Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Моделирование и оценка модели диабетической кардиомиопатии у мышей

2.2K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67189

⸱

29 ноября 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 2Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

В этой статье

Краткое содержание

В этом протоколе описывается метод индуцирования диабетической кардиомиопатии с помощью комбинации диетического питания с высоким содержанием жиров и инъекций стрептозотоцина. Этот подход направлен на обеспечение надежной основы для научных исследований диабетической кардиомиопатии и изучение потенциальных путей применения в клиническом лечении.

Аннотация

Патофизиологические механизмы, лежащие в основе диабетической кардиомиопатии (DbCM), ведущей причины смертности среди пациентов с сахарным диабетом 2 типа (СД2), остаются малоизученными. Токсичность миокарда, связанная с СД2, объясняется такими факторами, как липотоксичность, глюкотоксичность, окислительный стресс, снижение сердечной эффективности и липоапоптоз. По сравнению с крысами, мыши обеспечивают большую доступность, экономическую эффективность и более широкое применение для экспериментов на животных. Инсулинорезистентность и нарушение секреции инсулина являются определяющими факторами в патофизиологии СД2. Мы представляем новую негенетическую мышиную модель, которая воспроизводит прогрессирование DbCM у человека, вызванное комбинацией кормления диетой с высоким содержанием жиров (HFD) и инъекции стрептозотоцина (STZ). В этом исследовании мы использовали мышей дикого типа C57BL/6J, которым вводили схему HFD в течение 12 недель, а затем внутрибрюшинные инъекции STZ в течение дополнительных 12 недель для индуцирования характерных проявлений СД2. Мы провели пероральные глюкозотолерантные тесты и измерили концентрацию инсулина в сыворотке крови, чтобы подтвердить развитие инсулинорезистентности и недостаточной секреции инсулина. Структура и функция сердца были тщательно оценены с помощью неинвазивной трансторакальной эхокардиографии. Патологические характеристики оценивали с помощью трихромного окрашивания по Массону и окрашивания агглютинина зародышей пшеницы (WGA), что выявило патологические особенности, связанные с DbCM. Таким образом, мы предлагаем надежный и универсальный метод для создания негенетической мышиной модели DbCM.

Введение

Сахарный диабет 2 типа (СД2) – это все более растущая глобальная проблема здравоохранения, которая является основной причиной заболеваемости и смертности среди инфицированных людей. Распространенность СД2 тесно связана с ростом эпидемии ожирения 1,2. Более трети пациентов с СД2 демонстрируют отчетливый сердечно-сосудистый фенотип, называемый диабетической кардиомиопатией (DbCM), характеризующийся дисфункцией миокарда, которая возникает независимо от ишемической болезни сердца, гипертензиии клапанной болезни сердца. Новые данные свидетельствуют о том, что примерно 20% пациентов с сахарным диабетом предрасположены к развитию сердечнойнедостаточности3, и это состояние тесно связано с их прогнозом4. Было предложено несколько патофизиологических механизмов DbCM, включая воспаление5, ремоделирование и дисфункцию сердца6, митохондриальную дисфункцию7, окислительный стресс8 и метаболические нарушения9. Несмотря на обширные исследования, полный спектр механизмов и их индивидуальный вклад в DbCM остаются не до конца изученными10. Таким образом, хорошо зарекомендовавшие себя доклинические модели на животных имеют важное значение для продвижения изучения этого состояния.

СД2 характеризуется инсулинорезистентностью и прогрессирующей инсулиновой недостаточностью11, при этом большинство из них имеют избыточный вес или ожирение12. В этом исследовании мы создали стабильную и модифицированную мышиную модель DbCM на основе предыдущих исследований, сочетающую кормление диетой с высоким содержанием жиров (HFD) и инъекции стрептозотоцина (STZ). При СД2 инсулинорезистентность и разрушение β-клеток поджелудочной железы вносят свой вклад в патофизиологию заболевания12. Эта модель использует два основных фактора риска СД2. В частности, у мышей, которых кормили HFD, развивается резистентность к инсулину, а последующие инъекции STZ еще больше ухудшают функцию β островковых клеток поджелудочной железы, что значительно приводит к прогрессированию патофизиологии, подобной СД2. STZ, выделенный из Streptomyces achromogenes, был впервые описан в 1963 году за его избирательное разрушение β-клеток островков поджелудочной железы и его диабетогенныесвойства. Существует две модели лечения STZ: введение относительно высокой дозы STZ приводит к краткосрочной модели кардиомиопатии, в то время как повторные инъекции низких доз STZ индуцируют модель СД2, которая естественным образом прогрессирует до DbCM. В результате последнего метода у животных развиваются гипергликемия, полидипсия и полиурия, которые являются характеристиками СД2 человека и развивают DbCM естественным образом.

Это исследование показало, что у мышей дикого типа C57BL/6J, получавших HFD с последующими внутрибрюшинными инъекциями STZ (30 мг/кг), к концу эксперимента наблюдалась сердечная функция, морфология и гистология, соответствующие характеристикам DbCM. Этот подход обеспечивает эффективный метод для создания мышиной модели DbCM.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры соответствовали институциональным рекомендациям по исследованиям на животных в соответствии с Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию, изложенным Национальными институтами здравоохранения США (публикация NIH No 85-23, пересмотренная в 1996 году). Все эксперименты на животных были одобрены Этическим комитетом по уходу за животными и Этическим комитетом Сычуаньского университета. Самцы мышей C57BL/6J были приобретены у Beijing Vital River Laboratory Animal Technology Co. (Китай). На протяжении всего эксперимента мыши содержались в контролируемых условиях при температуре 24 °C и регулируемом 12-часовом цикле свет/темнота, с неограниченным доступом к пище и воде.

figure-protocol-1
Рисунок 1: Схема графика эксперимента. Мыши, используемые в группах HFD/STZ и ND, были в возрасте примерно 7-8 недель. Масса тела и случайный уровень глюкозы в крови каждой мыши регистрировались еженедельно. Через 12-недельный и 24-недельный интервалы кормления метаболический фенотип мышей оценивали с помощью перорального теста на толерантность к глюкозе (ПГТТ) и измерения уровня инсулина в сыворотке крови. Кроме того, эхокардиография оценивалась на исходном уровне (неделя 0), 12 неделе и 24 неделе. После 24-недельного периода кормления мышей усыпляли. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

1. Кормление HFD

  1. Кормите самцов мышей C57BL/6J (в возрасте 7-8 недель) либо обычной диетой (ND), либо HFD (60% жира ккал) в течение 24 недель, чтобы вызвать ожирение.
  2. Записывайте массу тела каждой мыши каждые 4 недели. Убедитесь, что кривая веса демонстрирует аналогичную восходящую модель в течение 12 недель, с более крутым наклоном, наблюдаемым в группе HFD.

2. Приготовление и введение раствора СТЗ

ПРИМЕЧАНИЕ: Хранить STZ при температуре -20 °C для предотвращения деградации из-за его высокой нестабильности при комнатной температуре (RT). Смешайте STZ с цитратным буфером сразу за 5 минут до инъекции.

  1. Приготовьте цитратный буфер. Взвесить 2,1 г лимонной кислоты (относительная молекулярная масса: 210,14) и тщательно растворить ее в 100 мл дистиллированной воды для приготовления раствора А; Массировать 2,94 г цитрата натрия (относительная молекулярная масса: 294,10) и тщательно растворить его в 100 мл дистиллированной воды для приготовления раствора В. Смешать растворы А и В в соотношении 1:1,32 до получения рабочего раствора лимонной кислоты. Отфильтруйте примеси с помощью фильтрующей мембраны 0,45 мкм.
  2. Взвесьте 1 г СТЗ и тщательно растворите его в 100 мл приготовленного смесевого рабочего раствора лимонной кислоты. Полученный раствор СТЗ хранить при температуре 4 °C. По возможности убедитесь, что введение раствора STZ происходит в течение 30 минут.
  3. Используя шприц объемом 1 мл, вводите внутрибрюшинные инъекции раствора, содержащего 30 мг/кг STZ, ежедневно в течение 7 дней подряд мышам в группе HFD/STZ, обеспечивая равный объем цитратного буфера (0,1 ммоль/л, pH = 4,5) мышам в группе ND.
  4. Анализ уровня глюкозы в крови через 1 неделю после заключительной инъекции. Классифицировать мышей с случайными концентрациями глюкозы в крови, превышающими 16,7 ммоль/л, как мышей с СД2.
    1. Осторожно поместите мышь на удерживающее устройство, убедившись, что ее хвост полностью выдается наружу.
    2. Перед сбором крови тщательно продезинфицируйте место сбора крови хвоста с помощью тампона с 70% содержанием спирта, поддерживая стерильность и чистоту.
    3. Иглой с острым концом вставьте ее в хвостовую жилу, продвигаясь от кончика к основанию на глубину 3-4 мм. Как только игла будет надежно закреплена, осторожно сожмите верхнюю часть хвоста, чтобы стимулировать приток крови.
    4. Соберите около 10 μл крови у мыши и осторожно нанесите собранную кровь на специальную тест-полоску. Как только кровь всасывается, глюкометр будет оперативно отображать показания уровня глюкозы в крови.

3. Пероральный глюкозотолерантный тест (ПГТТ)14

  1. Перед OGTT постите каждую мышь на ночь в течение 14 часов, пока у нее есть неограниченный доступ к воде.
  2. Приготовьте примерно 10 мл 20% раствора глюкозы. Вводите дозу 1 г/кг глюкозы через пероральный зонд каждой мыши во время ПГТТ.
  3. Контролируйте уровень глюкозы в крови в несколько временных точек: немедленно (0 минут), через 15 минут, через 30 минут, через 60 минут и через 120 минут после приема.

4. Эхокардиографическая оценка сердечной функции

  1. Проведите эхокардиографию у каждой мыши на исходном уровне (0 недель), через 12 недель и через 24 недели после кормления HFD или ND.
  2. Перед эхокардиографией обезболивайте мышь с помощью ингаляции 3% изофлурана, который вводится со 100% кислородом с помощью наркозного аппарата. Убедитесь, что мышь не реагирует на защемление кожи с помощью зубчатого пинцета или стимуляцию пальцев ног и хвоста. Нанесите ветеринарную мазь на глаза, чтобы предотвратить сухость во время анестезии.
  3. Расположите мышь на грелке, чтобы поддерживать температуру тела, и закрепите ее когти на электроде, чтобы обеспечить устойчивое положение лежа на спине. Отрегулируйте концентрацию изофлурана в пределах 1%-2% для поддерживающей анестезии, чтобы поддерживать целевую частоту сердечных сокращений примерно 450 ударов в минуту.
  4. Снимите шерсть мыши с помощью крема для депиляции и нанесите ультразвуковой гель на ее грудь. После эхокардиографии удалите крем для депиляции и ультразвуковой гель стерильным физиологическим раствором.
  5. Оцените сердечную функцию и структурные параметры с помощью датчика с частотой 50 МГц.
    1. Чтобы получить оптимальный вид по длинной оси левого желудочка (ЛЖ), расположите зонд на левой стороне грудной клетки животного.
    2. В зависимости от индивидуальной анатомии поворачивайте зонд против часовой стрелки в диапазоне от 15° до 45° относительно левой парастернальной линии, так, чтобы выемка была направлена к его правому плечу. Отрегулируйте оси X и Y под B-режимом15.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Соответствующий вид по длинной оси ЛЖ должен включать (i) аортальный клапан и корень аорты; (ii) камера LV расположена в центре обзора; (iii) ось от основания до вершины должна быть параллельна преобразователю16.
    3. Нажмите M-mode 2x, чтобы отобразить измерительную линию. Расположите эту линию на уровне папиллярной мышцы. Впоследствии проведите измерения не менее трех последовательных сердечных сокращений, чтобы обеспечить точность. Нажмите «Сохранить клип », чтобы сохранить цикл кино в сериале.
    4. Определите конечную систолическую размерность как фазу, совпадающую с зубцом Т ЭКГ, и определите конечную диастолическую размерность как фазу, соответствующую зубцу R ЭКГ.
    5. Наклоните операционную площадку так, чтобы верхний левый угол находился самым низким, а правый нижний — самым высоким. Отрегулируйте зонд так, чтобы он проникал вдоль направления сердечной верхушки мыши, параллельно длинной оси сердца, чтобы получить трансапикальный четырехкамерный обзор.
    6. Последовательно выберите режимы C (цветной допплер) и PW (PW Doppler), поместите объем образца в точку максимальной скорости, отрегулируйте направление отбора проб в соответствии с направлением кровотока и запишите гемодинамическую информацию митрального клапана (зубец E и A)16. Нажмите «Сохранить клип », чтобы сохранить цикл кино в сериале.
  6. Прекратите ингаляцию изофлурана, чтобы позволить мышам прийти в сознание. Верните животных в клетки, содержащиеся в контролируемой среде с 12-часовым циклом света/темноты на отметках 0 и 12 недель. После 24-недельной эхокардиографической оценки гуманно усыпить мышей через вывих шейки матки после ингаляции изофлурана.
  7. Проведите анализ фракции выброса (ФВ), укорочения фракции (ФС), задней стенки левого желудочка (ЛЖП), внутреннего диаметра левого желудочка (ЛВД), межжелудочковой перегородки (ВВС) и соотношения Е/А с помощью ключа рабочей станции.

5. Гистологическое окрашивание

  1. После завершения эхокардиографического анализа на 24-й неделе усыпите мышь при вывихе спинного мозга после ингаляции изофлурана.
  2. Препарируйте мышь с помощью офтальмологических ножниц и пинцета. Осторожно отрежьте ребра, чтобы обеспечить полное обнажение сердца.
  3. Перфузируйте сердце через верхушку физиологическим раствором до тех пор, пока печень не станет бледной, что свидетельствует об успешной перфузии. Удалите сердце и тщательно промойте его в физрастворе, чтобы обеспечить полное удаление крови.
  4. Выполнение заделки парафина17.
    1. Зафиксируйте сердце 4% формалином в режиме лучевой терапии не менее чем на 24 ч.
    2. Поместите бокс для обезвоживания, содержащий сердце, в дегидратор, чтобы подвергнуть его постепенному процессу обезвоживания с использованием градиентного выщелачивания спирта и воска при температуре 65 °C.
  5. Подготавливаем срезы ткани17.
    1. Поместите обрезанный восковой блок, содержащий сосочковую мышцу, в микротом для нарезки, толщиной 4 мкм, и храните при РТ для патологического окрашивания.
  6. Проводите окрашивание с помощью трихрома Массона18 и окрашивания агглютинином зародышей пшеницы (WGA)19 .

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В этом исследовании мышей случайным образом разделили на две группы: группу ND и группу HFD/STZ, по 6 мышей в каждой группе. После заключительной эхокардиографии и тестов ПГТТ через 24 недели после кормления мышей усыпляли, чтобы собрать их сердечные ткани для гистологической оценки.

HFD/STZ вызвал явное увеличение массы тела, достигнув своего пика через 12 недель, и был значительно выше по сравнению с группой ND. После введения STZ наблюдалось заметное снижение массы тела среди мышей в группе...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Учитывая широкую распространенность сахарного диабета и связанных с ним сердечно-сосудистых осложнений во всем мире, существует острая необходимость в раскрытии лежащих в его основе молекулярных механизмов и разработке профилактических и терапевтических стратегий для этого состояния. Патогенез DbCM, одного из сердечно-сосудистых осложнений у пациентов с СД2, остается неясным, при этом отсутствуют эффективные подходы к профилактике и лечению21

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Работа выполнена при поддержке Национального фонда естественных наук Китая (номера грантов: U23A20395, 81900258 и 82170375); Ключевой проект исследований и разработок Департамента науки и технологий провинции Сычуань (2022ZDZX0020); Проект специального фонда клинических исследований Отделения сердечно-сосудистых заболеваний (CSC) Китайской медицинской ассоциации (CSCF2020B04); 1· 3· 5 проект Западно-Китайской больницы, Сычуаньский университет (ZYGD23021). Спасибо Цин Янгу (Qing Yang) (Animal Imaging Core Facilities, Западно-Китайская больница, Сычуаньский университет) за помощь в ультразвуковой диагностике мелких животных.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Ультразвуковая система для животныхFujifilm Visual SonicsVEVO 3100Эхокардиография
Глюкометркрови YuwellGU100Оценка уровня глюкозы в крови
Лимонная кислотаСигма-Олдрич251275
ИзофлуранRWD медико-биологические наукиR510-22Анестезия
Изофлуран вапорайзерRWD медико-биологические наукиR500анестезия
Инсулин для мышей (INS) ELISA KitWuhan Feiyue Biotechnology Co.,LtdFY-EM14029Оценка уровня инсулина в сыворотке крови
Nair крем для удаления волосNair255 гУдаление шерсти
мыши Диета грызунов с 60% ккал жираResearch Diets IncD12492Диета с высоким содержанием жиров
Цитрат натрияSigma-AldrichS4641
Стерильный фильтрMerck МиллипорSLHV033N
стрептозоцинSolarbioS8050
Гель для ультразвукаKepplerKL-250эхокардиографии
DongleFujifilm Visual SonicsVevo LABАнализ эхокардиографических данных
Рабочая станция для

Ссылки

  1. Defronzo, R. A., et al. Type 2 diabetes mellitus. Nat Rev Dis Primers. 1, 15019(2015).
  2. Htay, T., et al. Mortality and cardiovascular disease in type 1 and type 2 diabetes. Curr Cardiol Rep. 21 (6), (2019).
  3. Jia, G., Hill, M. A., Sowers, J. R. Diabetic cardiomyopathy: An update of mechanisms contributing to this clinical entity. Circ Res. 122 (4), 624-638 (2018).
  4. Kenny, H. C., Abel, E. D. Heart failure in type 2 diabetes mellitus. Circ Res. 124 (1), 121-141 (2019).
  5. Biernacka, A., et al. Smad3 signaling promotes fibrosis while preserving cardiac and aortic geometry in obese diabetic mice. Circ Heart Fail. 8 (4), 788-798 (2015).
  6. Van Linthout, S., et al. Reduced MMP-2 activity contributes to cardiac fibrosis in experimental diabetic cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 103 (4), 319-327 (2008).
  7. Ni, R., et al. Therapeutic inhibition of mitochondrial reactive oxygen species with mito-tempo reduces diabetic cardiomyopathy. Free Radic Biol Med. 90, 12-23 (2016).
  8. Tan, Y., et al. Diabetic downregulation of Nrf2 activity via erk contributes to oxidative stress-induced insulin resistance in cardiac cells in vitro and in vivo. Diabetes. 60 (2), 625-633 (2011).
  9. Maack, C., et al. Heart failure and diabetes: Metabolic alterations and therapeutic interventions: A state-of-the-art review from the translational research committee of the heart failure association-european society of cardiology. Eur Heart J. 39 (48), 4243-4254 (2018).
  10. Ho, K. L., et al. structural and biochemical changes in diabetes and the development of heart failure. Diabetologia. 65 (3), 411-423 (2022).
  11. Saisho, Y. Beta-cell dysfunction: Its critical role in prevention and management of type 2 diabetes. World J Diabetes. 6 (1), 109-124 (2015).
  12. Galicia-Garcia, U., et al. Pathophysiology of type 2 diabetes mellitus. Int J Mol Sci. 21 (17), 6275(2020).
  13. Junod, A., et al. Studies of the diabetogenic action of streptozotocin. Proc Soc Exp Biol Med. 126 (1), 201-205 (1967).
  14. Einwallner, E., Nagy, C. Study of in vivo glucose metabolism in high-fat diet-fed mice using oral glucose tolerance test (OGTT) and insulin tolerance test (ITT). J Vis Exp. (131), e56672(2018).
  15. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), e59431(2019).
  16. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: A position paper of the ESC working group on myocardial function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  17. Paraffin sides experiment report. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5556&code=BLZPSYBG (2022).
  18. staining experiment report. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5588&code=RSSYBG (2022).
  19. Paraffin WGA staining protocol. , Servicebio. At https://www.servicebio.com/data-detail?id=5041&code=MYYGSYBG (2022).
  20. Guariguata, L., et al. Global estimates of diabetes prevalence for 2013 and projections for 2035. Diabetes Res Clin Pract. 103 (2), 137-149 (2014).
  21. Tan, Y., et al. Mechanisms of diabetic cardiomyopathy and potential therapeutic strategies: Preclinical and clinical evidence. Nat Rev Cardiol. 17 (9), 585-607 (2020).
  22. Prasad, M., et al. A comprehensive review on high -fat diet-induced diabetes mellitus: An epigenetic view. J Nutr Biochem. 107, 109037(2022).
  23. Zhang, Y., et al. Positional cloning of the mouse obese gene and its human homologue. Nature. 372 (6505), 425-432 (1994).
  24. Adingupu, D. D., et al. Sglt2 inhibition with empagliflozin improves coronary microvascular function and cardiac contractility in prediabetic ob/ob(-/-) mice. Cardiovasc Diabetol. 18 (1), 16(2019).
  25. Huynh, K., et al. Coenzyme q10 attenuates diastolic dysfunction, cardiomyocyte hypertrophy and cardiac fibrosis in the db/db mouse model of type 2 diabetes. Diabetologia. 55 (5), 1544-1553 (2012).
  26. Moellmann, J., et al. Empagliflozin improves left ventricular diastolic function of db/db mice. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 1866 (8), 165807(2020).
  27. Ramirez, E., et al. Eplerenone attenuated cardiac steatosis, apoptosis and diastolic dysfunction in experimental type-ii diabetes. Cardiovasc Diabetol. 12, 172(2013).
  28. Fuentes-Antras, J., et al. Updating experimental models of diabetic cardiomyopathy. J Diabetes Res. 2015, 656795(2015).
  29. Riehle, C., Bauersachs, J. Of mice and men: Models and mechanisms of diabetic cardiomyopathy. Basic Res Cardiol. 114 (1), 2(2018).
  30. Zhao, S., Kusminski, C. M., Scherer, P. E. Adiponectin, leptin and cardiovascular disorders. Circ Res. 128 (1), 136-149 (2021).
  31. Parilla, J. H., Willard, J. R., Barrow, B. M., Zraika, S. A mouse model of beta-cell dysfunction as seen in human type 2 diabetes. J Diabetes Res. 2018, 6106051(2018).
  32. Wang, B., Chandrasekera, P. C., Pippin, J. J. Leptin- and leptin receptor-deficient rodent models: Relevance for human type 2 diabetes. Curr Diabetes Rev. 10 (2), 131-145 (2014).
  33. Vasanji, Z., Cantor, E. J., Juric, D., Moyen, M., Netticadan, T. Alterations in cardiac contractile performance and sarcoplasmic reticulum function in sucrose-fed rats is associated with insulin resistance. Am J Physiol Cell Physiol. 291 (4), C772-C780 (2006).
  34. Wright, J. J., et al. Mechanisms for increased myocardial fatty acid utilization following short-term high-fat feeding. Cardiovasc Res. 82 (2), 351-360 (2009).
  35. Flister, K. F. T., et al. Long-term exposure to high-sucrose diet down-regulates hepatic endoplasmic reticulum-stress adaptive pathways and potentiates de novo lipogenesis in weaned male mice. J Nutr Biochem. 62, 155-166 (2018).
  36. Kanwal, A., Pillai, V. B., Samant, S., Gupta, M., Gupta, M. P. The nuclear and mitochondrial sirtuins, sirt6 and sirt3, regulate each other's activity and protect the heart from developing obesity-mediated diabetic cardiomyopathy. FASEB J. 33 (10), 10872-10888 (2019).
  37. Winzell, M. S., Ahren, B. The high-fat diet-fed mouse: A model for studying mechanisms and treatment of impaired glucose tolerance and type 2 diabetes. Diabetes. 53 Suppl 3, S215-S219 (2004).
  38. Poucher, S. M., et al. Effects of saxagliptin and sitagliptin on glycaemic control and pancreatic beta-cell mass in a streptozotocin-induced mouse model of type 2 diabetes. Diabetes Obes Metab. 14 (10), 918-926 (2012).
  39. Islam, M. S., Loots Du, T. Experimental rodent models of type 2 diabetes: A review. Methods Find Exp Clin Pharmacol. 31 (4), 249-261 (2009).
  40. Heydemann, A. An overview of murine high fat diet as a model for type 2 diabetes mellitus. J Diabetes Res. 2016, 2902351(2016).
  41. Surwit, R. S., Kuhn, C. M., Cochrane, C., Mccubbin, J. A., Feinglos, M. N. Diet-induced type ii diabetes in c57bl/6j mice. Diabetes. 37 (9), 1163-1167 (1988).
  42. Clee, S. M., Attie, A. D. The genetic landscape of type 2 diabetes in mice. Endocr Rev. 28 (1), 48-83 (2007).
  43. Lee, J. Y., Kim, M. J., Moon, C. K., Chung, J. H. Degradation products of streptozotocin do not induce hyperglycemia in rats. Biochem Pharmacol. 46 (11), 2111-2113 (1993).
  44. Ozturk, N., Uslu, S., Ozdemir, S. Diabetes-induced changes in cardiac voltage-gated ion channels. World J Diabetes. 12 (1), 1-18 (2021).
  45. Bohne, L. J., Johnson, D., Rose, R. A., Wilton, S. B., Gillis, A. M. The association between diabetes mellitus and atrial fibrillation: Clinical and mechanistic insights. Front Physiol. 10, 135(2019).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Мышиная модельвысокожировая диетаинъекция стрептозотоцинаинсулинорезистентностьпероральный тест на толерантность к глюкозетрансторакальная эхокардиографиясердечная дисфункцияокрашивание по Массонуинсулин сыворотки крови
Моделирование и оценка модели диабетической кардиомиопатии у мышей
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.