Методическая статья

Модель заживления ожоговых ран мышей на основе цифрового нагревательного устройства

2.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67375

⸱

27 декабря 2024 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1State Key Laboratory of Oral Diseases & National Center for Stomatology & National Clinical Research Center for Oral Diseases, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University, 2Department of Endodontics, West China Hospital of Stomatology, Sichuan University

В этой статье

Краткое содержание

Представлен оптимизированный протокол для создания модели заживления ожоговых ран у мышей с использованием цифрового нагревательного устройства. Созданные на коже экспериментальные участки, похожие на шахматную доску, облегчают дальнейший функциональный анализ для анализа заживления ран.

Аннотация

Тяжелые ожоговые травмы являются одними из самых травматических и физически изнурительных состояний, поражая почти все системы органов и приводя к значительной заболеваемости и смертности. Учитывая их сложность и вовлеченность нескольких органов, были созданы различные животные модели для воспроизведения различных аспектов ожоговой травмы. Методы, используемые для получения обожженных поверхностей, различаются в зависимости от экспериментальных моделей на животных. В этом исследовании описывается простая, экономичная и удобная в использовании модель ожога мышью для создания последовательных ожогов по всей толщине с помощью цифрового нагревательного устройства. Наконечник этого устройства прикладывался к тыльной стороне мышей в течение 10 с при температуре 97 °C для установления ожога, похожего на шахматную доску, и изучения заживления раны при обработке экспериментальной повязкой. Образцы кожи были собраны для гистологического анализа, включая окрашивание гематоксилином и эозином (H&E) и окрашивание по Массону. Заживление раны оценивали с помощью анализа области раны и микроскопического исследования воспалительной инфильтрации, реэпителизации и образования грануляционной ткани. Модель ожоговой травмы мыши может служить фундаментальным инструментом в изучении патофизиологии термических травм и оценке терапевтических вмешательств.

Введение

Ожоги считаются одной из критических травм кожи, вызванных воздействием тепла, электричества, химических материалов, а также радиационного облучения 1,2. Его можно классифицировать на четыре степени в зависимости от глубины травмы, начиная от эпидермиса и заканчивая полной толщиной кожи, и даже мышцами и костями. Небольшие ожоги могут привести к образованию рубцов и увеличить риск инфицирования. Большая площадь ожоговой травмы не только вызывает местное повреждение, но и стимулирует нарушения работы сердца, почек и других органов или систем организма посредством тяжелого и длительного воспаления и иммунных реакций, что приводит к серьезным системным последствиям и высокой заболеваемости3. У большинства выживших после ожоговых травм отмечаются длительные физические недостатки, эмоциональный стресс и снижение качества жизни 4,5. Поэтому важно изучать патологический процесс ожогов и механизмы регенерации обожженных тканей.

Участвующие в иммунных реакциях, регенерации тканей и систематическом гомеостазе, исследования in vitro не смогли всесторонне изучить патологический процесс заживления ожоговых ран. Таким образом, за последние два десятилетия для изучения потенциальных терапевтических вмешательств были разработаны различные животные модели заживления ожоговых ран, чтобы воспроизвести различные особенности ожоговой травмы 6,7. Ожоговые раны обычно образуются на тыльной поверхности свиней, крыс, мышей, кроликов и других животных после удаления шерсти. Время горения может составлять от 3 до 30 секунд для образования термических повреждений от частичной до полной толщины с диапазоном от 5% до 30% общей площади поверхности тела (TBSA)8. В настоящее время не существует стандартизированных моделей этих методов в исследованиях на ожоговых животных из-за высокой вариативности используемых методов. Методы, используемые для получения обожженных поверхностей, различаются в зависимости от экспериментальных моделей на животных, включая газовое пламя9, горящую ванну с этанолом10, предварительно нагретую одиночную металлическую пластину/стержень11,12, кипячение или горячую воду13,14. Тем не менее, техника нанесения ожога и глубина полученного ожога часто противоречивы и плохо описаны в предыдущих исследованиях, что имеет решающее значение при определении тяжести ожога и метода лечения ожога.

Данное исследование направлено на разработку простой, экономически эффективной и удобной в использовании модели животного для создания последовательных ожогов на всю толщину в смоделированных клинических сценариях. В этом протоколе мы использовали удобное цифровое нагревательное устройство, чтобы контролировать глубину ожога путем регулировки температуры, наносимой на кожу. Наконечник этого устройства может быть изменен на различные размеры, чтобы вызвать термические ожоги с различными диапазонами TBSA. Это позволяет создать на спине мыши ожоговую рану, похожую на шахматную доску, что позволяет сравнивать несколько экспериментальных и контрольных методов лечения у одного и того же животного. Мы наблюдали и записывали процесс закрытия раны. Образцы кожи собирали для гистологической оценки (окрашивание гематоксилином и эозином (H&E) и трихромное окрашивание по Массону) на разных стадиях заживления ран. Такой подход сокращает количество животных, используемых в эксперименте, и, следовательно, снижает экономические затраты, будучи при этом более совместимым с этикой животных. Это исследование предоставит исследователям необходимые инструменты для содействия разработке новых методов лечения ожоговой травмы и выявления патофизиологических механизмов заживления ожоговых ран.

Протокол

Все процедуры на животных в этом исследовании были рассмотрены и одобрены Этическим комитетом Западно-Китайской школы стоматологии Сычуаньского университета (WCHSIRB-D-2024-499). В настоящем исследовании были использованы двадцать четыре восьминедельные мыши C57BL/6 (самки, масса тела 25-30 г). Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Подготовка оборудования и мыши к ожоговой травме

  1. Приобретите животных и поместите их в клетки на 7 дней по прибытии, чтобы они могли акклиматизироваться к окружающей среде.
  2. Простерилизуйте рабочую зону, распылив и протерев 70% этанолом (v/v). Накройте операционный стол стерильными хирургическими абсорбирующими прокладками.
  3. Отрегулируйте температуру цифрового нагревательного прибора до 97 °C. Нагревательное устройство состоит из трех частей (рисунок 1).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Температуру в диапазоне от 50 до 450 °C можно регулировать с помощью регулятора температуры (Рисунок 1A). Основание подставки используется для установки наконечника (Рисунок 1B), который можно демонтировать (Рисунок 1C) для замены инструментов разных размеров. Продезинфицируйте наконечник йодофором или спиртом.
  4. Обезболивайте мышь 5% изофлураном в 100% кислороде в индукционной камере в течение 3 мин (скорость потока: 4 л/мин) до тех пор, пока дыхание не замедлится. Оцените глубину анестезии с помощью теста с щипцом ноги.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вдыхание изофлурана может привести к сонливости и нанести вред сердечно-сосудистой системе. Важно носить защитное снаряжение и обращаться с ним в вытяжном шкафу в хорошо проветриваемом помещении.
  5. Как только мышь будет глубоко обезболивая, перенесите ее на подогретую подушку в положении лежа, чтобы сохранить тепло и предотвратить переохлаждение во время восстановления после анестезии. Уменьшите изофлуран до 1. 5% кислорода для обслуживания через носовой обтекатель.
  6. Нанесите смазывающий гель на оба глаза мыши с помощью ватного тампона, чтобы предотвратить высыхание роговицы.

2. Причинение ожоговой травмы на всю толщину

ПРИМЕЧАНИЕ: Общий процесс индукции и анализа горения показан на рисунке 2.

  1. Выбрейте кожу мыши с помощью электробритвы на участке длиной примерно 5 см и шириной 4 см от шеи до хвоста. Работайте осторожно, чтобы не травмировать кожу во время бритья (рисунок 3C).
  2. С помощью ватного аппликатора нанесите крем для депиляции на выбритую кожу на 3 минуты (Рисунок 3D).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте нанесения крема для депиляции на другие части мыши, чтобы предотвратить ожоги, которые может быть трудно обнаружить. Крем вызывал кожные высыпания при использовании более 5 минут. Точная продолжительность для достижения оптимальной эффективности варьируется в зависимости от продукта и должна определяться оператором.
  3. Сотрите крем с помощью влажной марли до тех пор, пока крем и волосы не будут обнаружены. Продезинфицируйте операционную область с помощью скраба с хлоргексидином, а затем добавьте 70% этанол (v/v) три раза. Очистите и высушите участок стерильной марлей.
  4. Используйте стерилизованный наконечник пипетки объемом 1 мл диаметром 9 мм (рис. 3A), смоченный в стерилизованных чернилах, чтобы точно определить желаемые места ран. Спинная кожа мыши характеризуется неровным рельефом. Определение области раны отдельно от спинного мозга мышей имеет важное значение для обеспечения повторяемости.
  5. Накройте кожу предварительно обрезанной стерильной простыней, оставив операционную область свободной (рисунок 3). Наденьте термостойкие перчатки и проверьте температуру цифрового нагревательного прибора. До и после индукции горения продезинфицируйте наконечник устройства с помощью 70% этанола (v/v).
  6. Приложите наконечник нагревательного устройства к центру расположенных участков раны (97 °C в течение 10 с) для создания шести круглых ран диаметром 4 мм (рисунок 3В). Интервал между соседними ожогами составляет 0,5-1 см. Определите количество ожогов в соответствии с планом эксперимента.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Ожог вызван в основном теплопроводностью; Поэтому нет необходимости оказывать давление на стержень, т. е. удерживать его в контакте с кожей под действием силы тяжести во время индукции ожога. Для экспериментального проекта было проведено шесть включений. Это максимальное количество ожоговых ран, которое можно построить в соответствии с используемым нами устройством и площадью тыльной поверхности мыши. На этой основе можно получить множественные повторения одной и той же экспериментальной группы.

3. Уход и измерение после ожога

  1. Приложите лед к ожоговой ране на 5 минут, чтобы уменьшить потенциальную боль и справиться с болью (Рисунок 3G).
  2. Выключите изофлуран, а после ожоговой травмы удалите носовой конус. Переложите мышь на грелку до тех пор, пока мышь не будет двигаться нормально (например, не приседать и не дрожать).
  3. Поместите каждую мышь в клетку для восстановления, чтобы они не поцарапали друг друга. Размягчите некоторые гранулы корма, добавив 5-10 капель питьевой воды в каждую гранулу, и положите их на пол клетки, чтобы облегчить кормление.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Стерилизация клеток путем распыления и протирания 70% этанолом (об/об.). Подстилку следует регулярно менять, чтобы мыши оставались в тепле и впитывали мочу.
  4. Вводите бупренорфин (0,1 мг/кг) подкожно в каудальную область два раза в сутки в общей сложности 3 дня, обеспечивая интервал между инъекциями не менее 8 часов.
  5. Промойте все раны стерильной марлей, смоченной физиологическим раствором, через 24 ч после индукции ожога. Промокните кожу марлей и нанесите небольшое количество антибактериального геля (гидрогеля TKH) с помощью шприца, чтобы покрыть ожоговую рану12,14. Повторите эту процедуру на 3, 7 и 10 день после этого.
  6. Используйте дышащую прозрачную повязку, чтобы закрыть раны. Размер повязки должен покрывать около 1 см вокруг раны и не должен закрывать область без эпиляции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Меняйте повязку на рану не реже одного раза в 2 дня. Длительное использование повязки без замены может привести к инфицированию раны с образованием гноя, что приводит к замедлению заживления раны.
  7. На протяжении всего периода наблюдения измеряйте вес каждые 2-3 дня. Как правило, мыши, которые теряют 15-20% от своей первоначальной массы тела, должны быть принесены в жертву и исключены из эксперимента.

4. Сбор ран

  1. Через 0, 3, 7, 10 и 14 дней отметьте рану кончиком стерильного наконечника пипетки объемом 1 мл и запишите это на цифровую камеру.
  2. Усыпляйте мышей путем передозировки анестезии и вывиха шейки матки (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны во время вывиха шейного отдела, чтобы избежать чрезмерного вытягивания, которое может повредить тыльную рану.
  3. С помощью ножниц изолируйте место раны и окружающую кожу, включая нижележащую мускулатуру (1 см х 1 см). Подготовьте не менее трех образцов для каждой группы.
  4. Зафиксируйте образцы кожи в 4% параформальдегиде (PFA) на 24 часа и храните при температуре 4 °C. Объем фиксатора должен быть в 30 раз больше объема тканив 15,16 раз.
    ПРИМЕЧАНИЕ: PFA опасен. Убедитесь, что работа ведется в хорошо проветриваемом помещении и используйте соответствующие средства защиты.

5. Оценка заживления ран

  1. Дважды промойте ткань раны PBS и намажьте ее фильтровальной бумагой, которую следует обрезать до соответствующего размера (рисунок 2H). Благодаря наличию некоторого слизистого содержимого в слое подкожной клетчатки, он прилипает к поверхности фильтровальной бумаги без движения или скручивания тканей.
    1. Поместите фильтровальную бумагу и образец в тканевую кассету для обезвоживания парафина, чтобы получить относительно гладкие образцы ткани, а затем заделайте ткань15,16. Хранить образцы при температуре 4 °C.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Максимально растягивайте ткань и избегайте складок, так как эти складки станут постоянными после фиксации.
  2. Разрежьте залитые парафином образцы на срезы толщиной 5 мкм и нанесите на предметные стекла с помощью H&E и трихрома Массона для оценки степени грануляционной ткани, формирования ангиогенеза и отложения коллагена, что позволило получить доказательства для оценки различных стадий и прогрессирования заживления ран17,18.
  3. Получение изображений всех образцов с помощью микроскопа с 40-кратным объективом.
  4. Используйте совместимое программное обеспечение для анализа окрашенного участка кожи, включая эпидермис, дерму, подкожную клетчатку и состояние мышц.

Результаты

В этом протоколе с помощью цифрового нагревательного устройства создавались ожоговые раны, похожие на шахматные доски, с продолжительностью ожога 10 с при температуре 97 °C (рис. 1). Наконечник устройства изготовлен из чистой меди, которая известна своей отличной теплопроводностью и способностью к быстрому нагреву. Рукоятка, которую держит экспериментатор, изготовлена из поликарбонатного материала, что обеспечивает термостойкость и негорючесть. По сравнению с предварительно нагретой одиночной металлической пластиной/стержнем или методами кипячения или горячей воды, это устройство демонстрирует превосходные показатели безопасности и сокращает время анестезии у мышей, что приводит к сокращению общей продолжительности эксперимента.

Общий процесс индукции и анализа горения показан на рисунке 2. У каждого животного было шесть ожоговых ран на спине, расположенных так, как показано на рисунке 2E. Оценивали размер раны у этих животных и собирали образцы кожи для гистологического анализа, включая H&E и трихромное окрашивание по Массону на 1, 3, 7, 10 и 14 день после ожога соответственно.

Каждая ожоговая рана имела круглую форму с равной площадью, а также одинаковой глубиной после индукции ожога. Цвет края ожоговой травмы смещается с восково-белого на красный, что сопровождается гиперемической зоной из-за немедленной воспалительной реакции на травму. Кроме того, размер ожоговой раны немного увеличился в течение 72 часов после ожога (Рисунок 4A).

Микроскопический анализ участков ран, окрашенных трихромом H&E и Masson (рис. 4B), выявил полное разрушение эпидермального слоя и повреждение всей толщины дермы, затрагивающее как подкожный жир, так и мышцы. Гистологическое исследование показало, что на 3-е сутки процесс заживления раны находился в воспалительной стадии, характеризующейся вазодилатацией и значительной инфильтрацией воспалительных клеток. Заметное уменьшение площади раны наблюдалось на 7-й день после ожога по сравнению с 3-м днем, что видно на микроскопических изображениях образцов. Формируется грануляционная ткань и сердечно-сосудистая система, а коллагеновые волокна плотно откладываются на 14-й день, что означает, что заживление раны вступает в стадию ремоделирования. Раны восстанавливались без явной инфекции на протяжении всего процесса заживления.

Кроме того, способность к заживлению ран оценивалась путем количественной оценки данных о заживлении ран и анализа трассировки ран (Рисунок 5). Наблюдалось ускорение заживления ран в ранах, обработанных пептидным гидрогелемTKH 12,14, о чем свидетельствовало значительно меньшие площади раны на 7, 10 и 14 день.

Интервал между соседними ранами (рис. 6), поперечный или продольный, не подтвердил никакой разницы по сравнению с кожей без ожогов. Эпидермис, дерма и подкожные ткани были неповрежденными, не было инфильтрации лимфоцитов и расширения сосудов. Процесс заживления двух ран не мешает друг другу. Поэтому для лечения раны на основе модели можно применять различные препараты или повязки для оценки эффекта in vivo.

figure-results-1
Рисунок 1: Цифровое нагревательное устройство для индукции горения. Цифровое нагревательное устройство, используемое для индуцирования ожоговых травм. (a) Регулятор температуры позволяет регулировать температуру в диапазоне от 50 до 450 °C. (b) Основание подставки используется для удержания горящего наконечника. (c) Наконечник устройства может переключаться на различные размеры. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-2
Рисунок 2: Схема модели раны, похожей на шахматную доску. Пошаговая схема воспроизведения модели раны, похожей на шахматную доску, описана в статье. (А) T8-недельная мышь используется в качестве модели для экспериментов по заживлению ран. (B) Волосы удаляются из обозначенной области раны. (C) Шесть мест ранения помечаются с помощью наконечника пипетки объемом 1 мл. (D) Цифровое нагревательное устройство используется для создания шести ожоговых ран в центре каждого отмеченного участка (E). (F) Изображение спинки крупным планом после индукции ожога. (G) Образцы кожи (около 1 см × 1 см) собираются на 3, 7, 10 и 14 дни. (H) Образцы кожи расплющиваются с помощью фильтрованной бумаги и переносятся в закладные кассеты. (I) выполняется обезвоживание парафина, и (J) образцы разрезаются до толщины 5 мкм. (K) Срезы окрашивают с использованием гематоксилина и эозина (H&E), а также трихрома Массона. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-3
Иллюстрация 3: Процесс индукции ожоговой травмы на всю толщину. (A) Диаметр наконечника пипетки объемом 1 мл и (B) наконечника цифрового нагревательного устройства составляет 9 мм и 4 мм соответственно. (C) Тыльная область мыши выбривается электробритвой. (D) Крем для депиляции наносится на 3 мин. (E) Выбритый участок очищается и высушивается, а места ран отмечаются стерилизованным наконечником пипетки объемом 1 мл. (F) Цифровое нагревательное устройство применяется при температуре 97 °C в течение 10 с для создания шести ожоговых ран. (G) Лед прикладывается к ожоговым ранам для обезболивания. (H) На всей задней части мыши видны шесть ожоговых ран на всю толщину. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-4
Рисунок 4: Репрезентативные изображения ожоговых ран и гистологический анализ. (A) Изображения ожоговых ран на 3, 7, 10 и 14 день, показывающие прогрессирование заживления. (B) Гистологические изображения, окрашенные H&E и трихромом Массона, демонстрируют заживление ран и регенерацию кожи. Масштабные линейки = 200 μм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-5
Рисунок 5: Изменение размера раны с течением времени. (A) Изменение размера раны у животных контрольной группы и животных, получавших гидрогель TKH, с течением времени, проанализированное с помощью программного обеспечения ImageJ. (B) Представлены соответствующие данные о следах раны. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-results-6
Рисунок 6: Соседние ожоговые раны и гистологический анализ. (A) Репрезентативные изображения соседних ожоговых ран в 1-й день. (B) Образцы прилегающей раны, собранные для гистологического анализа на 3-й день (обведены красным цветом). (C) Фильтровальная бумага используется для сплющивания образцов тканей перед обезвоживанием парафина. (D) Трихромный анализ соседних ран, проведенный H&E и Masson. Масштабные линейки: 1 мм и 200 μм (увеличенные). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

Обсуждение

Для исследований ожогов модели in vitro обычно сосредоточены на ингибирующем действии местных антимикробных агентов или антибиотиков на бактерии, связанные с ожогами, таких как золотистый стафилококк и синегнойная палочка 19, а также на воздействии различных биоматериалов (таких как эластин, шелк и гидрогелевые повязки)) на воспалительных клетках после ожога (таких как нейтрофилы, макрофаги) или стволовых клетках (например, мезенхимальных стволовых клетках). Эти эксперименты обычно проводятся в искусственно контролируемых условиях, и клетки, культивируемые in vitro, могут демонстрировать характеристики роста и поведение, которые отличаются от тех, которые in vivo могут не в полной мере воспроизводить физиологические процессы заживления ожоговых ран, такие как межклеточные взаимодействия и влияние внеклеточного матрикса. По этим причинам животные модели ожогов имеют важное значение для выяснения механизмов патологии после ожогов и оценки новых терапевтических подходов. Процесс заживления ран у мышей и людей проходит четыре перекрывающиеся, но четко различающиеся стадии: воспаление, пролиферация, реэпителизация и ремоделирование21,22. Существует несколько биологических преимуществ использования мышей в качестве подопытных, в том числе доступность многочисленных реагентов, специфичных для мышей, и возможность создания трансгенных моделей для исследования молекулярных сигнальных путей, участвующих в процессе восстановления. Это делает мышей одной из наиболее часто используемых животных моделей для исследований ожогов и заживления ран.

В настоящем исследовании была создана модель раны, похожая на шахматную доску, для получения ожоговой травмы на всю толщину и оценена эффективность гидрогелевой повязки с использованием этой модели. Полученные результаты свидетельствуют о том, что данная модель позволяет эффективно контролировать клиническую эффективность экспериментальных повязок. У каждого животного шесть ожоговых ран были симметрично распределены вдоль позвоночника. Ожоговые раны могут создаваться в похожих местах, но на разных мышах. Из-за ограниченной площади кожи тыльной стороны и количества ран гистологический анализ показал, что раны не взаимодействуют друг с другом, обеспечивая независимую оценку каждой экспериментальной повязки в разных местах на одной и той же спинке мыши, минимизируя смещение, связанное с процессом заживления раны. Кроме того, эта модель также выигрывает от того, что каждая мышь служит в качестве отдельного контроля, что позволяет сравнивать экспериментальные и контрольные обработки на тыльной стороне одной и той же мыши, что приводит к значительному сокращению количества животных и стоимости экспериментов. Из-за различного воздействия различных лекарств на общее состояние здоровья мышей, если необходимо нанести несколько препаратов на кожу одной и той же мыши для лечения различных ран и последующего сравнения, может потребоваться наблюдение и проверка того, повлияет ли применение одного препарата или комбинированное применение разных препаратов на общее состояние здоровья мыши. Кроме того, следует обратить внимание на стабильность или адгезию различных лекарств на поверхности кожи, чтобы предотвратить перекрестное загрязнение лекарств или инфицирование раны из-за расчесывания мыши в процессе заживления.

Сбор образцов кожи имеет решающее значение для последующего гистологического анализа. Край ткани будет сжиматься и сгибаться в фиксаторе без какой-либо обработки16. После обезвоживания парафина и среза он также будет изогнут или даже частично перекрыт на предметном стекле, что приведет к неприглядным изображениям под микроскопом и потенциально повлияет на дальнейший гистологический анализ, такой как статистический анализ длины или толщины раны. Таким образом, использование фильтровальной бумаги для сплющивания ткани позволяет получить более гладкий срез на предметном стекле, что делает гистологическое изображение аккуратным и облегчает дальнейший статистический анализ. Мы также попробовали использовать скрепки для фиксации образца перед обезвоживанием, что помогло обеспечить гладкость тканей. Однако применение скрепок может оказывать давление на зажатую ткань, что приводит к сдавливанию и деформации ткани. Поэтому при использовании этого метода часть ожоговой раны не может быть зажата, чтобы не повлиять на наблюдение.

На процесс заживления могут влиять многочисленные факторы, включая боль, зуд и бактериальную инфекцию23. Эффективное лечение ожоговой боли имеет решающее значение для восстановления и реинтеграции пациентов с ожоговыми травмами. Недостаточный контроль боли может препятствовать процессу заживления, что приводит к длительным физическим и психологическим проблемам, а также к длительному пребыванию в больнице24. Как правило, боль влияет на пищевое поведение мышей. Поэтому после ожога каждую рану немедленно обрабатывали льдом и вводили бупренорфин (0,1 мг/кг) подкожно два раза в день в течение 3 дней для обезболивания. Кроме того, гранулы корма были размягчены и размещены на полу клетки для облегчения кормления. В коммунальных домах мыши могут царапать и зализывать раны друг друга, что может замедлить заживление ран или вызвать инфекции. Поэтому индивидуальное жилье мышей становится необходимым в качестве профилактической меры. Использование дышащей повязки для покрытия тыльной стороны после индукции ожога может предотвратить расчесывание раны мышами и снизитьриск инфекции. Тем не менее, важно тщательно выбирать повязки и обрезать их до нужного размера, чтобы обеспечить нормальное движение мышей. Повязки следует своевременно заменять, если они отпадают, с рекомендацией менять их не реже одного раза в два дня. Длительное использование повязок может привести к недостаточной абсорбции раневого экссудата.

Несмотря на то, что мышиная модель имеет свои специфические преимущества, она все же не может полностью смоделировать процесс заживления ран у человека. Люди в основном исцеляются за счет реэпителизации и грануляции. В отличие от этого, кожа мыши имеет уникальный панникулюс карнозус, тонкий слой скелетной мускулатуры, который присутствует только в платизме шеи у людей, поэтому заживление ран происходит в основном за счет сокращения раны. Кроме того, кожа мыши может обладать обогащенным пулом клеток-предшественников, что способствует быстрому заживлению кожи и кератинизации26,27. Эти факторы в совокупности способствуют значительному сокращению времени заживления. На животных моделях кольца против сокращения раны использовались для смягчения влияния сокращения раны на процесс заживления и имитации физиологического заживления ран, подобного человеческому, которое заживает с помощью грануляционной ткани и повторной эпителизации 12,17,28.

Успешное создание модели ожоговой травмы у мышей является ценным инструментом для изучения патофизиологии термических травм и оценки потенциальных терапевтических вмешательств. Наблюдаемые гистологические изменения в обожженных тканях кожи согласуются с характерными особенностями термической травмы, что подчеркивает надежность и валидность модели в повторении клинических проявлений ожогов.

В целом, модель ожоговой травмы у мышей предлагает надежную платформу для исследования молекулярных механизмов, лежащих в основе повреждения тканей, воспаления и процессов заживления ран, вызванных ожогами. Будущие исследования с использованием этой модели могут способствовать разработке новых терапевтических подходов, направленных на улучшение результатов лечения пациентов с ожогами и снижение бремени заболеваемости и смертности, связанных с ожогами.

Раскрытие информации

Авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Сычуаньской научно-технической программой (23ZYZYTS0120), грантами Западно-Китайской стоматологической больницы Сычуаньского университета (RD-03-202011) и Сычуаньской научно-технической программой (2022NSFSC0614). Фигурки были созданы с помощью BioRender. com.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
1 мл наконечник для пипеткиKIRGEN,СШАKG1333Используется для локализации ожоговых ран
3 M Tegaderm пленка3M,США1624WCN 6 см x 7 смДля индукции раны после ожога
4% параформальдегид (PFA)Biosharp, КитайBL539AИспользуется для фиксации образцов кожи
БупренорфинСигма-Олдрич,СШАPHR8955-50MGДля обезболивания мышей
C57BL / 6 мышейChengdu Dashuo экспериментальная компания по животноводству, КитайнетДля создания модели ожога
крем для депиляцииVeet, Китай—Для удаления волос на тыльной стороне мышей
Цифровое нагревательное устройствоShenzhen Kapper Technology Company, КитайNo.936DДля индукции ожогов мышей
Электрическая бритваAUX, КитайAUX-A5Для удаления волос на тыльной стороне мышей
Фильтровальная бумага——Используется для разворачивания образцов кожи
Программное обеспечение GraphPad—GraphPad prism 9.5.0Для анализа ожоговой области раны
Термостойкие перчатки——Используется для удержания наконечника цифрового нагревательного устройства
Набор для окрашивания гематоксилином и эозиномSolarbio, КитайG1120Для гистологического анализа предметных стекол
программное обеспечение ImageJ—ImageJ 1.54fДля анализа области ожоговой раны
IsofluraneRWD, КитайR510-22-10Для анестезии мышей
Masson's Trichrome Stain KitSolarbio, КитайG1340Для гистологического анализа предметных стекол
МикроскопOlympus, Япония VS200 ASWИспользуется для сканирования H& E и Masson окрашенные слайды
Тканевая кассетаCITOTEST LABWARE MANUFACTURING Co., LTD,Китай31050102WДля обезвоживания парафина в ткани и встраивания парафина

Ссылки

  1. Mofazzal Jahromi, M. A., et al. Nanomedicine and advanced technologies for burns: Preventing infection and facilitating wound healing. Adv Drug Deliv Rev. 123, 33-64 (2018).
  2. Burgess, M., Valdera, F., Varon, D., Kankuri, E., Nuutila, K. The immune and regenerative response to burn injury. Cells. 11 (19), 3073(2022).
  3. Arbuthnot, M. K., Garcia, A. V. Early resuscitation and management of severe pediatric burns. Sem Pediatr Surg. 28 (1), 73-78 (2019).
  4. Smolle, C., et al. Recent trends in burn epidemiology worldwide: A systematic review. Burns. 43 (2), 249-257 (2017).
  5. Jeschke, M. G., et al. Burn injury. Nat Rev Dis Primers. 6, 11(2020).
  6. Nomellini, V., Gomez, C. R., Gamelli, R. L., Kovacs, E. J. Aging and animal models of systemic insult: Trauma, burn, and sepsis. Shock. 31 (1), 11-20 (2009).
  7. Wong, V. W., Sorkin, M., Glotzbach, J. P., Longaker, M. T., Gurtner, G. C. Surgical approaches to create murine models of human wound healing. J Biomed Biotechnol. 2011, 969618(2011).
  8. Abdullahi, A., Amini-Nik, S., Jeschke, M. G. Animal models in burn research. Cell Mol Life Sci. 71 (17), 3241-3255 (2014).
  9. Katakura, T., Yoshida, T., Kobayashi, M., Herndon, D. N., Suzuki, F. Immunological control of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA) infection in an immunodeficient murine model of thermal injuries. Clin Exp Immunol. 142 (3), 419-425 (2005).
  10. Dai, T., et al. Animal models of external traumatic wound infections. Virulence. 2 (4), 296-315 (2011).
  11. Tavares Pereira, D. D. S., Lima-Ribeiro, M. H. M., De Pontes-Filho, N. T., Carneiro-Leão, A. M. D. A., Correia, M. T. D. S. Development of animal model for studying deep second-degree thermal burns. J Biomed Biotechnol. 2012, 460841(2012).
  12. Gong, Y., et al. Exudate absorbing and antimicrobial hydrogel integrated with multifunctional curcumin-loaded magnesium polyphenol network for facilitating burn wound healing. ACS Nano. 17 (22), 22355-22370 (2023).
  13. Dahiya, P. Burns as a model of sirs. Front Biosci. 14 (13), 4962-4967 (2009).
  14. Yergoz, F., et al. Heparin mimetic peptide nanofiber gel promotes regeneration of full-thickness burn injury. Biomaterials. 134, 117-127 (2017).
  15. Rao, G., et al. Rat burn model to study full-thickness cutaneous thermal burn and infection. J Vis Exp. (186), e64345(2022).
  16. Yampolsky, M., Bachelet, I., Fuchs, Y. Reproducible strategy for excisional skin-wound-healing studies in mice. Nat Protoc. 19 (1), 184-206 (2024).
  17. Wang, C., et al. Engineering bioactive self-healing antibacterial exosomes hydrogel for promoting chronic diabetic wound healing and complete skin regeneration. Theranostics. 9 (1), 65-76 (2019).
  18. Papp, A., et al. The progression of burn depth in experimental burns: A histological and methodological study. Burns. 30 (7), 684-690 (2004).
  19. Barrett, J. P., et al. An in vitro study into the antimicrobial and cytotoxic effect of Acticoat dressings supplemented with chlorhexidine. Burns. 48 (4), 941-951 (2022).
  20. Lou, P., et al. Injectable self-assembling peptide nanofiber hydrogel as a bioactive 3D platform to promote chronic wound tissue regeneration. Acta Biomater. 135, 100-112 (2021).
  21. Gurtner, G. C., Werner, S., Barrandon, Y., Longaker, M. T. Wound repair and regeneration. Nature. 453 (7193), 314-321 (2008).
  22. Bielefeld, K. A., Amini-Nik, S., Alman, B. A. Cutaneous wound healing: Recruiting developmental pathways for regeneration. Cell Mol Life Sci. 70 (12), 2059-2081 (2013).
  23. Yildiz, S. C., Demir, C., Ayhanci, A. Examination of the effects of kefir on healing factors in a mice burn model infected with E. coli, S. aureus and P. aeruginosa using qRT-PCR. Burns. 49 (2), 425-431 (2023).
  24. Wang, Y., et al. Burn injury: Challenges and advances in burn wound healing, infection, pain and scarring. Adv Drug Deliv Rev. 123, 3-17 (2018).
  25. Chen, Y., et al. Research advances in smart responsive-hydrogel dressings with potential clinical diabetic wound healing properties. Mil Med Res. 10 (1), 37(2023).
  26. Ito, M., et al. Stem cells in the hair follicle bulge contribute to wound repair but not to homeostasis of the epidermis. Nat Med. 11 (12), 1351-1354 (2005).
  27. Ito, M., et al. Wnt-dependent de novo hair follicle regeneration in adult mouse skin after wounding. Nature. 447 (7142), 316-320 (2007).
  28. Chen, K., et al. Pullulan-collagen hydrogel wound dressing promotes dermal remodeling and wound healing compared to commercially available collagen dressings. Wound Repair Regen. 30 (3), 397-408 (2022).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи