Методическая статья

Хирургическая модель пересадки бурой жировой ткани на поверхность сердца у мышей

686 просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67289

⸱

11 июля 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiovascular Surgery, The Second Xiangya Hospital of Central South University, 2National Clinical Research Center for Metabolic Diseases, Hunan Provincial Key Laboratory of Metabolic Bone Diseases, and Department of Metabolism and Endocrinology, The Second Xiangya Hospital of Central South University, 3Department of Radiology, the Second Xiangya Hospital, Central South University

В этой статье

Краткое содержание

Разработана уникальная хирургическая модель для пересадки бурой жировой ткани на поверхность сердца у мышей. Эта модель может улучшить понимание влияния эпикардиальной жировой ткани (EAT) на сердечные заболевания и кардиопротекторной роли потемнения EAT.

Аннотация

Следует разработать мышиную модель для исследования паракринных эффектов потемнения эпикардиальной жировой ткани (EAT) на коронарные артерии и миокард. Благодаря своему особому анатомическому расположению и прямому соединению с поверхностью сердца, EAT считается не только органом накопления энергии, но и важным паракринным регулятором, участвующим в развитии множественных сердечно-сосудистых заболеваний. Несколько исследований показали, что потемнение EAT обладает многообещающим терапевтическим потенциалом при сердечно-сосудистых заболеваниях за счет противовоспалительного фенотипа, высвобождения кардиопротекторных факторов и внеклеточных везикул, среди других механизмов. Врожденный дефицит EAT на моделях грызунов ограничивает экспериментальные исследования его функции при сердечно-сосудистых заболеваниях. В предыдущих исследованиях трансплантация жировой ткани использовалась для изучения эндокринных и паракринных взаимодействий между жировой тканью и другими органами. Это подчеркивает необходимость разработки хирургической модели для трансплантации бурой жировой ткани (БАТ) на поверхность сердца мыши для изучения ее паракринного воздействия на сердечно-сосудистые заболевания и изучения потенциальных защитных преимуществ потемнения EAT. В данном исследовании установлена уникальная хирургическая процедура пересадки бурой жировой ткани на поверхность сердца у мышей и оценивается выживаемость трансплантата и жизнеспособность реципиента через четыре недели после операции. Эта модель может быть применена в будущих экспериментах по исследованию потемнения EAT.

Введение

Эпикардиальная жировая ткань (ЭАТ) представляет собой гетерогенное и многофункциональное жировое депо, расположенное на поверхности сердца, непосредственно прикрепляющееся к миокарду и окружающее основные коронарные артерии без соединительной ткани между ними1. Благодаря своей анатомической близости к миокарду и коронарным артериям, EAT может активно секретировать обильные и разнообразные биофакторы паракринно-зависимым образом для регуляции сердечно-сосудистых заболеваний, таких как фибрилляция предсердий, атеросклероз и сердечная недостаточность 2,3,4. ЭЖТ может быть фактором риска сердечно-сосудистых заболеваний, и считается, что ЭЖТ может стать новой терапевтической мишенью для кардиометаболических препаратов5.

Однако, в отличие от человека, на поверхности сердца мыши почти нет заметной EAT. Действительно, большинство экспериментов по EAT проводились in vitro из-за отсутствия экспериментальной модели на животных для наблюдения за функцией EAT in vivo6. Таким образом, ученые могут очищать и анализировать секретомы EAT только in vitro, и не существует применимой экспериментальной модели, позволяющей полностью наблюдать реальные функции EAT in vivo. Таким образом, создание мышиной модели с помощью EAT будет полезно для выяснения того, как EAT оказывает свое уникальное воздействие на проксимальный отдел миокарда и коронарных артерий.

Бурая жировая ткань (БАТ) обладает присущей ей термогенной способностью и улучшает метаболизм глюкозы7. Недавно исследователи обнаружили, что БАТ может функционировать как кардиопротекторная ткань при сердечных заболеваниях. Небольшие внеклеточные везикулы, секретируемые БАТ, участвуют в кардиопротекции, вызванной физической нагрузкой, доставляя кардиопротекторные микроРНКк сердцу. BAT может высвобождать 12,13-diHOME и NOS1 для улучшения сердечной функции за счет регуляции цикла кальция9. FGF21, полученный из бурой жировой ткани, ослабляет гипертензивное ремоделирование сердца путем активации рецептораА2А10. Кроме того, НИМ может высвобождать BMP3b, что уменьшает повреждение миокарда при ишемии-реперфузионном повреждении (I/R)11.

Эти исследования показывают, что НИМ играет кардиопротекторную роль при сердечно-сосудистых заболеваниях через эндокринные механизмы. Также имеются данные, свидетельствующие о том, что успешные модели трансплантации BAT, в которых BAT от нормальной мыши пересаживают в межлопаточную область мыши с высоким содержанием жиров, улучшают метаболизм глюкозы и чувствительность к инсулину, уменьшают жировую массу и улучшают ожирение у мышей-реципиентов. Трансплантация БАТ может оказывать свое благотворное воздействие через различные механизмы, включая эндокринное высвобождение цитокинов, связанных с БАТ, активацию симпатической нервной системы, увеличение поглощения триглицеридов БАТ и улучшение толерантности к глюкозе и резистентности к инсулину у мышей с ожирением12,13. Таким образом, трансплантация БАТ может служить потенциальным терапевтическим подходом к лечению сердечных заболеваний.

Однако из-за межвидовых различий у мышей отсутствует EAT в сердце, что делает паракринное воздействие БАТ на сердце неясным. Кроме того, остается неизвестным, обеспечивает ли трансплантация БАТ in situ на поверхность сердца превосходные преимущества по сравнению с другими стратегиями.

Чтобы оценить функцию БАТ на сердце и выяснить ее паракринное воздействие на кардиомиоциты и коронарные артерии, наша команда стремится описать пошаговую процедуру создания микрохирургической модели для трансплантации БАТ in situ на сердце мыши. В отличие от подкожной трансплантации, которая может только моделировать эндокринные влияния БАТ, этот подход позволяет изучать прямые паракринные взаимодействия. Для подтверждения успешной колонизации и выживания трансплантатов BAT будут использоваться рутинные послеоперационные наблюдательные индикаторы за счет создания кровоснабжения с поверхности сердца мыши.

Протокол

Экспериментальные протоколы получения жировой ткани были рассмотрены и одобрены Институциональным наблюдательным советом Центрального южного университета. Протокол использования животных, перечисленный ниже, был рассмотрен и одобрен Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (одобрение No 20230188) во Второй больнице Сянъя, Центральный университет Юга, Китай, в соответствии с протоколом No 2024054. Все эксперименты проводились в строгом соответствии с правилами безопасности животных и гуманного ухода. Для исследования были использованы самцы мышей дикого типа C57/BL6 в возрасте от трех до восьми недель весом от 12 до 25 г. Животные-реципиенты получали упреждающую анестезию бупренорфином в дозе 0,1 мг/кг подкожно за 1 ч до операции. Животным-реципиентам бупренорфин повторно вводили в той же дозе после трансплантации и повторно дозировали по мере необходимости в течение первых 48 ч после операции. Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Забор донорской бурой жировой ткани (БАТ)

  1. Обезболите донорскую мышь в возрасте от 3 до 8 недель, поместив ее в индукционную камеру, заполненную 2% изофлураном, смешанным с 0,5-1,0 л/мин 100%O2. Чтобы убедиться в правильности глубины анестезии, надавите на ногтевое ложе мыши или проведите тест на рефлекс защемления пальцев ног.
  2. Поместите мышь в положение лежа на грелку и закрепите ее конечности скотчем.
  3. Определите лопаточную ямку, переместившись примерно на 1 см вниз по средней линии от кожи шеи, чтобы найти углубление.
  4. Сбрейте волосы в этом месте и трижды продезинфицируйте кожу повидон-йодом.
  5. Сделайте продольный разрез примерно на 1 см, чтобы обнажить жировую ткань в пределах лопаточной ямки. Осторожно отделите поверхностную белую жировую ткань и мышечный слой, чтобы обнажить лежащую под ним BAT, которая с одной стороны выглядит коричневато-красной. Соберите 30 мг БАТ для трансплантации.
  6. Промойте BAT, чтобы удалить кровь и мусор, используя стерильный солевой раствор.
  7. С помощью офтальмологических ножниц разрежьте НИМ на мелкие кусочки (5 × 5 мм, примерно 20 мг) и поддерживайте их в полной среде для культивирования тканей при температуре 37 °C во время подготовки мыши-реципиента.

2. Подготовка к пересадке

  1. Стерилизуйте микрохирургические инструменты с помощью стерилизатора в автоклаве и надевайте стерильные перчатки.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Требуются следующие хирургические инструменты: тупые ножницы, микроножницы, микрощипцы, крупноизогнутые щипцы (×2), тонкие щипцы под углом 45° (×2), ножницы с наклонной пружиной, грудной ретрактор, рассасывающиеся шовные материалы 2-0, проленовые шовные нити 7/0 и иглодержатель.
  2. Продезинфицируйте операционное поле 75% изопропиловым спиртом.
  3. Поддерживайте нормальную температуру тела и стабильный пульс во время операции с помощью грелки, установленной на 37 °C ± 1 °C.
  4. Подготовьте ватные аппликаторы для использования в случае кровотечения.

3. Подготовка и интубация мыши

  1. Удалите шерсть от декольте до среднего уровня груди мыши-реципиента с помощью крема для эпиляции.
  2. Обезболите мышь, поместив ее в индукционную камеру, заполненную 2% изофлураном, смешанным с 0,5-1,0 л/мин 100%О2. После адекватного введения седативного эффекта поддерживайте анестезию 1,7% изофлураном, смешанным с 0,7 л/мин 100%O2.
  3. Положите мышь в лежачем положении на грелку и закрепите ее конечности скотчем.
  4. Продезинфицируйте операционное поле комплексным раствором йода, а затем 70% спиртом. Повторите этот процесс три раза.
  5. Накройте мышь стерильной простыней, обнажив только операционное поле, чтобы предотвратить загрязнение.
  6. Используйте новый комплект стерильных перчаток для каждой отдельной мыши.
  7. Наденьте резинку на передние зубы, чтобы растянуть шею. Используя изогнутые щипцы в одной руке, аккуратно манипулируйте языком в сторону, в то время как другой рукой вводите эндотрахеальную трубку PE-90. Убедитесь, что голова мыши находится на уровне трубки для правильного размещения.
  8. Убедитесь, что трубка введена в трахею, а не в пищевод. Сделайте продольный разрез (~6-7 мм) на коже шейки матки, чтобы обнажить трахею, если это необходимо для верификации.
  9. Подключите эндотрахеальную трубку к аппарату искусственной вентиляции легких для грызунов с циклическим действием, установив параметры на 140 вдохов/мин и дыхательный объем 0,2 мл. Закрепите трубку скотчем.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Показатели успешной искусственной вентиляции легких - Движения грудной клетки мыши должны быть регулярными и синхронизированными с частотой дыхания аппарата искусственной вентиляции легких.

4. Употребляйте в пищу прививку

  1. Выполните разрез по средней линии грудины, начиная с надгрудинной выемки. Сделайте разрез на 1 см по средней линии грудины (белая линия на передней стенке грудной клетки мыши), чтобы обнажить переднюю стенку сердца. Втяните грудину с помощью грудного ретрактора под операционным микроскопом. Избегайте травмирования легких и внутренней грудной артерии во время процедуры.
  2. С помощью щипцов с тонким наконечником под углом 45° аккуратно отделите и иссеките слизистую оболочку эпикарда вокруг сердца.
  3. Вскрыть перикард у передней стенки левого желудочка. Поместите чистый небольшой кусочек BAT, богатого кровеносными сосудами, на поверхность сердца. Используйте проленовый шов 7/0 с двумя хирургическими узлами, чтобы механически прикрепить BAT к поверхности левого желудочка. Избегайте прокалывания стенки сердца.
  4. Снимите ретрактор грудной клетки и зажмите отток из аппарата ИВЛ на 2 с, чтобы снова надуть легкие.
  5. Используйте рассасывающийся шов 2-0 с прерывистым рисунком шва, чтобы закрыть грудную клетку.
  6. Используйте рассасывающийся шов 2-0 с непрерывным рисунком шва, чтобы закрыть слой кожи.

5. Послеоперационный уход

  1. Введите 0,3 мл физиологического раствора внутрибрюшинно после операции для восполнения жидкости.
  2. Вводите бупренорфин (0,1 мг/кг) подкожно для облегчения боли при разрезе и энрофлоксацин (5 мг/кг) для предотвращения инфекции.
  3. Поместите мышь под тепловую лампу до тех пор, пока она не очнется от анестезии и не вернется в лежачее положение за грудиной, обеспечивая свободу движений. Затем пересадите мышь в отдельную клетку с едой и водой. Предусмотрите желатиновый источник пищи на полу клетки для легкого доступа из-за временного незначительного ограничительного движения грудной клетки.
  4. Наблюдайте за мышью-реципиентом в течение 1 часа после операции, прежде чем вернуть ее в помещение для клетки. Осматривайте мышь три раза в день в течение первых 24 часов, чтобы контролировать активность и потребление питательных веществ. Мониторинг признаков боли и дистресса в течение первых 72 часов. Ежедневно проверяйте состояние животного и еженедельно взвешивайте его.
  5. Обратитесь к ветеринарному персоналу, если у мышей проявляются признаки боли, недомогания или снижения потребления корма.
    ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости рассмотрите возможность ранней эвтаназии. Техника эвтаназии включает в себя передозировку CO2 в течение 7 минут с последующим вывихом шейки матки (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами). Некроз, абсорбция или отторжение аутотрансплантата BAT определяется как специфическая конечная точка, вызывающая эвтаназию.

Результаты

На основе наблюдений за предоперационными, периоперационными и послеоперационными исходами была успешно создана мышиная модель для трансплантации бурой жировой ткани (БАТ) на поверхность сердца. БАТ собирали из лопаточной области донорской мыши, при этом каждый трансплантат НИМ весил примерно 0,1 г.

Окрашивание гематоксилин-эозином подтвердило состав и структуру трансплантата как БАТ. При малом увеличении наблюдалось большое количество коричневых адипоцитов, образующих дольковые структуры в рыхлой соединительной ткани, богатой капиллярами. Цитоплазма коричневых адипоцитов содержала множество мелких вакуолей, а их ядра были круглыми и расположены по центру. При большом увеличении коричневые адипоциты демонстрировали морфологическое сходство с белыми адипоцитами, но были меньше в диаметре. Ядра коричневых адипоцитов были круглыми или овальными и располагались либо центрально, либо эксцентрично внутри клетки. Цитоплазма была эозинофильной и содержала множественные липидные капли разного размера, которые были распределены по всей цитоплазме. Капилляры и нервы также были видны между коричневыми адипоцитами. Трансплантированная жировая ткань была дополнительно подтверждена как коричневая жировая ткань с помощью иммуногистохимического окрашивания для экспрессии UCP1 (Рисунок 1). Трансплантат BAT был успешно зафиксирован на передней стенке левого желудочка (Рисунок 2).

Через четыре недели после трансплантации БАТ не было существенных изменений в диете, активности или массе тела у мыши-реципиента. Разрез на груди хорошо зажил и был полностью покрыт нормальными волосами. Мышь-реципиент была принесена в жертву (в соответствии с этическими нормами), а сердце вместе с эпикардиальным трансплантатом BAT было удалено для гистологического исследования. Окрашивание гематоксилин-эозином показало, что трансплантат БАТ остается жизнеспособным, проявляя типичные гистологические признаки БАТ и устанавливая микроциркуляцию с соседним миокардом. Признаков значительной воспалительной инфильтрации клеток или разжижения жира не выявлено. Трихромное окрашивание Массона выявило образование волокнистой соединительной ткани вокруг швов, используемых для фиксации трансплантированной ткани в пределах миокарда. Фиброзная соединительная ткань наблюдалась как вокруг, так и внутри трансплантата, но не было явной компартментализации или структурного нарушения жировой ткани. Иммуногистохимическое окрашивание на CD31 и UCP1 также показало образование неомикрососудов в трансплантированном БАТ и подтвердило выживаемость части коричневых адипоцитов в трансплантате (Рисунок 3).

figure-results-1
Рисунок 1: Выделение и идентификация бурой жировой ткани у донорских мышей. (A,B) Бурая жировая ткань (BAT) (обозначена белыми стрелками), собранная у донорской мыши для трансплантации. (C) Репрезентативное иммуногистохимическое окрашивание экспрессии UCP1 в бурой жировой ткани (масштабная линейка = 100 мкм). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Создание животных моделей. На этом рисунке показана процедура создания животной модели. Срединная торакотомия выполняется для обнажения передней стенки сердца с помощью стернального расширителя. Трансплантат из бурой жировой ткани (BAT) фиксируется на поверхности сердца. Затем разрез закрывается с помощью прерывистых швов для мышечного и кожного слоев. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Рисунок 3: Оценка приживления бурой жировой ткани на сердце мыши через четыре недели после трансплантации. (А) Рубец на срединном переднем разрезе грудной клетки (белая стрелка). (В,В) Трансплантат коричневой жировой ткани (BAT) фиксируется на верхушке сердца (белая стрелка). (D) Репрезентативные изображения гематоксилина и эозина (H&E) аллотрансплантата и миокарда через четыре недели после трансплантации (масштабная линейка = 100 мкм). Сплошным черным треугольником обозначен миокард, * – трансплантат БАТ, а черными стрелками – капилляры. (E) Трихромное окрашивание аллотрансплантата и миокарда через четыре недели после трансплантации (масштабная линейка = 200 мкм). (F) Иммуногистохимическое окрашивание экспрессии CD31 в аллотрансплантате и миокарде через четыре недели после трансплантации. Черными стрелками обозначена положительная экспрессия CD31 в аллотрансплантате (масштабная линейка = 100 мкм). (G) Иммуногистохимическое окрашивание экспрессии UCP1 в аллотрансплантате BAT и миокарде через четыре недели после трансплантации (масштабная линейка = 50 мкм). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

В этом исследовании была успешно создана хирургическая модель трансплантации бурой жировой ткани (БАТ) на поверхность миокарда. Эпикардиальная жировая ткань (ЭАТ) представляет собой уникальное жировое депо, которое напрямую соединяется с миокардом и коронарными артериями, разделяя общую микроциркуляцию и способствуя тесному перекрестному взаимодействию между ними. Предыдущие исследования показали, что EAT связана с множественными сердечными заболеваниями, включая ишемическую болезнь сердца, фибрилляцию предсердий и гипертрофию миокарда. Однако, несмотря на то, что эти исследования показали, что объем EAT коррелирует со степенью и тяжестью сердечных заболеваний, механизмы, с помощью которых EAT влияет на сердечную патологию, еще предстоит выяснить 1,2,3,4,5,14,15,16.

С другой стороны, считается, что НИМ играет естественную роль в защите млекопитающих от переохлаждения. Его цитоплазма содержит множество мелких многогнездных липидных капель и обогащена митохондриями. БАТ является термогенной жировой тканью, которая регулирует расход энергии и поддерживает гомеостаз глюкозы и липидов, что делает его потенциальной терапевтической мишенью для метаболических и сердечно-сосудистых заболеваний 17,18,19. Некоторые клинические исследования показали, что объем НИМ отрицательно коррелирует с сердечно-сосудистыми заболеваниями. Лица с более высоким объемом БАТ имеют более низкие показатели распространенности сахарного диабета 2 типа, ишемической болезни сердца, дислипидемии, застойной сердечной недостаточности, цереброваскулярных заболеваний и гипертонии 7,20,21.

Предыдущее исследование показало, что мелкие внеклеточные везикулы (sEVs), полученные из BAT, поглощаются кардиомиоцитами, подавляя активацию пути MAPK, связанного с ишемией/реперфузией миокарда (MI/R)8. Другое исследование показало, что BAT высвобождает sEVs, содержащие кардиопротекторные микроРНК, которые способствуют кардиопротекции, связанной с физическими упражнениями. Эти результаты иллюстрируют механизмы, лежащие в основе перекрестных помех BAT-кардиомиоцитов, и выделяют BAT sEVs и содержание их микроРНК в качестве потенциальных кандидатов на кардиопротекцию, индуцированную физической нагрузкой. Кроме того, было показано, что нейрегулин 4 (Nrg4), полученный из БАТ, смягчает эндотелиальное воспаление и атеросклероз у самцов мышей23, что еще раз демонстрирует защитные эндокринные функции БАТ для здоровья сердечно-сосудистой системы.

Более того, транскрипционный анализ показал, что БАТ человека высоко экспрессирует маркеры BAT, такие как UCP-1, PRDM16 и PGC-1α, на уровнях, превышающих те, которые обнаружены в других жировых депо 5,6,24,25. Это говорит о том, что EAT может частично функционировать как BAT. Эти результаты подтверждают гипотезу о том, что потемнение EAT может защитить миокард и коронарные артерии от гипотермии и служить защитным механизмом против ишемии или гипоксии. В совокупности эти исследования показывают, что НИМ высвобождает множество биологически активных факторов и оказывает благотворное и защитное действие на сердечно-сосудистую систему6.

В предыдущих исследованиях модели трансплантации БАТ применялись к различным моделям заболеваний, чтобы выяснить влияние БАТ на возникновение и прогрессирование заболевания. К ним относятся исследования о влиянии трансплантации БАТ при синдроме поликистозных яичников (СПКЯ)26, ее регуляторной роли в старении яичников27 и ее влиянии на метаболизм всего организма28,29. Тем не менее, патофизиологические эффекты трансплантации БАТ на сердце до сих пор не исследованы.

Как орган, способный секретировать многочисленные сигнальные молекулы, НИМ в первую очередь влияет на сердечно-сосудистую патофизиологию в нормальном организме через эндокринные пути, доставляя эти молекулы к сердцуили кровеносным сосудам. Тем не менее, может ли БАТ напрямую регулировать патофизиологию сердца через паракринные пути, остается неясным. Создание подходящей и надежной модели трансплантации БАТ на поверхности сердца облегчило бы исследование прямых взаимодействий между НИМ и сердцем.

Учитывая, что БАТ анатомически расположена в межлопаточной области мышей, ее перекрестное взаимодействие с другими органами в первую очередь зависит от системного кровообращения через эндокринную сигнализацию. Более того, некоторые исследования показали, что эпикардиальная жировая ткань (EAT) обладает потенциалом к переходу к потемнению. Различные диетические, экологические и фармакологические вмешательства показали многообещающие результаты в индуцировании потемнения EAT у пациентов с ожирением и/или ишемической болезнью сердца (ИБС). Этот переход может помочь смягчить гипоксическое и воспалительное микроокружение, которое усугубляет повреждение сосудов и ускоряет коронарный атеросклероз 4,24,30. Тем не менее, необходимы дальнейшие исследования для определения конкретных факторов и путей, участвующих в потемнении EAT. Кроме того, необходимы экспериментальные модели на животных для изучения взаимосвязи между фенотипом EAT и сердечно-сосудистыми исходами, связанными с его несбалансированным воспалительным профилем.

Одним из основных ограничений в изучении EAT является то, что у грызунов почти нет заметной EAT. У людей изучение свежей EAT также является сложной задачей из-за сложности получения образцов, так как для этого требуется торакотомия. В предыдущих исследованиях использовалась модель, в которой жировая ткань, полученная от мышей с высоким содержанием жиров, была пересажена в брюшную полость мышей с инфарктом миокарда, чтобы продемонстрировать, что диабетическая жировая ткань может усугубить ишемическое реперфузионное повреждение. Применение моделей трансплантации жировой ткани позволяет исследовать влияние БАТ на сердце с помощью паракринной сигнализации.

Основной целью разработки этой модели является исследование потенциальных терапевтических эффектов БАТ в качестве паракринного органа, подобного EAT, для миокарда и коронарных артерий. В будущем эта модель может быть использована для изучения кардиопротекторных эффектов БАТ в ингибировании прогрессирования атеросклеротических бляшек, облегчении ишемического повреждения миокарда и облегчении фибрилляции предсердий. Кроме того, это может предоставить косвенные доказательства, подтверждающие преимущества продвижения подрумянивания EAT.

В 2013 году исследовательская группа из Гарвардской медицинской школы пересадила БАТ в висцеральную полость мышей-реципиентов, соединив ткань с придаточным жировым пакетом для оценки улучшения метаболического гомеостаза за счет увеличения массы БАТ32. В более раннем исследовании, проведенном в 1960-х годах, ученые выделили БАТ из межлопаточной области донора и пересадили его под капсулу почки реципиента на период 1-2 недели. Кроме того, в другом исследовании БАТ был пересажен в переднюю камеру глаза хомяков, и гистологический анализ был использован для оценки того, выжил ли пересаженный БАТ12 человек. Тем не менее, возможность и выживаемость трансплантации БАТ в эпикардиальную область грызунов остаются неизвестными.

Эпикардиальная хирургия у мышей в настоящее время является рутинной процедурой для индуцирования моделей инфаркта миокарда. Интересно, что исследовательская группа успешно доставила фармакологические агенты в перикардиальное пространство/жидкость в свиную модель, которая была использована для исследования фибрилляции предсердий, относительных рефрактерных периодов и ишемической кардиомиопатии. На основании этих исследований обоснована разработка модели эпикардиальной БАТ у грызунов с помощью хирургических процедур.

На основании экспериментальных результатов два кусочка НИМ были отделены от межлопаточного пространства донорской мыши. БАТ была покрыта подкожной жировой тканью (САТ) и имела более темный цвет, чем САТ, с богатым кровоснабжением. Окрашивание БАТ гематоксилином и эозином (H&E) показало, что коричневые адипоциты содержат более мелкие многокамерные липидные капли и сильно васкуляризированы, с эритроцитами, присутствующими в просвете капилляра. Каждый собранный сегмент НИМ весил примерно 30-40 мг. Тем не менее, трансплантированный трансплантат BAT был ограничен примерно 20 мг, так как дальнейшее увеличение трансплантата приводило к смертности мышей в течение 1-2 дней после операции. Возможной причиной такого исхода является ограниченное пространство между грудной полостью и передней стенкой сердца. Относительно большой трансплантат может оказывать чрезмерное давление, что потенциально может привести к тампонаде сердца.

Анестезия поддерживалась с помощью интубации трахеи, а глубина анестезии контролировалась путем наблюдения за амплитудой и ритмом колебаний грудной клетки у мыши. Срединная торакотомия была выбрана для обнажения передней стенки сердца, что облегчило трансплантацию БАТ. Учитывая, что EAT напрямую связана с миокардом и коронарными артериями без разделяющей их соединительной тканью, протокол включал вскрытие перикарда, введение BAT на поверхность сердца, а затем наложение швов на перикард.

Через четыре недели после трансплантации мыши-реципиенты были усыплены (в соответствии с этическими рекомендациями), а грудные полости были вскрыты для оценки интеграции и выживаемости BAT. Эти результаты подтверждают, что аллотрансплантат BAT успешно выжил.

В заключение следует отметить, что была успешно разработана хирургическая модель для трансплантации НИМ на поверхность сердца у мышей. Эта модель может улучшить понимание влияния EAT на сердечные заболевания и кардиопротекторного потенциала потемнения EAT.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конкурирующих интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (No 81870623, 81770881, 81900286, 82100494, 82100944 и 82070910), Планом ключевых исследований и разработок провинции Хунань (2020SK2078) и Фондом естественных наук провинции Хунань (2022JJ70055, 2021JJ40842 и 2022JJ40721)

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1% пенициллин/стрептомицинGibco, Invitrogen, Нью-Йорк, США03-031-1BCSСохранение тканей для трансплантата
10% Фетальная бычья сыворотка (FBS)Bovogen, Новая Зеландия, Австралия1907BСохранение тканей для трансплантата
2-0 Рассасывающиеся шовные материалыShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Company17Y1204JЗакрытие кожи
у 6-8-недельных самцов мышейC57BL/6JSJA Laboratory Animal Co., Ltd (провинция Хунань, Китай)
7/0 Проленовые шовные нитиShanghai Pudong Jinhuan Medical Products CompanyR731Фиксация бурой жировой ткани на сердце
Ализарин Красный окрашивающий растворServicebio, Ухань, КитайCR2203058Ализарин Красное окрашивание для трансплантата
Наклонные пружинные ножницыЦзиньчжун хирургический инструмент КомпанияY3C040Диссекция и разделение тканей
Блант ножницыJinzhong хирургический инструмент КомпанияJ22010Диссекция и разделение тканей
Ретрактор грудной клеткиTIGERGENE КомпанияTG-CK-07PKВтягивание и фиксация грудной клетки
Курс изогнутых щипцовХирургический инструмент Jinzhong КомпанияJD1060Диссекция и разделение тканей
DMEM: F12 (1:1) mediumGibco, Invitrogen, Нью-Йорк, СШАC11330500BTСохранение тканей для трансплантата
Fine 45° угловые щипцыЦзиньчжун хирургический инструментКомпания Y4E040Диссекция и разделение тканей
ИзофлуранШэньчжэнь RuiWoDe Life Technology Co., LTDR510-22Газовая анестезия мышей
МикрощипцыХирургический инструмент Цзиньчжун КомпанияJD1050Диссекция и разделение тканей
МикроножницыХирургический инструмент Цзиньчжун КомпанияY00030Диссекция и разделение тканей
ИглодержательЦзиньчжун хирургический инструментКомпания Y3G150Держатель иглы для закрытия
Офтальмологические ножницыХирургический инструмент Цзиньчжун КомпанияY3C060Диссекция и разделение тканей
Хирургический микроскопMurzider КомпанияMSD203Для хирургической трансплантации бурой жировой ткани Трансплантат
Объемный циклический аппарат искусственной вентиляции легких для грызуновNanjing KEWBASIS Biotechnology Co.LTDKW-MZJ-ZГазовая анестезия для мышей

Ссылки

  1. Iacobellis, G. Epicardial adipose tissue in contemporary cardiology. Nat Rev Cardiol. 19 (9), 593-606 (2022).
  2. Zobel, E. H., et al. Relation of cardiac adipose tissue to coronary calcification and myocardial microvascular function in type 1 and type 2 diabetes. Cardiovasc Diabetol. 19 (1), 16(2020).
  3. Packer, M. Epicardial adipose tissue may mediate deleterious effects of obesity and inflammation on the myocardium. J Am Coll Cardiol. 71 (20), 2360-2372 (2018).
  4. Napoli, G., et al. Epicardial and pericoronary adipose tissue, coronary inflammation, and acute coronary syndromes. J Clin Med. 12 (23), jcm12237212(2023).
  5. Villasante Fricke, A. C., Iacobellis, G. Epicardial adipose tissue: Clinical biomarker of cardio-metabolic risk. Int J Mol Sci. 20 (23), ijms20235989(2019).
  6. Doukbi, E., et al. Browning epicardial adipose tissue: Friend or foe. Cells. 11 (6), 11060991(2022).
  7. Becher, T., et al. Brown adipose tissue is associated with cardiometabolic health. Nat Med. 27 (1), 58-65 (2021).
  8. Zhao, H., et al. Small extracellular vesicles from brown adipose tissue mediate exercise cardioprotection. Circ Res. 130 (10), 1490-1506 (2022).
  9. Pinckard, K. M., et al. A novel endocrine role for the BAT-released Lipokine 12,13-diHOME to mediate cardiac function. Circulation. 143 (2), 145-159 (2021).
  10. Ruan, C. C., et al. A(2A) receptor activation attenuates hypertensive cardiac remodeling via promoting brown adipose tissue-derived FGF21. Cell Metab. 28 (3), 476-489.e5 (2018).
  11. Martí-Pàmies, Íal, et al. Brown adipose tissue and BMP3b decrease injury in cardiac ischemia-reperfusion. Circ Res. 133 (4), 353-365 (2023).
  12. White, J. D., Dewal, R. S., Stanford, K. I. The beneficial effects of brown adipose tissue transplantation. Mol Aspects Med. 68, 74-81 (2019).
  13. Bartelt, A., et al. Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance. Nat Med. 17 (2), 200-205 (2011).
  14. Rosito, G. A., et al. Pericardial fat, visceral abdominal fat, cardiovascular disease risk factors, and vascular calcification in a community-based sample: the Framingham heart study. Circulation. 117 (5), 605-613 (2008).
  15. Piché, M. E., Poirier, P., Lemieux, I., Després, J. P. Overview of epidemiology and contribution of obesity and body fat distribution to cardiovascular disease: An update. Prog Cardiovasc Dis. 61 (2), 103-113 (2018).
  16. Shaihov-Teper, O., et al. Extracellular vesicles from epicardial fat facilitate atrial fibrillation. Circulation. 143 (25), 2475-2493 (2021).
  17. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. N Engl J Med. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  18. Maliszewska, K., Kretowski, A. Brown adipose tissue and its role in insulin and glucose homeostasis. Int J Mol Sci. 22 (4), ijms22041530(2021).
  19. Fernández-Verdejo, R., Marlatt, K. L., Ravussin, E., Galgani, J. E. Contribution of brown adipose tissue to human energy metabolism. Mol Aspects Med. 68, 82-89 (2019).
  20. Takx, R. A., et al. Supraclavicular brown adipose tissue 18F-FDG uptake and cardiovascular disease. J Nucl Med. 57 (8), 1221-1225 (2016).
  21. Chen, H. J., Meng, T., Gao, P. J., Ruan, C. C. The role of brown adipose tissue dysfunction in the development of cardiovascular disease. Front Endocrinol (Lausanne). 12, 652246(2021).
  22. Icli, B., Feinberg, M. W. MicroRNAs in dysfunctional adipose tissue: Cardiovascular implications. Cardiovasc Res. 113 (9), 1024-1034 (2017).
  23. Shi, L., et al. Brown adipose tissue-derived Nrg4 alleviates endothelial inflammation and atherosclerosis in male mice. Nat Metab. 4 (11), 1573-1590 (2022).
  24. González, N., Moreno-Villegas, Z., González-Bris, A., Egido, J., Lorenzo, Ó Regulation of visceral and epicardial adipose tissue for preventing cardiovascular injuries associated to obesity and diabetes. Cardiovasc Diabetol. 16 (1), 44(2017).
  25. Rossi, V. A., Gruebler, M., Monzo, L., Galluzzo, A., Beltrami, M. The different pathways of epicardial adipose tissue across the heart failure phenotypes: From pathophysiology to therapeutic target. Int J Mol Sci. 24 (7), ijms24076838(2023).
  26. Fang, Y. Q., Zhang, H. K., Wei, Q. Q., Li, Y. H. Brown adipose tissue-derived exosomes improve polycystic ovary syndrome in mice via STAT3/GPX4 signaling pathway. Faseb J. 38 (18), e70062(2024).
  27. Chen, L. J., et al. Single xenotransplant of rat brown adipose tissue prolonged the ovarian lifespan of aging mice by improving follicle survival. Aging Cell. 18 (6), e13024(2019).
  28. Quan, Y., Lu, F., Zhang, Y. Use of brown adipose tissue transplantation and engineering as a thermogenic therapy in obesity and metabolic disease. Obes Rev. 25 (3), e13677(2024).
  29. Dewal, R. S., et al. Transplantation of committed pre-adipocytes from brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis. iScience. 27 (2), 108927(2024).
  30. Horckmans, M., et al. Pericardial adipose tissue regulates granulopoiesis, fibrosis, and cardiac function after myocardial infarction. Circulation. 137 (9), 948-960 (2018).
  31. Gan, L., et al. Small extracellular microvesicles mediated pathological communications between dysfunctional adipocytes and cardiomyocytes as a novel mechanism exacerbating ischemia/reperfusion injury in diabetic mice. Circulation. 141 (12), 968-983 (2020).
  32. Stanford, K. I., et al. Brown adipose tissue regulates glucose homeostasis and insulin sensitivity. J Clin Invest. 123 (1), 215-223 (2013).

Перепечатки и разрешения

Теги

Эпикардиальная жировая тканьтрансплантат жировой тканимодель сердца мышипаракринные эффектысердечно-сосудистые заболеваниятрансплантация тканейпобурение ЭЖТпротивовоспалительный фенотипкардиопротекторные факторы

Эта статья была опубликована

Видео скоро будет доступно

Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.