Методическая статья

Отделение и идентификация обычного микропластика из почв сельскохозяйственных угодий

DOI:

10.3791/67064

⸱

21 марта 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Nutrient Use and Management, College of Resources and Environmental Sciences; National Academy of Agriculture Green Development, Key Laboratory of Plant-Soil Interactions of Ministry of Education, National Observation and Research Station of Agriculture Green Development (Quzhou, Hebei), China Agricultural University, 2School of Environmental & Natural Sciences, Bangor University, 3College of Resources and Environmental Sciences, Beijing Key Laboratory of Farmland Soil Pollution Prevention and Remediation, China Agricultural University, 4Soil Physics and Land Management Group, Wageningen University & Research, 5Institute of Environment and Sustainable Development in Agriculture, Chinese Academy of Agricultural Sciences, 6College of Land and Environment, Shenyang Agricultural University, 7School of Environmental Science and Engineering, Southern University of Science and Technology, 8Institute of Quality Standard and Testing Technology, Beijing Academy of Agriculture & Forestry Sciences, 9China National Environmental Monitoring Centre, 10Key Laboratory of Prevention and Control of Residual Pollution in Agricultural Film, Ministry of Agriculture and Rural Affairs

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Здесь представлен метод извлечения микропластика из почвы и определения типов его полимеров. Метод был оптимизирован с точки зрения выполнения, применимости и экономичности. Он закладывает научную основу для стандартизации аналитического метода идентификации микропластика в почве.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В последнее десятилетие загрязнение наземной среды микропластиком (МП) привлекает все больше внимания, при этом все больше исследований описывают количество и типы МП в различных почвенных системах и их влияние на здоровье почвы и урожая. Тем не менее, используются различные методы извлечения и анализа МП, что ограничивает возможности сравнения результатов и получения надежных доказательств для отраслевых советов и политиков. Здесь мы представляем протокол, описывающий методологию отбора проб, разделения и химической идентификации обычных МП из почвы. Метод недорогой, а материалы легко доступны. Это повышает простоту эксплуатации и может способствовать широкому внедрению. В протоколе представлена подробная информация о сборе проб с верхних 0-30 см почвы с использованием посуды, не содержащей пластика; моделирование различных типов грунтов за счет использования различных твердых сред (таких как бентонитовая глина, диоксид кремния и незагрязненный грунт), с добавлением полиэтилена (ПЭ)-МП той же массы для последующего количественного определения; разделение плотности частиц пластика с использованием насыщенного раствора хлорида натрия (NaCl) и разложение органических примесей в надосадочной жидкости с использованием 4 М раствора гидроксида натрия (NaOH); количественное определение частиц с помощью флуоресцентной микроскопии после окрашивания Nile Red; и идентификация полимеров с помощью микроинфракрасной спектроскопии с преобразованием Фурье (μ-FTIR) или лазерной спектроскопии прямого инфракрасного диапазона (LDIR). Показатель восстановления народных депутатов по указанным СМИ колебался от 83% до 90%. Этот протокол представляет собой эффективный метод анализа почвенных МП, оптимизированный с точки зрения осуществимости, применимости и экономической эффективности. Кроме того, прилагаемое видео может помочь в процессе пошагового виртуального анализа грунтовых МП. Данное исследование посвящено стандартизации методов анализа почвенных МП, повышению связности и сопоставимости измерений, а также созданию основы для более стандартизированных и научных исследований.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Подсчитано, что от 4,8 до 12,7 млн метрических тонн пластика ежегодно попадает в океан из наземныхисточников1,2. Эти пластиковые частицы постепенно разлагаются на более мелкие фрагменты в ответ на ультрафиолетовое излучение, механическое истирание и биоразложение 3,4. Загрязнение почвы микропластиком (МП) частицами пластика диаметром менее 5 мм становится все более серьезной проблемой, особенно с точки зрения его потенциального воздействия на здоровье почвы и сельскохозяйственных культур. В первую очередь это обусловлено постоянным ростом производства пластика и проблемами, связанными с надлежащей утилизацией пластиковых отходов 5,6.

Накопление МП в почве можно объяснить различными внешними факторами. Потенциальные источники МП в почвах сложны, включая использование методов пластиологии (например, пластиковых пленок для мульчи, ирригационных труб, тепличных пленок и связанной с ними инфраструктуры)7,8,9 и внесение органических добавок (таких как внесение осадка сточных вод, сельскохозяйственный компост и органические удобрения)10. Кроме того, ненадлежащая утилизация пластикового мусора11, разложение переваренных пищевых отходов из остатков пищевой пластиковой упаковки12, использование покрытых удобрений13, износ резиновых шин14 и атмосферные осадки15 также являются известными факторами, способствующими образованию МП в почвах. По оценкам, в Китае, ведущем производителе и потребителе сельскохозяйственных пластиков, особенно пластиковых пленок для мульчирования, средняя численность МП на сельскохозяйственных угодьях, сильно мульчированных пластиком, составляет около 4231 единиц кг-1 (сухая почва)16. В 2018 году количество MP на китайских сельскохозяйственных угодьях в глубине 0-10 см варьировалось от 4,9 × 106 до 1,0 × 107 тонн, при этом значительный вкладвнесли пленки для сельскохозяйственной мульчи. Внесение осадка в сельскохозяйственные почвы в Европе и Северной Америке может составлять более 63 000 и 44 000 тонн МП в год, соответственно18. Исследование, проведенное в Германии, показало, что применение компоста на пахотных полях также привело к ежегодному поступлению пластиковых частиц (>1 мм) на пахотные поля. Применение компоста привело к образованию от 35 до 2,2 триллиона пластиковых частиц10. Вклад атмосферных МП в почвы все еще неопределенен и требует дальнейшей количественной оценки15. Например, среднегодовое поступление атмосферных МП оценивается в 7,9 × 104 ед. м-2 год-1 в Китае16. Чрезвычайно широкий спектр источников МП в почве привлек внимание многих исследователей, но из-за разнообразия методов отбора проб, экстракции и аналитического обнаружения трудно интегрировать и сравнить результаты различных исследований.

Накопление МП из широкого круга источников представляет потенциальную экологическую угрозу для глобальных почв16, что подчеркивает явную потребность в исследованиях МП в почве. Некоторые исследования показали, что воздействие МП на сельскохозяйственную почву включает изменение свойств почвы, препятствование росту и развитию растений и почвенных организмов, а также влияние на микробную активность почвы19,20. Другие исследования показали, что МП могут накапливаться в организмах на более высоких трофических уровнях по всей пищевойцепи21, что приводит к потенциальной опасности для здоровьячеловека22. Чтобы прояснить воздействие МП на почву на окружающую среду, прежде всего, необходимо понять текущее состояние их загрязнения, включая их численность, идентификацию полимеров и характеристики распределения. Поэтому точная идентификация и обнаружение почвенных МП имеют первостепенное значение.

В настоящее время все большее число статей посвящено глобальному присутствию МП в почве, при этом наблюдаются значительные различияв методах извлечения и обнаружения. После тщательного сбора образцов (чтобы свести к минимуму загрязнение МП) протокол анализа МП обычно включает три ключевых этапа. Во-первых, разделение по плотности широко используется для выделения частиц МП из почвенной матрицы. В этом процессе обычно используются такие реагенты, как дистиллированная (DI) вода (1,0 г см-3), хлорид натрия (NaCl, 1,2 г см-3) или хлорид цинка (ZnCl2, 1,6 г см-3). Во-вторых, методы удаления органических загрязнений с поверхности МП включают очистку кислотными и щелочными растворами или другими окислителями и ферментативное сбраживание24. Разложение органических веществ в почвенной матрице или прилипание к частицам МПС обычно осуществляется с использованием 30% перекиси водорода (H2O2), 65% азотной кислоты (HNO3) или 50% гидроксида натрия (NaOH)25. После разделения плотности и разложения органических веществ требуется микроскопическое исследование образцов МПС для определения количества частиц. Это исследование дополняется анализом химического состава полимеров с помощью таких методов, как инфракрасная спектроскопия с преобразованием Фурье (FTIR), рамановская спектроскопия илидругие методы ближней инфракрасной спектроскопии.

Тем не менее, каждый шаг в процессе извлечения и обнаружения МП несет в себе потенциал как для завышения, так и для занижения частоты возникновения МП. Например, несмотря на широкое использование деионизированной воды в качестве реагента для разделения плотности из-за ее экономичности и отсутствия опасных свойств, это может привести к исключению частиц МР с более высокойплотностью27. И наоборот, широкое применение реагентов высокой плотности может быть ограничено опасностями для окружающей среды и повышением затрат28. Кроме того, некоторые реагенты, используемые для органического пищеварения, могут вызывать повреждение частиц МР29. Кроме того, визуальная классификация с помощью оптической, стереоскопической и анатомической микроскопии не лишена проблем26,30. Определение частиц МП в значительной степени зависит от опыта и работы аналитиков, а также от настроек прибора. Эти результаты подчеркивают сложность достижения согласованности и точности при использовании различных методологий, что усложняет сравнение результатов различных исследований.

Чтобы обеспечить надежность и сопоставимость данных исследований, крайне важно разработать стандартизированный протокол извлечения и обнаружения МП в почве. Такая стандартизация не только повысит точность оценок возникновения МП, но и будет способствовать более полному и унифицированному пониманию воздействия МП на окружающую среду в почвенных экосистемах. Для устранения ограничений методов экстракции и детектирования выбранные реагенты для стандартизированных методов должны быть легкодоступными, не должны влиять на целостность или химический состав частиц МП и представлять минимально возможный риск для окружающей среды. Кроме того, стандартизированные методы должны демонстрировать высокую эффективность как в восстановлении МП, так и в удалении органического вещества из почвенной матрицы.

Простой в использовании протокол жизненно важен для широкого внедрения в различных исследовательских условиях. Учитывая как скорость восстановления МП, так и экономическую эффективность, насыщенный NaCl является оптимальным выбором для разделения крупномасштабных проб почвы по плотности. Для разложения органических веществ использовался NaOH, так как предварительные эксперименты по выделению показали, что 4 М раствор NaOH эффективно разлагает примеси в пробах почвы, такие как растительные остатки, не нанося существенного вреда МП. В целом, этот экспериментальный метод использует легкодоступные и экономичные материалы, имеет низкую эксплуатационную сложность и обеспечивает надежную скорость экстракции.

Мы рекомендуем использовать методологию быстрого и экономичного разделения, предложенную Китайской академией сельскохозяйственных наук, для определения МП, собранных на сельскохозяйственных полях31. Для всех последующих шагов убедитесь, что все контейнеры, инструменты и стеклянная посуда очищены деионизионной водой перед использованием, чтобы свести к минимуму загрязнение. Кроме того, убедитесь, что вы регулярно проводите заготовки вместе с образцами, чтобы учесть загрязнение, вызванное процедурами сбора и экстракции.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ПРИМЕЧАНИЕ: Перед процессом экстракции необходимо приготовить следующие растворы при температуре окружающей среды: 1) Насыщенный раствор NaCl (5,7 М) - растворить 1 кг NaCl в 3 л DI H2O; 2) 4 М NaOH - растворить 480 г NaOH в 3 л DI H2О; 3) Нильский красный (100 мкг мл-1) - растворить 10 мг нильского красного в 100 мл соответствующего растворителя (например, метанола, ацетона).

1. Отбор проб почвы и подготовка

  1. Соберите репрезентативный образец почвы с помощью метода пятиточечного отбора проб в форме буквы «W» по всей исследуемой территории (Рисунок 1). Для процедуры сбора используйте шнек для грунта из нержавеющей стали длиной 30 см. Соберите и храните образцы в непластиковом контейнере, например в алюминиевой фольге.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Образцы грунта могут быть разделены на различные желаемые глубины (например, 0-10, 10-20 и 20-30 см). Чтобы свести к минимуму загрязнение пластиком, избегайте использования оборудования для отбора проб пластика и контейнеров для хранения. Вместо этого для сбора и хранения образцов используются непластиковые контейнеры, такие как алюминиевая фольга. Эти образцы могут быть либо объединены для получения одного составного образца, либо храниться в качестве независимых реплик.
  2. Сушат почву при комнатной температуре вдали от прямых солнечных лучей.
    1. Если имеется сушилка почвы, используйте ее для одновременной обработки нескольких образцов почвы, так как фильтр в отдельных камерах сводит к минимуму риск перекрестного загрязнения.
    2. В противном случае используйте духовку, настроенную на 40 °C, и сушите почву в течение минимум 24 часов, до полного высыхания.
    3. Сухую почву измельчить и просеять с помощью металлического сита толщиной 2-5 мм. Удалите видимый растительный материал, камни и другие инертные материалы.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Неплотно накройте почву алюминиевой фольгой, чтобы свести к минимуму загрязнение воздуха внутри духовки/сушилки. Соберите видимый пластиковый мусор (> 5 мм) из почвы с помощью металлического пинцета и поместите его в контейнер для хранения, свободный от пластика, если позже будет проводиться анализ макропластика.
  3. С помощью весов с точностью до 2 знаков после запятой отвесьте 5,0 г ± 0,05 г образца почвы на бумаге для взвешивания или алюминиевой фольге, не содержащей пластика. Используйте новую бумагу для взвешивания различных образцов, чтобы свести к минимуму перекрестное загрязнение. Образцы можно хранить в контейнерах без пластика (например, в стеклянных флаконах).

2. Плотная флотация

  1. Переложите 5,0 г высушенного образца почвы в чистый стеклянный стакан объемом 600 мл (стакан А). Обеспечьте точную маркировку всех контейнеров для хранения и стаканов.
  2. Добавьте 230 мл насыщенного раствора NaCl в стакан А. Поместите стакан А на магнитную пластину для перемешивания и добавьте стеклянную магнитную мешалку. Перемешивайте раствор в течение 30 минут при 260 об/мин до полной гомогенизации.
  3. После полной гомогенизации извлеките магнитную мешалку из раствора и промойте насыщенным раствором NaCl, чтобы предотвратить вынос пластиковых частиц из раствора. Поместите стакан на ровную поверхность без прямых солнечных лучей и оставьте его на ночь, пока не произойдет полное разделение плотности.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При выполнении всей процедуры необходимо полностью накрыть алюминиевой фольгой, чтобы избежать попадания пластиковых загрязнений из воздуха.

3. Переваривание примесей

  1. Как только содержимое стакана А полностью отделится, осторожно переложите надосадочную жидкость в новый, чистый стеклянный стакан объемом 600 мл (стакан В). Тщательно промойте внутренние стенки стакана А насыщенным раствором NaCl. Перенесите надосадочную жидкость в стакан Б. Выполните эту процедуру 2-3 раза.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Всего рекомендуется 200 мл надосадочной жидкости. Убедитесь, что общий объем надосадочной жидкости постоянен, сохраняя при этом ту же концентрацию раствора для сбраживания на следующем этапе.
  2. Добавьте 4 М раствор NaOH к образцу в стакане В, чтобы получить фиксированный объем 500 мл. Поместите стакан B на магнитную пластину для перемешивания, добавьте стеклянную магнитную мешалку и перемешивайте раствор в течение 30 минут при 260 об/мин до полной гомогенизации. Во время этого процесса держите стакан накрытым алюминиевой фольгой, чтобы свести к минимуму загрязнение воздуха.
  3. После полной гомогенизации извлеките магнитную мешалку из раствора и промойте насыщенным раствором NaCl, чтобы удалить все прикрепленные частицы. Поместите стакан B на плоскую поверхность без прямых солнечных лучей и оставьте его на ночь, пока не произойдет полное отделение плотности и переваривание органических веществ.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При выполнении всей процедуры необходимо полностью накрыть алюминиевой фольгой, чтобы избежать попадания пластиковых загрязнений в раствор с воздуха. Продолжительность разложения зависит от количества и типа органического материала. При необходимости увеличьте время разложения, чтобы обеспечить полное переваривание органических веществ. После успешного разложения надосадочная жидкость должна выглядеть прозрачной, без видимых органических веществ, плавающих в стакане.

4. Окрашивание раствором нильского красного

  1. Как только содержимое стакана B полностью отделится, осторожно переложите надосадочную жидкость в новый, чистый стеклянный стакан объемом 600 мл (стакан C). Промойте внутренние стенки стакана B водой DI, чтобы обеспечить максимальный перенос частиц.
    1. Если объем в стакане C меньше 500 мл, составьте значение до 500 мл с помощью деионизированной воды, чтобы унифицировать объем раствора.
  2. Добавьте раствор Nile Red в стакан C для достижения конечной максимальной концентрации 0,5 M. Перемешайте раствор стеклянным стержнем до полной гомогенизации, затем дайте раствору поинкубироваться в течение 30 минут в темноте, накрыв стакан алюминиевой фольгой.

5. Вакуумная фильтрация

  1. Установите устройства вакуумной фильтрации в следующем порядке: стеклянная воронка, металлический хомут, основание вакуумной фильтрации, сборный стакан, соединительный шланг, влагоуловитель и вакуумный насос. Аккуратно извлеките новую мембрану (размером пор 0,2 мкм, диаметром 47 мм) из контейнера для хранения с помощью металлического пинцета. Поместите фильтрующую мембрану по центру и ровно на верхнюю часть основания вакуумной фильтрации.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обеспечьте надежное соединение, совместив основание вакуумной фильтрации со стеклянной воронкой и закрепив его металлическим зажимом.
  2. Активируйте вакуумную фильтрацию и медленно вылейте жидкость из стакана С в стеклянную воронку. Промойте стакан C несколько раз деионизированной водой, чтобы максимально восстановить частицы. После фильтрации проб промойте боковые стороны стеклянной воронки деионизированной водой, чтобы обеспечить минимальную потерю частиц.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Накройте стеклянную воронку алюминиевой фольгой, чтобы свести к минимуму загрязнение воздуха в процессе фильтрации. Если образец имеет большое количество частиц и скорость фильтрации снижается, для одного и того же образца можно использовать несколько мембран. Это обеспечит равномерное распределение частиц по мембране и сведет к минимуму риск агрегации и наложения частиц для последующего количественного определения.
  3. После завершения фильтрации осторожно извлеките фильтрующую мембрану из пористой пластины с помощью пинцета и поместите каждую мембрану в отдельную стеклянную чашку Петри. Дайте мембране полностью высохнуть, прежде чем закрыть чашку Петри и завернуть ее в алюминиевую фольгу. Хранят его в сухом и темном месте до дальнейшего анализа.

6. Количественное определение частиц МП методом флуоресцентной микроскопии

  1. Если для последующей идентификации полимера требуется точное расположение флуоресцентных частиц на мембране (например, с помощью ИК-Фурье), выполните следующие действия:
    1. С помощью черной гелевой ручки аккуратно отметьте начальное положение и 10 отметок на мембране фильтра, следуя форме буквы «Z» (рисунок 2). Аккуратно поместите мембрану на предметные стекла на предметном столике микроскопа с помощью пинцета, обеспечив ровную поверхность образца.
    2. Активируйте флуоресцентный прибор в следующем порядке: хозяин, флуоресцентные источники, монитор и флуоресцентный микроскоп. Включите прибор и установите ручку света источника на максимальную яркость. Используйте кнопки переключения яркого поля (BF) и флуоресцентного света (FL) для получения изображений BF и FL соответственно.
    3. Используя программное обеспечение для наблюдения и записи образцов (например, DP2-BSW), сделайте снимки яркого поля под положением BF. Поверните ручку в положение FL и делайте снимки с помощью флуоресцентного фильтра в темноте. Убедитесь, что последовательность наблюдений в поле зрения идет от 1 до 10. Убедитесь, что снимки FL и BL сделаны в одном и том же положении.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Флуоресцентный микроскопический анализ следует проводить в течение 24-48 часов после фильтрации для обеспечения оптимальной флуоресценции частиц. Убедитесь, что изображения BF и FL сделаны в одном и том же положении (рис. 3). Убедитесь, что все мембраны проанализированы с использованием одинакового увеличения и настроек прибора.
  2. Для идентификации полимеров с помощью LDIR выполните следующие действия с помощью микроскопа:
    1. Настройте систему микроскопии следующим образом: камера, фильтры, увеличение и предметный столик для микроскопа, компьютер. Выберите подходящий режим фильтрации, наиболее подходящий для желаемых длин волн возбуждения и излучения (например, 470 нм и 495 нм соответственно) в зависимости от образца и фоновой флуоресценции.
    2. Протрите держатели фильтрующей мембраны салфетками, не содержащими пыли, затем закрепите мембрану в держателе и наденьте на предметный столик микроскопа. Отсканируйте всю мембрану визуально, чтобы убедиться в равномерном распределении частиц.
    3. Убедитесь, что камера подключена, а увеличение микроскопа подходит для всех типов образцов и одинаково для всех образцов из одного набора. Определите размер области в мм, захваченной камерой, перед началом анализа с помощью измерительной ленты.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если частицы распределены равномерно, проанализируйте минимум 10% от общей площади мембраны, выбрав необходимое количество точек отбора проб на мембране. Сфотографируйте каждую точку отбора проб с помощью камеры.

7. Идентификация полимеров МП с помощью ИК-Фурье или ЛБИ-спектроскопии

  1. Если для идентификации полимерных частиц используется ИК-Фурье спектрометрия, выполните следующие действия.
    1. Включите ИК-Фурье спектрометр и соответствующее программное обеспечение для наблюдения и записи образцов. Очищайте зонд перед измерением каждого образца.
    2. Идентификация частиц для мониторинга с помощью записи экрана в режиме реального времени. Отрегулируйте положение и резкость, манипулируя коромыслом. Переместите операционную платформу в центр и захватите текущий спектр воздушного фона.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Целевые частицы, соответствующие изображениям BF и FL.
    3. Измерьте 3-5 фиксированных точек на каждой частице, чтобы получить спектры в инфракрасном диапазоне волн 400-4000 см-1. На странице результатов сохраните исходные данные, получите спектр и сравните его с пластическим спектром в стандартной библиотеке, чтобы подтвердить индекс качества попадания образца (рис. 4).
      ПРИМЕЧАНИЕ: В данном исследовании, из-за небольшого размера МП и сложностей их количественного определения по всему фильтру, из каждого образца было отобрано 5-7 репрезентативных частиц для ИК-Фурье-анализа. Чтобы обеспечить равномерное распределение, были выбраны частицы, расположенные в «Z-образной» форме по всему фильтру. Однако следует отметить, что может возникнуть некоторая неопределенность, так как частицы были выбраны случайным образом, а не путем сканирования всего фильтра.
    4. Матч считается засчитанным, если индекс качества попаданий (HQI) ≥ 0,7. На рисунке 4 показан пример частиц, идентифицированных с помощью ИК-Фурье спектроскопии в образце почвы с содержанием 0,04% ПЭ-МП.
  2. Если для идентификации полимерных частиц используется LDIR, выполните следующие действия:
    1. После того, как этапы использования флуоресцентного микроскопа будут завершены, повторно суспендируйте частицы для анализа на LDIR. Поместите фильтрующую мембрану в новый стеклянный флакон и добавьте 20 мл чистого этанола. Плотно закройте флаконы и оберните крышки парафиновой пленкой, чтобы предотвратить протекание.
    2. Ультразвуковую обработку образцов в ультразвуковой ванне не менее 1 часа до тех пор, пока все частицы не будут ресуспендированы. Снимите и выбросьте мембрану со стеклянного флакона.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Убедитесь, что сторона мембраны с частицами обращена внутрь, т.е. от стенки флакона. Время обработки ультразвуком зависит от типа используемой мембраны; Мембрана может выщелачивать цвет, но это не помешает идентификации полимера.
    3. Подтвердите успешную ресуспендию частиц, повторно проанализировав мембраны под флуоресцентным микроскопом и убедившись, что удаление частиц составляет > 95%.
    4. Поместите стеклянные флаконы с раствором этанола на магнитную пластину для перемешивания и добавьте в флакон небольшую магнитную стеклянную мешалку. Дайте этанолу испариться до уровня менее 5 мл, установив температуру пластины на 100 °C и перемешивая на низкой скорости, чтобы частицы оставались во взвешенном состоянии.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Слегка накройте флаконы алюминиевой фольгой, чтобы свести к минимуму загрязнение образцов воздухом. По желанию высушите раствор под щадящей струей азота для испарения этанола.
    5. Перелейте образец в небольшой стеклянный флакон объемом 8 мл, используя новый этанол, промойте стеклянный флакон объемом 20 мл для максимального извлечения частиц.
      ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости добавьте новый этанол в небольшой стеклянный флакон до ровно 5 мл.
    6. Чтобы подготовить образец к анализу на LDIR, тщательно встряхните образец до тех пор, пока все частицы не станут однородно взвешенными в растворе, и быстро нанесите 10 мкл образца на предметное стекло и дайте этанолу испариться. Повторите этот шаг еще два раза, чтобы проанализировать по 3 повторения образца на каждом слайде.
    7. Используйте инструмент анализа частиц в соответствующем программном обеспечении для измерения инфракрасных спектров каждой частицы в заданном диапазоне размеров и сопоставления их с внутренней библиотекой для идентификации полимеров.
      Примечание: Одна точка на каждой частице автоматически измеряется в инфракрасном диапазоне волн 800-1800 см-1, и частицы автоматически сопоставляются с известными библиотечными спектрами полимеров и других органических и неорганических материалов.
    8. Если индекс качества попаданий (HQI) ≥ 0,8, матч считается принятым. На рисунке 5 показан пример частиц, идентифицированных с помощью спектроскопии LDIR в образце почвы, содержащем 0,04% PE-MP.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Объем образца может быть увеличен для образцов с низким количеством частиц.

8. Количественная оценка частиц изображений флуоресцентных мембран с помощью ImageJ

  1. Откройте ImageJ32 (версия 1.54f) и загрузите изображения в программу. Настройте масштаб изображения до правильных размеров, соответствующих реальному размеру изображения. Используйте функции Анализ > Установить масштаб для ввода значений пикселя и размера изображения (мм), затем выберите Глобальный , чтобы применить эти настройки ко всем изображениям во время сеанса.
  2. Преобразуйте изображение в двоичное изображение и преобразуйте его в 8-битное с помощью функций Process > Binary и Image > Type > 8-bit соответственно. Чтобы выбрать параметры для анализа частиц, используйте функции Анализ > Задать измерения и выбрать нужные параметры, например, Площадь, Дескрипторы формы и диаметр Фере. Выберите Добавить в наложение и определите количество десятичных знаков для вывода данных.
  3. Чтобы проанализировать частицы, выберите Анализ > Анализ частиц и определите интересующий диапазон размеров частиц. Установите для параметра «Круговость» значение 0-1, снимите флажок « Единицы измерения пикселя», включите параметр «Наложение» и установите следующие флажки: «Показать результаты», «Исключить ребра», «Очистить результаты», «Включить отверстия», «Суммировать» и «Наложение». Экспортируйте результаты в виде файлов .csv из окна результатов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Анализ флуоресцентных изображений предоставит информацию только о количестве частиц, а не о количестве полимеров; поэтому требуется дополнительная процедура идентификации, например, с помощью методов ИК-спектроскопии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Для проверки коэффициентов извлечения в соответствии с этой методологией образцы из трех различных твердых матриц (диоксид кремния (SD), бентонитовая глина (BT) и почва) были проанализированы в наборах по три репликации. Образцы анализировали с добавлением и без добавления 0,04% по массе белого полиэтилена (ПЭ) микропластика (диапазон размеров частиц 40-48 мкм). Образцы почвы были собраны в районе Хайдянь, Пекин, Китай (Западный кампус Китайского сельскохозяйственного университета), и почва была классифицирована...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Стратегия отбора проб почвы в полевых условиях, включая такие подходы, как простой случайный отбор проб или систематический отбор проб по сетке, а также площадь и глубина отбора проб, должны быть адаптированы к конкретным исследовательским вопросам и четко определены до сбора пробы. В некоторых исследованиях основное внимание уделялось верхнему слою почвы 0-10 см34,37, в то время как в других собирались образцы почвы глубиной 0-4...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Этот проект был поддержан Крупным проектом по науке и технике в Ордосе, Китай [ZD20232320]; проект UKRI Global Challenges Research Fund (GCRF) и Совета по исследованиям природной среды «Подрывает ли сельскохозяйственный микропластик продовольственную безопасность и устойчивое развитие в менее экономически развитых странах?» в рамках гранта [NE/V005871/1]; и Национальный фонд естественных наук Китая по гранту [42277097]; Командный проект высокого уровня Китайского сельскохозяйственного университета, профессорская станция Китайского сельскохозяйственного университета в Центре по контролю заболеваний Синьчжоу, а также Программа профилактики и фундаментальных исследований в Синьчжоу, провинция Шаньси [20230515], а также Международное сотрудничество и обмен Национального фонда естественных наук Китая в рамках гранта [NSFC-UNEP: 32261143459].

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
2-десятичный балансн/дн/дСтандартный 2-десятичный баланс
40 °°; C духовкан/д н/дСтандартная большая вентилятор-печь с температурой 40 °° C
8700 LDIRAgilent Technologiesн/аLDIR используется для идентификации частиц
Алюминиевый контейнерн/дн/дСтандартный алюминиевый контейнер для еды на вынос
Алюминиевая фольган/дн/дСтандартная сверхпрочная алюминиевая фольга
Axioplan 2Zeissн/дФлуоресцентная микроскопия используется для наблюдения за частицами микропластика во флуоресцентном состоянии
Бентонитовая глинаSigma Aldrich285234Бентонитовая глина, используемая для восстановительных испытаний
BX53Olympusн/дФлуоресцентная микроскопия используется для наблюдения частиц микропластика в флуоресцентном состоянии
Стеклянный стакан (600 мл)н/дн/дСтандартный стеклянный
Стеклянный флакон (1 л)н/дн/дСтандартный стеклянный флакон
Стеклянный магнитный мешалкан/дн/дСтандартная магнитная мешалка со стеклянным покрытием
Стеклянный измерительный цилиндр (500 мл)н/д н/дСтандартный стеклянный измерительный цилиндр
Стеклянная пипетка (10 мл)
Стеклянная вакуумная фильтрующая установкаPyrex (приобретена через Sigma Aldrich)SLW5809/KITСтеклянная фильтрационная установка с воронкой 500 мл, пористой пластиной и стаканом для сбора 1 л
LUMOS Alpha IIBrukern/aFTIR используется для анализа подозрительного микропластика.
Магнитная перемешивающая пластинан/дн/дСтандартная магнитная перемешивающая пластина
MCE фильтрующая мембрана Jintengкомпания JTMF0441/0442Белые мембраны MCE, 0,2 &; m размер пор, диаметр 50 мм, методом FTIR
Nile RedFisher Scientific10464311порошок Nile Red используется для приготовления исходного раствора красителя Nile Red с использованием соответствующего растворителя (например, ацетона)
Фильтрующая мембрана PCTESterlitech Corporation1270060черные мембраны PCTE, без PVP, 0,2 &; m размер пор, диаметр 47 мм, с методом LDIR
Диоксид кремнияSigma Aldrich18649Диоксид кремния, используемый для испытаний на восстановление
Хлорид натрияSigma AldrichS9888Хлорид натрия, используемый для разделения плотности
Гидроксид натрияFisher Scientific10675692Гидроксид натрия, используемый для переваривания органических веществ
Шнек почвын/д н/дДлина 30 см; диаметр 2 см; материал нержавеющая сталь
Сверхвысокомолекулярный полиэтиленовый микропластиковый порошокSigma Aldrich434272Полиэтиленовый микропластик, используемый для забора диоксида кремния, бентонитовой глины и образцов почвы для восстановительных испытаний
Вакуумный насосVacuubrand GmBH Co KGME 2C NTВакуумный насос для вакуумной фильтрации
стакан

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Eriksen, M., et al. Plastic pollution in the world's oceans: more than 5 trillion plastic pieces weighing over 250,000 tons afloat at aea. PLOS One. 9 (12), e111913(2014).
  2. Jambeck, J. R., et al. Plastic waste inputs from land into the ocean. Science. 347 (6223), 768-771 (2015).
  3. Barnes, D. K. A., Galgani, F., Thompson, R. C., Barlaz, M. Accumulation and fragmentation of plastic debris in global environments. Philos Trans R Soc B Biol Sci. 364 (1526), 1985-1998 (2009).
  4. Yang, Y., et al. Kinetics of microplastic generation from different types of mulch films in agricultural soil. Sci Total Environ. 814, 152572(2022).
  5. Luan, X., et al. Dynamic material flow analysis of plastics in China from 1950 to 2050. J Clean Prod. 327, 129492(2021).
  6. Wang, C., et al. Critical review of global plastics stock and flow data. J Ind Ecol. 25 (5), 1300-1317 (2021).
  7. Bläsing, M., Amelung, W. Plastics in soil: Analytical methods and possible sources. Sci Total Environ. 612, 422-435 (2018).
  8. Gündoğdu, R., Önder, D., Gündoğdu, S., Gwinnett, C. Microplastics derived from disposable greenhouse plastic films and irrigation pipes: A case study from turkey. Environ Sci Pollut Res. 29 (58), 87706-87716 (2022).
  9. Huang, Y., Liu, Q., Jia, W., Yan, C., Wang, J. Agricultural plastic mulching as a source of microplastics in the terrestrial environment. Environ Pollut. 260, 114096(2020).
  10. Weithmann, N., et al. Organic fertilizer as a vehicle for the entry of microplastic into the environment. Sci Adv. 4 (4), eaap8060(2018).
  11. Rillig, M. C. Microplastic in terrestrial ecosystems and the soil. Environ Sci Technol. 46 (12), 6453-6454 (2012).
  12. Porterfield, K. K., Hobson, S. A., Neher, D. A., Niles, M. T., Roy, E. D. Microplastics in composts, digestates, and food wastes: A review. J Environ Qual. 52 (2), 225-240 (2023).
  13. Katsumi, N., Kusube, T., Nagao, S., Okochi, H. Accumulation of microcapsules derived from coated fertilizer in paddy fields. Chemosphere. 267, 129185(2021).
  14. Evangeliou, N., et al. Atmospheric transport is a major pathway of microplastics to remote regions. Nat Commun. 11 (1), 3381(2020).
  15. Allen, S., et al. Atmospheric transport and deposition of microplastics in a remote mountain catchment. Nat Geosci. 12 (5), 339-344 (2019).
  16. Ren, S., et al. Potential sources and occurrence of macro-plastics and microplastics pollution in farmland soils: A typical case of China. Crit Rev Environ Sci Technol. 54 (7), 533-556 (2024).
  17. Ren, S. -Y., Kong, S. -F., Ni, H. -G. Contribution of mulch film to microplastics in agricultural soil and surface water in China. Environ Pollut. 291, 118227(2021).
  18. Nizzetto, L., Futter, M., Langaas, S. Are agricultural soils dumps for microplastics of urban origin. Environ Sci Technol. 50 (20), 10777-10779 (2016).
  19. Zhang, J., et al. Effects of plastic residues and microplastics on soil ecosystems: A global meta-analysis. J Hazard Mater. 435, 129065(2022).
  20. Sajjad, M., et al. Microplastics in the soil environment: A critical review. Environ Technol Innov. 27, 102408(2022).
  21. Cverenkárová, K., Valachovičová, M., Mackuľak, T., Žemlička, L., Bírošová, L. Microplastics in the Food Chain. Life. 11 (12), 1349(2021).
  22. Ibrahim, Y. S., et al. Detection of microplastics in human colectomy specimens. JGH Open. 5 (1), 116-121 (2021).
  23. Yang, L., Zhang, Y., Kang, S., Wang, Z., Wu, C. Microplastics in soil: A review on methods, occurrence, sources, and potential risk. Sci Total Environ. 780, 146546(2021).
  24. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: A review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  25. Scheurer, M., Bigalke, M. Microplastics in swiss floodplain soils. Environ Sci Technol. 52 (6), 3591-3598 (2018).
  26. Zhou, Y., et al. Microplastics in soils: A review of methods, occurrence, fate, transport, ecological and environmental risks. Sci Total Environ. 748, 141368(2020).
  27. Zhang, S., et al. A simple method for the extraction and identification of light density microplastics from soil. Sci Total Environ. 616 - 617, 1056-1065 (2018).
  28. Möller, J. N., Löder, M. G. J., Laforsch, C. Finding microplastics in soils: a review of analytical methods. Environ Sci Technol. 54 (4), 2078-2090 (2020).
  29. Hurley, R. R., Lusher, A. L., Olsen, M., Nizzetto, L. Validation of a method for extracting microplastics from complex, organic-rich, environmental matrices. Environ Sci Technol. 52 (13), 7409-7417 (2018).
  30. Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Mar Pollut Bull. 77 (1), 177-182 (2013).
  31. Qi, R. M. Characteristics and ecological effects of soil microplastic in a typical agricultural region with plastic film mulching in China. Doctoral Dissertation. , (2021).
  32. Chen, S., Li, Y., Mawhorter, C., Legoski, S. Quantification of microplastics by count, size and morphology in beverage containers using Nile Red and ImageJ. J Water Health. 19 (1), 79-88 (2020).
  33. Yang, J., et al. Abundance and morphology of microplastics in an agricultural soil following long-term repeated application of pig manure. Environ Pollut. 272, 116028(2021).
  34. Chen, L., et al. Spatial distributions, compositional profiles, potential sources, and influencing factors of microplastics in soils from different agricultural farmlands in China: A National Perspective. Environ Sci Technol. 56 (23), 16964-16974 (2022).
  35. Way, C., Hudson, M. D., Williams, I. D., Langley, G. J. Evidence of underestimation in microplastic research: A meta-analysis of recovery rate studies. Sci Total Environ. 805, 150227(2022).
  36. Park, S. Y., Kim, C. G. A comparative study on the distribution behavior of microplastics through FT-IR analysis on different land uses in agricultural soils. Environ Res. 215, 114404(2022).
  37. Beriot, N., Peek, J., Zornoza, R., Geissen, V., Huerta Lwanga, E. Low density-microplastics detected in sheep faeces and soil: A case study from the intensive vegetable farming in Southeast Spain. Sci Total Environ. 755, 142653(2021).
  38. Sa'adu, I., Farsang, A. Greenhouse farming as a source of macroplastic and microplastics contamination in agricultural soils: a case study from Southeast-Hungary. Agrokém És Talajt. 71 (1), 43-57 (2022).
  39. Håkansson, I., Stenberg, M., Rydberg, T. Long-term experiments with different depths of mouldboard ploughing in Sweden. Soil Tillage Res. 46 (3), 209-223 (1998).
  40. Mu, X., et al. Responses of soil properties, root growth, and crop yield to tillage and crop residue management in a wheat-maize cropping system on the North China Plain. Eur J Agron. 78, 32-43 (2016).
  41. Li, S., Ding, F., Flury, M., Wang, J. Dynamics of macroplastics and microplastics formed by biodegradable mulch film in an agricultural field. Sci Total Environ. 894, 164674(2023).
  42. Bai, R., et al. The characteristics and influencing factors of farmland soil microplastic in Hetao Irrigation District, China. J Hazard Mater. 465, 133472(2024).
  43. Claessens, M., Van Cauwenberghe, L., Vandegehuchte, M. B., Janssen, C. R. New techniques for the detection of microplastics in sediments and field collected organisms. Mar Pollut Bull. 70 (1), 227-233 (2013).
  44. Herrera, A., et al. Novel methodology to isolate microplastics from vegetal-rich samples. Mar Pollut Bull. 129 (1), 61-69 (2018).
  45. Li, J., et al. Atmospheric deposition of microplastics in a rural region of North China Plain. Sci Total Environ. 877, 162947(2023).
  46. Shaw, D. G., Day, R. H. Colour- and form-dependent loss of plastic micro-debris from the North Pacific Ocean. Mar Pollut Bull. 28 (1), 39-43 (1994).
  47. Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environ Chem. 12 (5), 563-581 (2015).
  48. Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: A review of the methods used for identification and quantification. Environ Sci Technol. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  49. Jia, W., et al. Automated identification and quantification of invisible microplastics in agricultural soils. Sci Total Environ. 844, 156853(2022).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи