Методическая статья

Одновременная нейромодуляция сфокусированного ультразвука и запись оптоволоконной фотометрии в свободно движущейся мыши

2.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67090

⸱

6 сентября 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Guangdong Institute of Intelligence Science and Technology, 2School of Microelectronics, Xidian University, 3Department of Biomedical Engineering, The Hong Kong Polytechnic University, 4Centre for Cognitive and Brain Sciences and Ministry of Education Frontiers Science Center for Precision Oncology, University of Macau, 5Deep Brain Technology Co., Ltd

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

Протокол включает в себя изготовление преобразователя, отчетность о параметрах, хирургическую процедуру и запись сигналов для всего рабочего процесса одновременной нейромодуляции сфокусированного ультразвука и записи оптоволоконной фотометрии у свободно движущихся мышей.

Аннотация

Нейромодуляция сфокусированным ультразвуком (FUN) представляет собой многообещающий подход к неинвазивному возмущению нейронных цепей в глубоких областях мозга. Он совместим с большинством существующих методов мониторинга функций мозга in vivo. Интеграция с методами записи функций мозга не только позволяет нам обращаться к порядкам и нарушениям конкретных функций мозга с обратной связью по замкнутому циклу, но и дает нам механистическое представление о самом FUN. Здесь мы предоставляем модифицированный, простой, надежный и надежный протокол для одновременного применения флуоресцентной записи FUN и волоконной фотометрии GCaMP6s у свободно движущихся мышей. Это включает в себя изготовление одного датчика большого размера и его временное размещение на мышах, а также надежную фиксацию волоконно-оптического имплантата для облегчения плавного прохождения датчика. Комбинация FUN и волоконной фотометрии обеспечивает оптическую запись реакций нейронных схем на FUN в режиме реального времени в глубоких областях мозга. Чтобы продемонстрировать эффективность этого протокола, мыши Thy1-GCaMP6s были использованы в качестве примера для регистрации нейроактивности в переднем ядре таламуса во время FUN, когда мыши свободно двигаются. Мы считаем, что этот протокол может способствовать широкому использованию FUN как в области нейробиологии, так и в области биомедицинского ультразвука.

Введение

Нейромодуляция сфокусированным ультразвуком (FUN) стала многообещающим и универсальным инструментом нейромодуляции, позволяющим исследовать функции и организацию мозга с большим потенциалом1. FUN способен неинвазивно доставлять акустическую энергию в любую точку мозговой ткани с ювелирной точностью2. Его способность преходяще и обратимо модулировать нейроактивность в глубоких структурах мозга с высокой пространственно-временной специфичностью, безопасным и неинвазивным способом, представляет собой привлекательное свойство, которое дополняетсуществующую клиническую технику нейромодуляции. Демонстрация эффективного FUN была подтверждена как на людях 4,5,6, так и на различных животных моделях, охватывающих мелкие 7,8,9,10 и крупные виды11,12,13,14,15,16,17.

Наблюдая за влиянием FUN на определенные типы нейронов с помощью мониторинга нейроактивности во время FUN, мы можем углубиться в механизм, лежащий в основеэтого процесса. Волоконная фотометрия, основанная на генетически кодируемых кальциевых индикаторах (GECIs), стала широко использоваться в последнее десятилетие в качестве универсального метода для отслеживания популяционной активности, специфичной для клеточного типа, in vivo 20,21,22,23,24. Следовательно, одновременное применение FUN и волоконной фотометрии может значительно обогатить наше всестороннее понимание FUN. Тем не менее, использование громоздких одиночных датчиков требует фиксации к раме, в то время как животные нуждаются в обездвиживании и иммобилизации в стереотаксической раме 7,19,25,26. Этот подход может не подходить для некоторых типов экспериментов, связанных с восприятием, познанием и оценкой поведения. Крайне важно разработать протокол, который будет способствовать объединению FUN и волоконной фотометрии, не препятствуя мобилизации мышей7.

В данном исследовании мы представляем усовершенствованный протокол, использованный в наших предыдущих исследованиях для плавного и изящного дополнения метода изготовления одного преобразователя и его временной фиксации на мышах, а также надежной фиксации волоконно-оптического имплантата для облегчения плавного прохождения преобразователя 7,19,26. Это позволяет исследователям регистрировать нейроактивность, модулируемую ультразвуком, у неограниченных мышей. Мы выбрали более гладкую оболочку, такую как синусоидальная, чтобы уменьшить слуховое искажение27. Осуществимость этого протокола подтверждается одновременной регистрацией нейроактивности в переднем таламическом ядре свободно движущихся мышей во время FUN. Это демонстрирует, что энергия датчика достаточна для достижения нейромодуляции, а методы фиксации волоконно-оптического имплантата и датчика могут обеспечить их стабильность.

Протокол

Все процедуры и обращение с животными соответствовали этическим рекомендациям NSFC и утвержденным протокольным требованиям Комитета по уходу за животными и их использованию Гуандунского института разведки, науки и технологий.

1. Подготовка преобразователя

  1. Подготовьте пьезоэлектрическую пластину с внутренним диаметром 3 мм, внешним диаметром 7 мм и центральной частотой 500 кГц.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Внешний диаметр может быть отрегулирован в зависимости от конкретной области мозга, на которую воздействует, и должен быть максимальным, сохраняя точность стимуляции и не выходя за границу черепа мыши.
  2. Прикрепите провод к двум сторонам пьезоэлектрической пластины с помощью эпоксидной серебряной пасты (рис. 1). После того, как эпоксидная серебряная паста застынет, используйте мультиметр для измерения сопротивления на обоих концах провода, чтобы убедиться, что оно составляет примерно 0.
  3. Нанесите слой двустороннего скотча на поверхность чистого стеклянного листа. Плотно приклейте к стеклянному листу пьезоэлектрическую пластину и медное кольцо высотой 8 мм, внешним диаметром 8 мм и внутренним диаметром 7,6 мм.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Внутренний диаметр медного кольца определяется размером пьезоэлектрической пластины, чтобы убедиться, что пластина покрыта медным кольцом.
  4. Надежно вставьте полипропиленовую трубу с наружным диаметром 3 мм в центр пьезоэлектрической пластины и прочно приклейте ее к стеклянному листу (рисунок 1).
  5. Приготовьте соответствующее количество клея на основе эпоксидной смолы и пропылесосьте его. Извлеките эпоксидную смолу с помощью одноразового шприца и медленно введите ее в медное кольцо. Подождите около 10 часов, пока эпоксидная смола не затвердеет (Рисунок 1).
  6. Припаяйте свободные концы двух проводов к разъему байонетной гайки с помощью электронного паяльника. Снимите стеклянный лист. Очистите поверхность датчика спиртом (Рисунок 1).

2. Параметры отчетности для FUN

  1. Поместите гидрофон и датчик в резервуар для воды, наполненный деионизированной водой (рисунок 2A). Убедитесь, что центральный луч (ось Z) системы позиционирования совмещен с осью преобразователя. Это выравнивание может быть достигнуто путем, во-первых, обнаружения максимума поля в фокальной плоскости с помощью 2D-сканирования; во-вторых, выявление максимума поля в другой плоскости с четким максимумом; в-третьих, сравнение координат X и Y двух максимумов и последующая итеративная корректировка положения и/или ориентации преобразователя, если это необходимо28.
  2. Отрегулируйте наконечник гидрофона относительно поверхности датчика на расстоянии 1 мм, сохраняя это расстояние постоянным при расположении гидрофона посередине правого края датчика. Запустите программу сканирования для захвата свободного акустического поля в плоскости XZ (рис. 2B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: С методом построения гидрофона можно ознакомиться в https://github.com/HQArrayLab/Hydrophone_system_control.
  3. Переместите гидрофон вдоль оси Z, чтобы определить глубины, связанные с пространственным пиковым давлением. В этом эксперименте пространственное пиковое давление появляется на расстоянии 3,4 мм от поверхности преобразователя; сохранять это расстояние при перемещении гидрофона в правый нижний угол преобразователя в плоскости XY. Включите и запустите программу сканирования для захвата свободного акустического поля в плоскости XY (рис. 2B).
  4. Поместите датчик на череп мыши, перенесшей операцию, как описано в шаге 4. Получите транскраниальное акустическое поле в плоскости XZ и плоскости XY (рис. 2D) с помощью сканирования гидрофона, как описано в пунктах 2.1-2.3.
  5. Считывание амплитуд давления в фокусной точке, которая является пространственной пиковой областью в свободном акустическом поле и транскраниальном акустическом поле. Амплитуда давления в фокусной точке в свободном акустическом поле составляет 730 кПа, а в транскраниальном акустическом поле — 580 кПа. Прочтите фокусные размеры при -3 дБ (рис. 2C,E) и положение на плоскостях XY и XZ в транскраниальном акустическом поле, чтобы оценить, может ли акустическое поле этого преобразователя покрыть целевые области мозга.
  6. Рассчитайте механический индекс (MI), который в соответствии с руководящим документом FDA должен быть ниже 1,9, чтобы смягчить кавитацию. Расчет MI задается уравнением:
    figure-protocol-1(1)
    где pr,.3 представляет собой пиковое разрежающее давление в МПа, скорректированное на коэффициент затухания 0,3 дБ см-1 МГц-1, а f0 – рабочая частота в МГц. Измеренное пиковое разрежающее давление в транскраниальном поле составляет 580 кПа, , в 3,4 мм от преобразователя, f0 равно 500 кГц, поэтому пониженное pr,.3 составляет 576,6 кПа. ИМ составляет 0,82.
  7. Рассчитайте пространственно-пиковую среднюю интенсивность пульса (Isppa), которая должна быть ниже 190 Вт/см2 в плоскостном направлении в соответствии с руководящим документом FDA. Расчет интенсивности задается уравнением:
    figure-protocol-2(2)
    где psp (t) — изменяющееся во времени акустическое давление в месте пространственного пика, Z — характеристическое акустическое сопротивление среды (приблизительно 1.5 x 106 Рэйл для мягких тканей), а PD — длительность пульса. В случае квадратной оболочки это сводится к уравнению:
    figure-protocol-3(3)
    где A — амплитуда пространственного пикового давления. Значение А, измеренное в месте фокусировки ультразвука, составляет 580 кПа, а Z мозга составляет около 1,58 х 106 Райл, таким образом, Isppa квадратной оболочки составляет 10,65 Вт/см2 , а Isppa синусоидальной оболочки составляет 10,65 Вт/см2.
  8. Рассчитайте пространственно-пиковую средневременную интенсивность (Ispta), которая ограничена руководящим документом FDA и должна быть ниже 430 мВт/см2 в горизонтальном направлении. Расчет интенсивности задается уравнением:
    figure-protocol-4(4)
    где T — период времени, за который вычисляется среднее значение. В случае квадратной оболочки это сводится к уравнению:
    figure-protocol-5(5)
    гдепоследовательность импульсов постоянного тока — скважность импульса. Здесь последовательность импульсов постоянного тока равна 1%, так как использовались непрерывные волны, поэтому Ispta равна средней интенсивности пространственного пика, 106,5 мВт/см2 для квадратной огибающей. MI, Isppa и Ispta могут быть рассчитаны с помощью программного обеспечения (рис. 3A). Код на основе MATLAB для простого использования можно найти на https://github.com/HQArrayLab/Ultrasound_Parameter_Caculation.
  9. Сообщите параметры синхронизации импульса, включая Amax, длительность импульса, интервал повторения импульсов, длительность последовательности импульсов и огибающую (рис. 3B).

3. Подготовка животного к операции

  1. Весят 8-недельные самцы трансгенных мышей GCaMP6s, с приблизительным весом около 20 г. Приготовьте раствор, содержащий кетамин в дозе 10 мг/мл и ксилазин в дозе 2 мг/мл в стерильном физрастворе. Вводите раствор кетамина/ксилазина путем внутрибрюшинной инъекции в дозировке 100 мг/кг кетамина и 20 мг/кг ксилазина с помощью иглы 26G и одноразового шприца объемом 1 мл. Начинайте хирургическую подготовку, когда животное перестает реагировать на болезненные раздражители, такие как защемление пальца ноги.
  2. Перед хирургическим вмешательством используйте фейдер для стрижки шерсти на голове животного и продезинфицируйте область с помощью 70% этанола и повидон-йода.
  3. Поместите мышь в положение лежа на стереотаксической раме и убедитесь, что череп находится на одном уровне. Нанесите защитную офтальмологическую мазь на глаза животного для поддержания влажности.

4. Хирургическое вмешательство

  1. Сделайте надрез вдоль сагиттального шва, начиная от затылочной кости до начала носовой кости. С помощью хирургических ножниц удалите кожу, покрывающую оба полушария.
  2. Используйте стерильный физиологический раствор для очищения черепа и устранения остатков надкостницы.
  3. Нанесите 3% перекись водорода на обнаженный череп с помощью ватного тампона примерно на 2 с-3 с, чтобы создать микропоры. Тщательно промойте стерильным физиологическим раствором и убедитесь, что область полностью сухая.
  4. Создайте краниотомию с отверстием в заусенце диаметром 0,6 мм с помощью стерильного автоклавного сверла над областью мозга, определенной по стереотаксическому атласу, выровненному по брегме и лямбде. Смойте мусор стерильным физиологическим раствором и обеспечьте тщательную сушку. Будьте осторожны, чтобы не повредить ткани.
  5. Вставьте волоконно-оптический наконечник (имплантат) в держатель щупа и подключите его к стереотаксическому кронштейну.
  6. Выровняйте имплантат непосредственно над исследуемой областью с помощью стереотаксического кронштейна. При введении оптического волокна в ткань мозга продвигайте волокно медленно со скоростью примерно 2 мм/мин.
  7. Смешайте стоматологический цемент до достижения вязкости, позволяющей легко наносить его на череп. С помощью стерильной зубочистки нанесите тонкий слой стоматологического цемента на череп и на нижнюю часть имплантата. Дайте ему полностью высохнуть.
  8. Осторожно отсоедините держатель щупа. Подготовьте полипропиленовую трубу высотой 3 мм, внешним диаметром 3 мм и внутренним диаметром 2,6 мм, а затем разрежьте трубу по всей ее длине.
  9. Прикрепите трубу к нижней части имплантата с помощью пинцета. Насыпьте порошок стоматологического цемента в трубу, обеспечивающую достаточную длину над имплантатом для регистрации сигнала оптического волокна. Добавьте необходимую жидкость и дайте несколько минут стоматологическому цементу застыть.
  10. Найдите отверстие трубы и аккуратно зажмите его, чтобы извлечь трубу с помощью пинцета. Подготовьте смесь стоматологического цемента для нанесения, обеспечив равномерное нанесение тонкого слоя на череп. Покройте как можно большую площадь поверхности черепа стоматологическим цементом. Подождите несколько минут, пока стоматологический цемент застынет.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не допускайте контакта стоматологического цемента с кожей мыши.
  11. Просверлите три отверстия (диаметром 1 мм) в напечатанном на 3D-принтере кольце, равномерно разделенном на горизонте, высотой 7 мм, внешним диаметром 10 мм и внутренним диаметром 8,4 мм. Закрепите винты (длиной 1 мм) в соответствующих отверстиях.
  12. Вставьте верхнюю часть имплантата в отверстие предварительно изготовленного датчика. Убедитесь, что внутренняя стенка напечатанного на 3D-принтере кольца гладкая, а затем поместите его вокруг датчика, расположенного на черепе мыши. Убедитесь, что преобразователь расположен по центру кольца.
  13. Нанесите стоматологический цемент на стык между кольцом и черепом, затем подождите несколько минут, пока стоматологический цемент застынет. Избегайте установки стоматологического цемента на соединение между датчиком и черепом.
  14. Осторожно снимите преобразователь и надежно затяните винты. Переложите мышь в теплую клетку и убедитесь, что она находится под наблюдением до полного восстановления, прежде чем возвращать ее в исходную клетку.
  15. После операции введите подкожно карпрофен (2 мг/кг) для обезболивания и продолжайте каждые 24 часа в течение 3 дней для снятия воспаления и боли. Ежедневно наблюдайте за животными на предмет любых признаков стресса, аномальной потери веса, боли или инфекции. Как правило, к3-му дню после операции все мыши должны демонстрировать нормальное поведение. Если после3-го дня у мыши наблюдаются какие-либо признаки дистресса или болезни, следуйте рекомендациям учреждения по эвтаназии.

5. Стимуляция и запись сигнала

  1. Через 7 дней после операции включите подачу кислорода в аппарат для газовой анестезии и отрегулируйте регулятор потока кислорода так, чтобы он был установлен на уровне 300-500 мл/мин.
  2. Поместите мышь в индукционную камеру и закройте подачу анестетика к маске. Поверните диск испарителя, чтобы отрегулировать соответствующую концентрацию анестетика (2%-2,5%).
  3. После того, как мышь будет обезболива, поместите ее на стереотаксическую рамку с анестезирующей маской. Закройте индукционную линию, чтобы анестетик поступал в маску для анестезии. Отрегулируйте соответствующую концентрацию поддерживающего анестетика (1%-1,5%).
  4. Очистите верхнюю поверхность имплантата спиртом, а затем вставьте волоконно-оптический патч-корд в центр подготовленного датчика.
  5. Введите воду в пространство между имплантатом и напечатанным на 3D-принтере кольцом с помощью иглы 26G и одноразового шприца объемом 1 мл для увлажнения черепа. Используйте бумажные полотенца, чтобы впитать лишнюю воду.
  6. Введите связующее вещество в пространство между имплантатом и напечатанным на 3D-принтере кольцом с помощью иглы 26G и одноразового шприца объемом 1 мл, чтобы облегчить распространение ультразвука от датчика к мозгу.
  7. Подсоедините имплантат к оптоволоконному патч-корду. Осторожно вставьте преобразователь в область, которая заполнена соединительным веществом, и надежно затяните винты.
  8. Поместите мышь в открытое поле и дайте ей проснуться. Подключите датчик к системе ультразвукового возбуждения и подключите оптоволоконный патч-корд к оптоволоконной системе записи, чтобы обеспечить свободу движений мыши.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Волоконно-оптический патч-корд имеет длину 2 м и диаметр 1,25 мм. Интенсивность света для канала 405 составляет 20 μВт, а для канала 470 — 40 μВт.
  9. Активируйте как ультразвуковое возбуждающее устройство, так и оптоволоконную систему регистрации для синхронизации ультразвуковой нейронной модуляции с регистрацией оптоволоконного сигнала.

Результаты

Распределение акустического давления в свободном акустическом поле на плоскостях XY и XZ, расположенных на расстоянии 3,4 мм от поверхности преобразователя, что соответствует положению переднего таламического ядра мыши, показано на рисунке 2B, C. Эти измерения были получены с помощью сканирования гидрофонов в доменах XY и XZ. Распределение акустического давления в транскраниальном акустическом поле в плоскости XY и плоскости XZ, расположенных на расстоянии 3,4 мм от поверхности преобразователя, показано на рисунке 2D,E. Измеренное свободное акустическое давление составляет 730 кПа, а транскраниальное акустическое давление — 580 кПа для центральной частоты 500 кГц. Толщина измеренного черепа составляет в среднем около 0,2 мм. Мы предполагаем, что дисперсионная зависимость примерно линейна, поэтому череп имеет коэффициент затухания 19,98 дБ/смМГц. Легкий преобразователь, весящий около 1,66 г, позволяет мыши легко двигаться, облегчая наблюдение за поведением реакции мыши в режиме FUN и по траектории движения.

Сигналы оптического волокна регистрировались в режиме FUN (рис. 4B, D), при этом огибающая была квадратной и синусоидальной соответственно. В эксперименте было задействовано пять мышей-самцов. Квадрат длился 300 мс, в то время как непрерывный синусоидальный длился 471 мс, что может гарантировать, что общая энергия одинакова в двух разных FUNs (рис. 4A, C). Усиление сигнала оптического волокна указывает на увеличение нейронной активности. Нейронная реакция под действием FUN происходит быстро, что позволяет предположить, что преобразователь обладает достаточной энергией и отличными возможностями фокусировки.

figure-results-1
Рисунок 1: Процесс производства преобразователя. Это, в свою очередь, включает в себя подключение пьезоэлектрического листа к проводу и последующую его упаковку. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Иллюстрация 2: Настройка и определение характеристик ультразвукового преобразователя для ультразвукового поля. (A) Установка для измерения ультразвукового поля включает в себя гидрофон, моторную систему, управляющее программное обеспечение, генератор сигналов и осциллограф. (В, Г) Принципиальная схема измерений ультразвуковыми преобразователями в свободных и транскраниальных акустических полях и результаты измерений поперечного и продольного звукового поля. (С, Е) Диаграмма поперечного звукового поля в фокусном положении преобразователя, с красной линией, обозначающей звуковое поле в положении -3 дБ. (Ф, Г) Диаграмма формы сигнала выходного сигнала, измеренная гидрофоном для преобразователя. Область внутри красной пунктирной рамки и область внутри синей пунктирной рамки представляют периоды до того, как форма сигнала достигнет стабильной амплитуды, и период звонка датчика в конце, соответственно. Область внутри оранжевого пунктирного поля представляет собой стабильную часть сигнала, которая используется для вычисления амплитуды давления, обозначенной как p. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-3
Рисунок 3: Программное обеспечение для расчета и параметры ультразвука. (A) Самодельный интерфейс для расчета параметров ультразвука. MI, Isppa, и Ispta были рассчитаны. Интерфейс можно получить из https://github.com/HQArrayLab/Ultrasound_Parameter_Caculation. (B) Схемы осциллограмм ультразвукового давления. Используются синусоидальная импульсная огибающая и прямоугольная импульсная огибающая. Период (T) представляет собой продолжительность одного цикла рабочей частоты. Импульс, известный как одиночная непрерывная ультразвуковая обработка, длится в течение определенного времени, называемого длительностью импульса (PD). Как правило, импульсы повторяются в последовательности, известной как последовательность импульсов. Временной интервал между двумя последовательными импульсами в последовательности импульсов называется интервалом повторения импульсов (PRI) и рассчитывается как величина, обратная частоте повторения импульсов (PRF). Вся последовательность импульсов, известная как последовательность импульсов, имеет определенную продолжительность, известную как длительность последовательности импульсов. Интервал времени означает продолжительность одного испытания. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-4
Рисунок 4: Сигнал оптоволоконной фотометрии во время FUN. (А, В) Ультразвуковые параметры обволакиваются квадратом (В) и синусоидальным (D). (В, Г) Волоконная фотометрия сигнализирует соответственно во время FUN (A) и (C). Зеленая тень — это продолжительность FUN. Сплошная линия — это среднее значение, а оттенки синего и красного — среднее и стандартное отклонение записанных сигналов. В эксперименте было задействовано пять мышей-самцов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

Этот подход сочетает в себе FUN с оптической фотометрической записью, что позволяет исследовать функции мозга мыши и механизм FUN in vivo . В общих чертах описан полный операционный процесс, от изготовления датчика до хирургических процедур, что позволяет исследователям самостоятельно выполнять FUN за пределами полевых работ.

Одним из важнейших аспектов протокола является обеспечение плавного введения оптического имплантата в датчик, достаточно тонкого стоматологического цемента на черепе для проникновения ультразвука в мозг, надежного соединения оптического имплантата с черепом для предотвращения смещения во время эксперимента, а также достаточной для эффективной нейромодуляции выходной мощности датчика. Толщина стоматологического цемента, окружающего имплантат, должна быть равна или меньше диаметра отверстия датчика. Поэтому рекомендуется использовать одну и ту же полипропиленовую трубу как для процесса изготовления датчика, так и для хирургического вмешательства. Поскольку полипропиленовая труба не прилипает к стоматологическому цементу, она выбирается для формовки стоматологического цемента вокруг имплантата с боковым разрезом, чтобы облегчить удаление полипропиленовой трубы.

Электрофизиологическая запись и оптическая фотометрия являются широко используемыми технологиями для мониторинга активности мозга in vivo, обеспечивающими высокое временно-пространственное разрешение. Тем не менее, электрофизиологическая запись улавливает сигнал активности возбуждения от нейронов, прикрепленных непосредственно к электродам. Ультразвуковые волны могут напрямую вибрировать на электродах, вызывая ненужные искажающие эффекты. К счастью, технология волоконной фотометрии, которая является менее инвазивной, улавливает активность нейронов под ней, что может уменьшить сбивающий с толку эффект ультразвуковой вибрации на имплантате 7,19,26. В результате технология одновременной нейромодуляции сфокусированного ультразвука и регистрации волоконной фотометрии у свободно движущихся мышей позволяет изучать in vivo механизмы ультразвуковой нейромодуляции и дает возможность наблюдать за поведенческими реакциями мышей без вмешательства анестезии.

Тем не менее, пространственное разрешение волоконной фотометрии ограничено, так как она не в состоянии контролировать активность субклеточных и микросхем24. Более того, он обеспечивает косвенное представление нейронной активности, поскольку он не регистрирует напрямую электрические сигналы, производимые нейронной активностью.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

Эта работа частично поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (32371151), Гуандунским институтом инновационных исследований высокого уровня (2021B0909050004), Фондом совместных исследований Совета по исследовательским грантам Гонконга (C5053-22GF), Общим исследовательским фондом (15224323 и 15104520), Гонконгским фондом инновационных технологий (MHP/014/19), внутренним финансированием Гонконгского политехнического университета (G-SACD и 1-CDJM), и Фонд естественных наук провинции Ляонин - Совместный открытый фонд Государственной ключевой лаборатории робототехники (2022-KF-22-03). Авторы хотели бы поблагодарить за эту возможность и техническую поддержку со стороны Университетского исследовательского центра в области наук о жизни (ULS) и Университетского исследовательского центра в области поведенческих и системных нейронаук (UBSN) Гонконгского политехнического университета.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Одноразовый шприц 1млDOUBLE-DOVE1млИглы для инъекций
26-го калибраJin maoJM-J02Иглы для приготовления
70% этанолDong de alcohol 0.7Дезинфицируем
спиртDong de alcohol 0,75Очистите поверхность преобразователя
Байонетная гайка СоединительRisym75-5Другой конец соединительного провода подключается к ультразвуковому возбуждающему устройству
медное кольцоGuowei Металлические материалыНаружный диаметр, толщина стенки, высота (8мм, 0,2мм, 8мм)Внешний защитный чехол датчика
одноразовый шприцDOUBLE-DOVE1млВдыхание эпоксидной смолы позволяет точно в небольших количествах вводить в медную трубу
двухсторонний скотч3М3М55236Используется для фиксации преобразователя и провода для того, чтобы эпоксидный серебряный клей не двигался перед сушкой
электронного паяльникаВиктор868A+Паяные провода подключаются к
клею на эпоксидной смолеKraftK 9741Уплотните заднюю часть преобразователя
эпоксидной серебристой пастойVonrollCB-052Провод прикреплен к положительному и отрицательному полюсам пьезокерамического листа и сопротивление держится на низком уровне
JOQOYP-7021Удалить волосы на голове мыши,
аппарат для газовой анестезииRWDR500Он используется для анестезии у мышей
стеклянный листКвадратное стекло80 мм * 80 ммВременная рабочая поверхность для размещения пьезоэлектрической керамики и проводов может быть использована для покрытия поверхности стеклянной пластины двусторонним скотчем
кетамин/ксилазин Шутай/шэнсиньЗолетил 50/2мл*10Обезболить мышь
медицинским связующим средствомBestman120гКонтактная жидкость действует как среда для проведения ультразвукового сигнала
мышиБай ШиТун GCaMp6Подопытный
офтальмологическая мазьYun Zhi0,5% x 2,5 г x1Увлажняет область вокруг глаз для предотвращения слепоты
  пьезоэлектрическая пластинаJiaming Electronics FactoryДиаметр, пора, толщина (7мм, 3мм, 3,56мм)Электрическая энергия излучается в виде ультразвуковой
полипропиленовой трубыБайхао Трубный завод БайхаоВнешний диаметр, внутренний диаметр, длина (3мм, 2мм, 500мм)Предотвратить закупоривание отверстий эпоксидной смолой и оставление отверстий
повидон-йодлефеке500млДезинфицировать
запись сигнала волокнаThinker Tech Nanjing BiotechТрехцветная одноканальная оптоволоконная записывающая системаЗапись сигналов фотометрии
волокна стереотаксическая рамкаRWD68805Фиксация головы мыши и локализация области мозга
стерильным физиологическим растворомShijiazhuang si yao500ML,4.5gВ качестве растворителя, растворяет препарат
стимуляции ультразвука Технология глубокого мозгаDB-USNMОбеспечивает стабильный ввод на весовую
машинудатчика Qin bo shi1718Взвешивание провода мыши
Jinpeng Cable Factory0,3 мм2Напряжение подается на преобразователь
BNC .

Ссылки

  1. Wang, J. B., et al. Focused ultrasound for noninvasive, focal pharmacologic neurointervention. Front Neurosci. 14, 514541(2020).
  2. Bystritsky, A., et al. A review of low-intensity focused ultrasound pulsation. Brain stimulation. 4 (3), 125-136 (2011).
  3. Di Ianni, T., et al. High-throughput ultrasound neuromodulation in awake and freely behaving rats. Brain stimulation. 16 (6), 1743-1752 (2023).
  4. Legon, W., et al. Transcranial focused ultrasound modulates the activity of primary somatosensory cortex in humans. Nat Neurosci. 17 (2), 322-329 (2014).
  5. Badran, B. W., et al. Sonication of the anterior thalamus with mri-guided transcranial focused ultrasound (tfus) alters pain thresholds in healthy adults: A double-blind, sham-controlled study. Brain stimulation. 13 (6), 1805-1812 (2020).
  6. Yaakub, S. N., et al. Transcranial focused ultrasound-mediated neurochemical and functional connectivity changes in deep cortical regions in humans. Nat Comm. 14 (1), 5318(2023).
  7. Murphy, K. R., et al. A tool for monitoring cell type-specific focused ultrasound neuromodulation and control of chronic epilepsy. Proc Natl Acad Sci. 119 (46), e2206828119(2022).
  8. Niu, X., Yu, K., He, B. Transcranial focused ultrasound induces sustained synaptic plasticity in rat hippocampus. Brain Stimulation. 15 (2), 352-359 (2022).
  9. Tufail, Y., et al. Transcranial pulsed ultrasound stimulates intact brain circuits. Neuron. 66 (5), 681-694 (2010).
  10. Yang, Y., et al. Induction of a torpor-like hypothermic and hypometabolic state in rodents by ultrasound. Nat Metabol. 5 (5), 789-803 (2023).
  11. Kubanek, J., et al. Remote, brain region-specific control of choice behavior with ultrasonic waves. Sci Adv. 6 (21), 4193(2020).
  12. Deffieux, T., et al. Low-intensity focused ultrasound modulates monkey visuomotor behavior. Curr Biol. 23 (23), 2430-2433 (2013).
  13. Gaur, P., et al. Histologic safety of transcranial focused ultrasound neuromodulation and magnetic resonance acoustic radiation force imaging in rhesus macaques and sheep. Brain stimulation. 13 (3), 804-814 (2020).
  14. Fouragnan, E. F., et al. The macaque anterior cingulate cortex translates counterfactual choice value into actual behavioral change. Nat Neurosci. 22 (5), 797-808 (2019).
  15. Folloni, D. Ultrasound neuromodulation of the deep brain. Science. 377 (6606), 589-589 (2022).
  16. Verhagen, L., et al. Offline impact of transcranial focused ultrasound on cortical activation in primates. Elife. 8, e40541(2019).
  17. Yang, P. -F., et al. Neuromodulation of sensory networks in monkey brain by focused ultrasound with mri guidance and detection. Sci Rep. 8 (1), 7993(2018).
  18. Yu, K., Niu, X., Krook-Magnuson, E., He, B. Intrinsic functional neuron-type selectivity of transcranial focused ultrasound neuromodulation. Nat Comm. 12 (1), 2519(2021).
  19. Zhu, J., et al. The mechanosensitive ion channel piezo1 contributes to ultrasound neuromodulation. Proc Natl Acad Sci. 120 (18), e2300291120(2023).
  20. Chen, T. W., et al. Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity. Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).
  21. Shen, W., et al. M4 muscarinic receptor signaling ameliorates striatal plasticity deficits in models of l-dopa-induced dyskinesia. Neuron. 88 (4), 762-773 (2015).
  22. Dana, H., et al. High-performance calcium sensors for imaging activity in neuronal populations and microcompartments. Nat Meth. 16 (7), 649-657 (2019).
  23. Inoue, M., et al. Rational engineering of xcamps, a multicolor geci suite for in vivo imaging of complex brain circuit dynamics. Cell. 177 (5), 1346-1360 (2019).
  24. Legaria, A. A., et al. Fiber photometry in striatum reflects primarily nonsomatic changes in calcium. Nat Neurosci. 25 (9), 1124-1128 (2022).
  25. Kamimura, H. A., et al. Focused ultrasound neuromodulation of cortical and subcortical brain structures using 1.9 mhz. Med Phys. 43 (10), 5730-5735 (2016).
  26. Xian, Q., et al. Modulation of deep neural circuits with sonogenetics. Proc Natl Acad Sci. 120 (22), e2220575120(2023).
  27. Mohammadjavadi, M., et al. Elimination of peripheral auditory pathway activation does not affect motor responses from ultrasound neuromodulation. Brain stimulation. 12 (4), 901-910 (2019).
  28. Harris, G. R., et al. Hydrophone measurements for biomedical ultrasound applications: A review. IEEE Trans Ultrasonics Ferroelect Freq Cont. 70 (2), 85-100 (2022).

Перепечатки и разрешения

Теги

Регистрация GCaMP6sглубокие области мозгаимплантация оптического волокнатранскраниальное акустическое полединамика кальциястереотаксическая операциянейронные сети
Одновременная нейромодуляция сфокусированного ультразвука и запись оптоволоконной фотометрии в свободно движущейся мыши
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.