). Этот подход провоцирует воспаление и фиброз, имитируя обструктивный ДЦП человека, избегая при этом широко распространенной воспалительной реакции и системных осложнений. По сравнению с обычными моделями, модель электрокоагуляции имеет ряд преимуществ: она целенаправленно нацелена на протоки поджелудочной железы, снижает вариабельность и смягчает системные осложнения. Он обеспечивает более специфичный, воспроизводимый и разносторонний подход к пониманию механизмов, лежащих в основе обструкции протоков при ХП, и его роли в прогрессировании заболевания.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все описанные эксперименты на животных были одобрены Комитетом по использованию и уходу за животными Военно-морского медицинского университета. Убедитесь, что все хирургические материалы стерильны.

1. Лапаротомия

  1. Введите смесь кетамина (80 мг/кг) и ксилазина (10 мг/кг) через внутрибрюшинную инъекцию для индукции анестезии. Контролируйте глубину анестезии, оценивая потерю педального рефлекса и роговичного рефлекса. Вводите дополнительные дозы (20% от начальной дозы) по мере необходимости для поддержания адекватной анестезии во время процедуры. Подтвердите достаточную глубину анестезии путем защемления пальцев ног. Поместите животное на грелку для поддержания температуры тела.
  2. С помощью триммера сбрейте волосы (~2 см2 ) между грудью и нижней частью живота. Продезинфицируйте операционную область 3 раза, чередуя раунды хлоргексидина/йода и спирта.
  3. Прикрепите мышей к операционной пластине с помощью хирургического пластыря и наложите стерильные простыни.
  4. С помощью ножниц сделайте разрез длиной 2 см в центральной части живота, а затем разрез длиной 1 см между верхней частью живота и мечевидным отростком.

2. Локализация и обнажение поджелудочной железы

  1. С помощью абдоминального эспандера найдите область поджелудочной железы, где будет проводиться электрокоагуляция.
  2. С помощью стерильного ватного тампона определите двенадцатиперстную кишку с задней стороны левой верхней части живота, и поверните двенадцатиперстную кишку, чтобы визуализировать прозрачный желчный проток, соединяющий печень.

3. Прослеживание места операции

  1. Используйте микрососудистый зажим для временной окклюзии проксимального общего желчного протока и предотвращения утечки ретроградной инфузии в печень.
  2. Подсоедините полиэтиленовую трубку с внутренним диаметром 0,25 мм и внешним диаметром 0,35 мм к игле с наружным диаметром 0,25 мм. С помощью этого приспособления нужно вставить его вокруг ампулы. Нацельтесь на главный сосочковик двенадцатиперстной кишки и введите в него трубку. Введите катетер в желчный проток наполовину и прекратите введение.
  3. Запустите инфузионный насос и микропомпируйте 0,2% раствор метиленового синего (разведенный в 0,9% физиологическом растворе) в дозе 50 мкл/10 г в течение 2 мин со скоростью 50 мкл/мин. Проток поджелудочной железы постепенно станет синим.
  4. В конце сеанса вытащите полиэтиленовую трубку и снимите микрососудистый зажим.

4. Индукция процедуры электрокоагуляции

  1. С помощью стерильных ватных палочек зафиксируйте поджелудочную железу и направьте электрокоагуляционный нож на синюю часть для электрокоагуляции. Участок электрокоагуляции находится в середине и внизу на 2/3 между общим желчным протоком и верхней панкреатодуоденальной артерией.
    1. Для проведения данного исследования используют следующие рабочие параметры электрокоагуляции: напряжение: 220 В; материал электрода: чистая медь; Время лечения: лечение в положении поджелудочной железы в обходе кровеносных сосудов в течение 2-3 с, до тех пор, пока синий цвет метиленового синего отмеченного положения не будет заменен на желтый или коричневый после электрокоагуляции; Размер рабочей зоны: в зависимости от мышей, зона электрокоагуляции расположена на задней стенке поджелудочной железы. Выберите положение между общим желчным протоком и передней верхней панкреатодуоденальной артерией; температура: 300 °C.
  2. Прекращайте электрокоагуляцию, когда раствор для окрашивания в синий цвет не виден.
  3. Закройте живот 4-0 рассасывающимися швами, а кожу 4-0 неабсорбирующими монофиламентными полипропиленовыми швами. Между лапаротомией и наложением швов не должно проходить более 20 минут.
  4. Обрабатывайте контрольную группу так же, как и подопытных мышей, но следите за тем, чтобы инфузионные компоненты состояли только из метиленового синего. В контрольной группе (Шам) вводят инъекцию метиленового синего, но не проводят операцию по электрокоагуляции.

5. Сохранение животных в живых

  1. Для послеоперационного ухода за раной мыши после полостной операции ежедневно осматривайте разрез на предмет кровотечения или покраснения: если кровотечение возникло, слегка надавите стерильной марлей, чтобы остановить его, а затем смените повязку, а если есть покраснение, нанесите эритромициновую мазь один раз в день, одновременно принимая меры по предотвращению обгрызания раны мышью. Что касается обезболивания, введите карпрофен (5 мг/кг) через внутрибрюшинную инъекцию сразу после операции, затем один раз в 24 часа в течение 3 дней подряд.

6. Методы анализа

  1. Измеряют биохимические показатели сыворотки крови и наблюдают за патологическими изменениями в ткани поджелудочной железы на 7, 14, 21 и 28 сутки электрокоагуляции.
  2. Обезболите животное смесью кетамина (80 мг/кг) и ксилазина (10 мг/кг) путем внутрибрюшинной инъекции и соберите примерно 500 мкл крови через орбитальное сплетение.
  3. Аккуратно придерживайте кожу на спине, чтобы облегчить небольшое выступание глазного яблока.
  4. Поместите конец капилляра в уголок глаза и аккуратно введите его под глазное яблоко под углом примерно 30°-45°. Вращайте капилляр до тех пор, пока не начнет течь кровь.
  5. По окончании сбора держите веки закрытыми, слегка надавливая марлей.
  6. Центрифугируйте сыворотку (1 200 × г, 15 мин) и удалите надосадочную жидкость для определения амилазы, билирубина и гиалуроновой кислоты (шаг 6.10).
  7. Обезболите мышей кетамин-ксилазином, подтвердите, что они находятся в глубоком обезболивающем состоянии (без педального рефлекса или роговичного рефлекса), затем выполните вывих шейки матки для эвтаназии.
  8. Поместите усыпленных мышей на операционный стол при температуре 4 °C и с помощью ножниц и щипцов сделайте V-образный разрез брюшной стенки, чтобы обнажить брюшную полость. Удалите поджелудочную железу мышей и разделите орган на три части для окрашивания.
  9. Обработайте поджелудочную железу, зафиксировав ее в 4% растворе полиформальдегида и заделав в парафин. Парафиновые блоки поджелудочной железы разрезать на участки толщиной 0,5 мм и окрашивать их гематоксилином и эозином (HE), а также морилкой Массона для визуализации под световым микроскопом. Используйте залитую парафином ткань поджелудочной железы для иммуногистохимического анализа.
  10. Измерьте амилазу (U/дл), билирубин (ммоль/л) и гиалуроновую кислоту (μг/л) с помощью имеющихся в продаже наборов в соответствии с рекомендациями производителей.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Животные были разделены на контрольную группу (только инъекция метиленового синего для электрокоагуляции) и группу электрокоагуляции, всего по 20 мышей в каждой группе. Летальность составила 0% в контрольной группе и 15% в группе электросвертывания; Успешность сборки модели (количество живых моделей мышей) составила 71%. В каждой группе было отобрано по дюжине животных для патологоанатомической оценки. Три мыши в каждой группе были случайным образом отобраны на 7-й, 14-й,21-й и 28-й день для ПЭ, Массона и иммуногистохимического окрашивания. Процесс моделирования показан на рисунке 1. После трассировки метиленовым синим мы провели электрокоагуляцию расположения между общим желчным протоком и передней верхней панкреатодуоденальной артерией на поджелудочной железе мышей. Если зона электрокоагуляции выбрана в средней и нижней части позиции с площадью менее одной трети, эффект, скорее всего, не оправдает ожиданий. Однако, если он превышает 2/3, мыши, вероятно, умрут в течение 72 ч после электрокоагуляции, что, вероятно, связано с тяжелым острым панкреатитом, возникающим после полной блокировки протока поджелудочной железы.

Из этого делаем вывод, что на 14-е сутки после электрокоагуляции в поджелудочной железе мышей может наблюдаться гистологическое изображение хронического панкреатита (как показано на рисунке 1), который не полностью блокируется, а формируется после частичной закупорки протока поджелудочной железы. Ткань на 7-й день показала небольшой отек тканей, и в ткани не было признаков хронического панкреатита. На 14-е сутки окрашивание ткани поджелудочной железы методом ПЭ показало, что ацинарные клетки поджелудочной железы были рассеяны. На 21-е сутки степень воспаления ацинарных клеток в ткани поджелудочной железы постепенно восстанавливалась. На 28-е сутки наблюдались признаки обратного изменения патологических изменений в тканях (рис. 2). Это может быть связано с недостаточной электрокоагуляцией протоков поджелудочной железы во время процесса электрокоагуляции, а также с компенсаторным эффектом оставшегося протока поджелудочной железы после частичной обструкции протока поджелудочной железы.

Окрашивание по Массону показало, что степень фиброза в операционной группе была значительно более тяжелой, чем в симуляционной операционной группе. Иммуногистохимические показатели окрашивания col-1 и (альфа-гладкомышечного актина) СМА были выше (рис. 3). Наличие хронического панкреатита в ткани поджелудочной железы наблюдалось при патологоанатомическом анализе на 14-е сутки, а изменения до и после сравнивались с помощью окрашивания ПЭ только в последующем патологическом анализе. Благодаря анализу биохимических показателей сыворотки крови было обнаружено, что концентрации амилазы, билирубина и гиалуроновой кислоты в сыворотке крови были выше в группе электросвертывания, чем в контрольной группе, что указывает на начало хронического панкреатита (рис. 4).

figure-results-1
Рисунок 1: Схематическое изображение обструктивного хронического панкреатита, индуцированного электрокоагуляцией у мышей. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Окрашивание тканей поджелудочной железы гематоксилин-эозином с течением времени. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Окрашивание гематоксилин-эозином и массоном и иммуногистохимия поджелудочной железы. Сокращения: Col-1 = альфа-1 коллаген 1 типа; СМА = альфа-актин гладкой мускулатуры. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-4
Рисунок 4: Репрезентативные результаты сывороточных биохимических показателей мышей в разные периоды. (А) Концентрация гиалуроновой кислоты в сыворотке крови (мкг/л). (В) Концентрация билирубина в сыворотке крови (ммоль/л). (C) Концентрация амилазы в сыворотке крови (U/dL). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Риск и тяжесть панкреатита определяются как генетическими, так и экологическими факторами6. Полное излечение клинического панкреатита является целью гастроэнтерологии, и создание животных моделей является первым шагом. Существуют различные методы создания этих моделей, каждый из которых имеет свои преимущества и недостатки 7,8,9,10,11.

Хирурги использовали высокочастотную электрокоагуляцию для выполнения эндолюминальной термической абляции (ЭТА) в главном протоке поджелудочной железы для снижения экзокринной секреции поджелудочной железы, тем самым снижая частоту послеоперационных свищей поджелудочной железы (ППП) после панкреатодуоденальной (ПД)12. Это говорит о том, что метод термической абляции, вызывающей атрофию поджелудочной железы, внедрен в клиническую практику. Мы разработали новую модель обструктивного панкреатита с использованием метиленового синего для визуализации протока поджелудочной железы и его точной электрокоагуляции.

Для эксперимента были отобраны мыши-самцы C57BL/6 в возрасте 8 недель. У самок мышей есть репродуктивный цикл, и уровень гормонов в организме может оказывать влияние на экспериментальные данные. В возрасте 8 недель мыши были в расцвете сил со зрелыми органами тела и хорошим индексом здоровья жизни, а самцы мышей того же возраста были сильнее по размеру. В течение 1 месяца после операции наблюдения мы брали образцы поджелудочной железы мышей на 7, 14, 21 и 28 сутки; Результаты, полученные через 14 дней, в наибольшей степени соответствуют патологическим особенностям панкреатита.

У этого подхода есть несколько предостережений. Во-первых, общий желчный проток должен быть зажат как можно ближе к воротам печени, чтобы облегчить введение красителя в проток поджелудочной железы. Во-вторых, следует обратить внимание на скорость и время введения красителя метиленового синего в проток поджелудочной железы. Проток поджелудочной железы не может быть виден при слишком малом количестве раствора красителя, а слишком большое количество раствора красителя будет препятствовать определению местоположения основного протока поджелудочной железы в операционном поле. В-третьих, электрокоагуляция прекращалась, когда раствор синего окрашивания не был виден. В этих экспериментах хирургическое вмешательство проводится в области, обозначенной метиленовым синим красителем, потому что область поджелудочной железы мыши, которая подвергается электрокоагуляции, будет отличаться, поэтому метиленовый синий краситель используется для отслеживания протока поджелудочной железы. В-четвертых, любое кровотечение на поджелудочной железе во время операции должно быть немедленно остановлено. В то же время для разрезания поджелудочной железы следует использовать нож для электрокоагуляции. Если нож для электрокоагуляции по какой-либо причине прилип к поджелудочной железе, время электрокоагуляции следует продлить. Это самый распространенный способ предотвратить возникновение серьезных послеоперационных осложнений, вызванных поджелудочной утечкой.

Однако у этого метода есть и недостатки. Квалификация оператора напрямую влияет на исход эксперимента, а однородность операции на разных мышах влияет на вероятность успеха модели. Эта модель имитирует эффекты желчных камней или обструкции протоков поджелудочной железы, приводящие к повторным приступам острого панкреатита, которые в конечном итоге вызывают хронический панкреатит. Это может объяснить повышенный уровень билирубина. Таким образом, данная модель также может быть разработана в качестве модели острого панкреатита на основе степени электрокоагуляции. Ранние эксперименты на поджелудочной железе мышей через 3 дня после электрокоагуляции показали признаки острого панкреатита, но послеоперационные осложнения снизили вероятность успеха модели острого панкреатита. Однако нельзя исключать, что тепло, выделяемое электрокоагуляцией в процессе электрокоагуляции, могло распространиться на главный желчный проток. Вопрос о том, как стабильно индуцировать острый панкреатит с помощью электрокоагуляции, стоит изучить.

По сравнению с традиционным методом введения церулеина, который требует повторных инъекций в течение нескольких недель, метод электрокоагуляции экономит время и является более удобным. В то время как инъекция церулеина демонстрирует отличную стабильность и простоту в эксплуатации, электрокоагуляция занимает ~20 мин и экономит последующее экспериментальное время.

Разработка новых моделей направлена на изучение естественной истории заболевания и разработку таргетной терапии. Наша новая модель на животных помогает моделировать хронический панкреатит, вызванный обструкцией протоков поджелудочной железы у мышей, включая постэндоскопический ретроградный холангиопанкреатографический панкреатит (ЭРХПГ)13.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы заявляют, что у них нет конфликта интересов.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Работа выполнена при поддержке Общей программы Национального фонда естественных наук Китая (Грант No 81770642), Общей программы Национального фонда естественных наук Китая (Грант No 82170657), Проекта Комитета по здравоохранению Пудун Шанхая (Грант No. PWYgf2021-08) и Фонд естественных наук провинции Чжэцзян (LGF22H030014). Цвета были заполнены с помощью BioRender.com.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Микроваскулярный клип диаметром 16 ммСтронгер, Нинбо, Китай
Впитываемый шовЗавод медицинского оборудования Янчжоу Цзиньхуань4-0-
КарпрофенShanghai Macklin Biochemical Co., Ltd.C830557-5g-
Капиллярная трубаТайгон, США  AAQ(AAD)040910,25 x 0,3 мм
Нож для электрокоагуляцииShun Ye MEDICAL Equipment Co., Ltd, Нинбо, КитайШун Е БДД-Е-ДФ-1
Ножницы для глаз
Инъекция кетамина гидрохлорида (Ketaset CIII)Zoetis Inc.S5564-
Раствор для окрашивания метиленового синегоSolarbio, Шанхай, Китай  G1303
Непоглощающий монофиламентный полипропиленовый шов с 4-0Цзиньхуань, Шанхай, Китай
Рабочий микроскопМурцидер, Гуандун, КитайMSD203
Офтальмологические щипцы
Мазок с круглой головыОльга Шерер, Huaximedical, Китай
Игла для шприцаМинаньк, Чжэцзян, Китай0,25 мм
Тканевые щипцы
Тканевые ножницыШанхайская корпорация по производству инструментов Пуксин
Введение гидрохлорида ксилазинаBayer Animal HealthXYL-50-20-

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Ding, W. -X., Ma, X., Kim, S., Wang, S., Ni, H. -M. Recent insights about autophagy in pancreatitis. eGastroenterology. 2 (2), e100057(2024).
  2. Van Laethem, J. L., Robberecht, P., Resibois, A., Deviere, J. Transforming growth factor beta promotes development of fibrosis after repeated courses of acute pancreatitis in mice. Gastroenterology. 110 (2), 576-582 (1996).
  3. Watanabe, S., Abe, K., Anbo, Y., Katoh, H. Changes in the mouse exocrine pancreas after pancreatic duct ligation: a qualitative and quantitative histological study. Arch Histol Cytol. 58 (3), 365-374 (1995).
  4. Cáceres, M., et al. Pancreatic duct ligation reduces premalignant pancreatic lesions in a Kras model of pancreatic adenocarcinoma in mice. Sci. Rep. 10 (1), 18344(2020).
  5. Andaluz, A., et al. Endoluminal radiofrequency ablation of the main pancreatic duct is a secure and effective method to produce pancreatic atrophy and to achieve stump closure. Sci Rep. 9 (1), 5928(2019).
  6. Lerch, M. M., Gorelick, F. S. Models of Acute and Chronic Pancreatitis. Gastroenterology. 144 (6), 1180-1193 (2013).
  7. Zhang, D. Y., et al. Methods of a new chronic pancreatitis and spontaneous pancreatic cancer mouse model using retrograde pancreatic duct injection of dibutyltin dichloride. Front Oncol. 12, 947133(2022).
  8. Tian, C. Y., Zhao, J., Xiong, Q. Q., Yu, H., Du, H. H. Secondary iron overload induces chronic pancreatitis and ferroptosis of acinar cells in mice. Int J Mol Med. 51 (1), 9(2023).
  9. Samuel, I., et al. A novel model of severe gallstone pancreatitis: Murine pancreatic duct ligation results in systemic inflammation and substantial mortality. Pancreatology. 10 (5), 536-544 (2010).
  10. Peng, C., et al. Murine chronic pancreatitis model induced by partial ligation of the pancreatic duct encapsulates the profile of macrophage in human chronic pancreatitis. Front Immunol. 13, 840887(2022).
  11. Chetty, U., Gilmour, H. M., Taylor, T. V. Experimental acute pancreatitis in the rat--a new model. Gut. 21 (2), 115-117 (1980).
  12. Ielpo, B., et al. Clinical case report: endoluminal thermal ablation of main pancreatic duct for patients at high risk of postoperative pancreatic fistula after pancreaticoduodenectomy. International Journal of Hyperthermia. 38 (1), 755-759 (2021).
  13. Gorelick, F. S., Lerch, M. M. Do animal models of acute pancreatitis reproduce human disease. Cell Mol Gastroenterol Hepatol. 4 (2), 251-262 (2017).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Electrocoagulation ModelPancreatic DuctAnimal ModelC57BL 6 MiceAbdominal SurgeryBile Duct ClampingMasson StainingImmunohistochemistryPancreatic Fibrosis

Похожие статьи