Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Сдержанность для вызова стресса у мышей и крыс

5K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67387

⸱

6 декабря 2024 г.

1Department of Psychological and Brain Sciences, Fairfield University

В этой статье

Краткое содержание

В этой статье рассматриваются процедуры индуцирования стрессовых реакций с использованием физического сдерживающего стресса у мышей и крыс. Обсуждаются дополнительные соображения, которые следует учитывать при выборе и использовании удерживающего напряжения в моделях грызунов.

Аннотация

У всех видов животных воздействие стрессовых условий вызывает стрессовые реакции. Одним из методов изучения эффектов напряжения с использованием моделей грызунов является процедура сдерживающего напряжения. Сдерживающий стресс использовался на протяжении десятилетий для исследования изменений в физиологии, генетике, нейробиологии, иммунологии и других системах, подверженных воздействию стресса. Из-за простоты выполнения процедуры, низкой стоимости и многочисленных модификаций масштаба интенсивности и продолжительности воздействия стресса, в обширной литературе исследований использовался сдерживающий стресс на мышах и крысах. В качестве одного из примеров в этом исследовании представлены ранее опубликованные данные, показывающие влияние сдерживающего стресса у трансгенных мышей на уровень кортикостерона в плазме крови и высвобождение норадреналина, вызванное оптогенетически. Острый удерживающий стресс повышал уровень кортикостерона в плазме крови, но этот эффект был притуплен у мышей после повторного сдерживающего стресса. Однако стимулированное высвобождение норадреналина в ядре ложа терминальной полосы было увеличено только в группе повторного ограничительного стресса. Эти данные подчеркивают важные соображения относительно параметров ограничения зависимых измерений. Дополнительные описания удерживающего напряжения у крыс также включены для сравнения. Наконец, обсуждается влияние параметров ограничения (например, острый или хронический) и характеристик животных (штамм, пол, возраст).

Введение

В связи с универсальным опытом работы со стрессом, изучение механизмов измененных реакций после воздействия стресса является постоянной областью исследований в течениенескольких десятилетий. Эти исследования начали разбирать аспекты стресса, которые могут быть полезны для повышения адаптивности и реакции на острые стрессоры от стрессовых переживаний, которые вызывают дезадаптивные изменения физиологических и поведенческих функций, часто возникающие в результате длительного воздействия повторяющихся и/или непредсказуемых стрессоров. Многие из этих реакций на стрессоры влияют на функцию мозга, гипоталамо-гипофизарно-надпочечниковую ось (HPA), симпатическую и парасимпатическую ветви вегетативной нервной системы, а также иммунную систему. Воздействие стрессоров инициирует повышенное высвобождение кортикотропин-рилизинг-фактора (CRF) для повышения адренокортикотропного гормона (АКТГ) и глюкокортикоидных гормонов, таких как кортизол у приматов и многих других млекопитающих и кортикостерон у грызунов2. Кроме того, адреналин и норадреналин высвобождаются по всей периферии и мозгу какчасть реакции симпатической нервной системы. Эти химические сигналы затем взаимодействуют с рядом физиологических систем, таких как иммунная функция, обмен веществ, репродуктивнаяфункция и реактивность нейронов.

Стрессовые переживания связаны с множеством состояний, включая усиление тревоги и депрессии, изменения в обучении и памяти, нарушения в принятии решений и исполнительных функциях, а также восприимчивость к расстройствам, связанным с употреблением психоактивных веществ, и другие. Каждый из этих эффектов зависит как от параметров стрессора, так и от характеристикчеловека, испытывающего стресс. Характер стрессора, как острого или хронического, контролируемого или непредсказуемого, существенно изменяет наблюдаемые результаты. Эти аспекты стресса согласуются между человеческим опытом и животными моделями. Таким образом, для моделирования стресса в исследованиях на животных необходимо тщательно выбирать параметры воздействия стресса, соответствующие виду, полу и состоянию.

Несмотря на то, что для исследований на грызунах доступен ряд стрессоров (включая психосоциальные стрессоры, такие как стресс социальной изоляции или социального поражения, фармакологические стрессоры, такие как введение кортизола или йохимбина, физические стрессоры, такие как шок ногами и сдержанность, а также мультимодальные стрессоры, которые комбинируют или чередуются между состояниями), основное внимание в этой рукописи будет уделено использованию сдерживающего стресса у мышей и крыс. Удерживающий стресс может быть выбран по сравнению с другими стрессорами, потому что он прост в исполнении, недорог, адаптируется к различным размерам грызунов, масштабируется как на острый, так и на долгосрочный периоды и редко приводит к неблагоприятному вредудля субъекта. Несмотря на то, что в данной рукописи основное внимание уделяется долгосрочным изменениям, вызванным воздействием стресса ограничения, в некоторых исследованиях используется ограничение у грызунов для изучения механизмов и поведения, происходящих во время ограничения, включая активное совладающее поведение, связанное с уходом от стрессора 6,7,8,9. Целью данной рукописи является предоставление методологических соображений для оценки влияния удерживающего стресса на мышей или крыс.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Эксперименты и протоколы были одобрены Институциональным комитетом по уходу за животными и их использованию (IACUC) в Университете Северной Каролины в Чапел-Хилл (мыши) и Университете Фэрфилда (крысы) и соответствуют рекомендациям NIH10.

1. Удерживающее напряжение у мышей

Мыши: Мыши имеют ряд преимуществ при изучении влияния стресса на физиологию и нейронные системы. С преобладанием трансгенных линий мышей механистические исследования взаимодействия между генами и воздействием стресса вполне возможны. Независимо от того, используете ли вы трансгенных мышей или мышей дикого типа, рекомендуется учитывать фоновую деформацию. Кроме того, благодаря своему размеру и социальному жилью, мыши дают преимущество в использовании пространства по сравнению с другими видами.

  1. Воздействие удерживающего напряжения
    1. Случайным образом распределите мышей по группам управления домашней клеткой, острому стрессу от ограничения свободы или к группам хронического стресса от ограничения.
    2. Определите продолжительность воздействия стресса. При острых стрессорах используйте один сеанс продолжительностью от 5 минут до 12 часов в удерживающем аппарате. Для хронических стрессоров убедитесь, что сеанс соответствует продолжительности острого стрессора, но повторяется ежедневно в течение от 3 дней до 21 дня.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку мыши будут лишены доступа к пище и воде во время содержания в условиях ограничения, подумайте, должны ли животные, контролирующие домашние клетки, также не иметь доступа к пище и воде.
    3. Модифицируйте конические трубки объемом 50 мл, добавив вентиляционные отверстия.
      1. Используйте дрель с битой 1/8 дюйма, чтобы равномерно распределить отверстия вокруг каждой конической трубы, чтобы обеспечить воздушный поток во всех областях трубы.
      2. Разместите эти отверстия, чтобы обеспечить доступ мыши к воздуху независимо от того, в какую сторону она смотрит в трубке. Убедитесь, что после модификации не осталось острых краев.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Эти модифицированные конические трубки должны быть эффективны для большинства взрослых мышей (~20-40 г), но не могут сдерживать мелких/молодых мышей или более крупные штаммы.
    4. В испытательной комнате, отдельно от содержания животных и поведенческих тестов, поместите животное, которому назначено удерживающее устройство, в модифицированную коническую трубку с прикрепленным колпачком, чтобы удерживать мышь в трубке на заданную продолжительность удерживания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Специфика дизайна испытательной комнаты может варьироваться в зависимости от имеющегося пространства на объекте; Помещение может включать в себя вытяжные шкафы и другое лабораторное оборудование и/или лабораторные столы/стенды или быть пустым процедурным кабинетом. Однако, независимо от конфигурации помещения, обстановка в удерживающем помещении должна оставаться неизменной при повторном воздействии средств усмирения, чтобы избежать изменений в реакциях на стресс, вызванных контекстом11.
    5. Поместите удерживающую трубку горизонтально на ровную поверхность. При необходимости закрепите пробирку лабораторной лентой или тазом для пипетки/резервуаром для реагентов, чтобы она не скатывалась вместе с мышью внутри.
      Примечание: В условиях стресса мыши издают ультразвуковые звуки. Рассмотрите, требуется ли для дизайна исследования звукоизоляция от других неподвижных субъектов12. Кортикостерон и другие маркеры реакций на стресс следуют циркадным ритмам. Таким образом, следует учитывать условия освещения и время воздействия стрессора. В стрессовых группах сдержанность должна происходить в одно и то же время суток, предпочтительно в начале светового цикла 13,14,15. В исследовании, представленном здесь, мышей удерживали примерно на 3 часа после включения света.
    6. Следите за каждым животным во время удерживающего напряжения не реже одного раза в 20 минут. Визуально определите, проявляет ли животное необычные реакции (замедленное дыхание, недостаток движения). При обнаружении извлеките мышь из удерживающей трубки, обратитесь к ветеринару и исключите мышь из исследования.
    7. Верните мышь в домашнюю клетку и обеспечьте доступ к еде и воде.

2. Удерживающий стресс у крыс

Как и более крупные грызуны, крысы имеют преимущества, которые следует учитывать при исследовании последствий стресса. Как и у мышей, у крыс есть различные штаммы с дифференциальной реакцией на воздействие стресса16,17. Кроме того, увеличенный размер крыс облегчает использование крыс с определенными поведенческими мерами, например, самостоятельным приемом лекарств.

  1. Воздействие удерживающего напряжения
    1. Случайным образом распределите крысу по группам контроля домашней клетки, острому стрессу от ограничения свободы или к группе стресса от хронического ограничения.
    2. Определите продолжительность воздействия стресса. При острых стрессорах используйте один сеанс продолжительностью от 5 минут до 12 часов в удерживающем аппарате. Для хронических стрессоров убедитесь, что сеанс соответствует продолжительности острого стрессора, но повторяется ежедневно в течение от 3 дней до 21 дня.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку крысы будут лишены доступа к пище и воде во время содержания в условиях усмирения, подумайте, должны ли животные, контролирующие домашние клетки, также не иметь доступа к пище и воде.
    3. Для получения имеющейся в продаже удерживающей трубки выполните действия, описанные ниже.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Имеются в продаже удерживающие трубки для крыс. Эти устройства имеют различные конструкции, включая металлическую проволоку, контейнеры и трубки из пластика / плексигласа с закругленным и плоским дном. Каждый вариант прост в использовании.
      1. Вставьте крысу в устройство, затем вставьте вилку, отрегулированную по размеру объекта, и зафиксируйте ее на месте. При помещении в удерживающую трубку убедитесь, что крыса плотно прилегает, чтобы предотвратить повороты головой к хвосту, но при этом может легко дышать.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Эти устройства предназначены для сдерживания крыс и не нуждаются в модификации для дыхания. В этом исследовании используется ограничитель хвостовых жил (Table of Materials), который включает в себя присоски на платформе под трубкой для фиксации устройства. Дополнительным преимуществом этого устройства является то, что хвост доступен снаружи устройства для контроля объекта во время введения и извлечения из трубки или забора крови из хвостовой вены во время фиксации.
    4. В испытательной комнате, отдельной от содержания животных и поведенческого тестирования, поместите анимы, назначенные для фиксации, в удерживающую трубку на указанную продолжительность удерживания. Поместите удерживающую трубку горизонтально на ровную поверхность.
      Примечание: В условиях стресса крысы также издают ультразвуковые звуки. Подумайте, требует ли дизайн исследования звукоизоляции от других неподвижных субъектов.
    5. Следите за каждым животным во время удерживающего напряжения не реже одного раза в 20 минут. Визуально определите, проявляет ли животное необычные реакции (замедленное дыхание, недостаток движения). При обнаружении извлеките крысу из удерживающей трубки, обратитесь к ветеринару и исключите крысу из исследования.
    6. Верните крысу в домашнюю клетку и обеспечьте доступ к еде и воде.

3. Оценка стресса

  1. Измерение активации HPA
    1. При необходимости, после воздействия удерживающего напряжения или извлечения из домашней клетки, быстро обезглавьте субъектов, чтобы собрать кровь из туловища в гепаринизированные пробирки.
    2. Изолируйте плазму с помощью центрифугирования и храните образцы плазмы при температуре -80 °C. Проанализируйте кортикостерон крови с помощью набора иммуноферментного анализа (ИФА).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Хотя кортикостерон часто используется для определения тяжести воздействия стресса, особенно острого стресса, уровни кортикостерона не всегда коррелируют с вызванными стрессомизменениями в поведении. Кроме того, реакция оси HPA, регулирующая высвобождение кортикостерона, привыкает к повторному воздействию одного и того же стрессора18. В качестве альтернативы, адренокортикотропный гормон (АКТГ) может быть более надежным показателем интенсивности острого стрессора4. Он остается повышенным в течение примерно часа после прекращения воздействия стрессора, но сильный и продолжительный (примерно > 2 ч) стресс может привести к его выработке.
  2. Поведенческие эффекты
    1. Если это уместно, после сдерживания, стресса или удаления из домашней клетки, оцените поведенческие характеристики грызуна с помощью соответствующей поведенческой задачи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Дополнительную информацию о влиянии сдержанности на различные поведенческие модели можно найти в разделе обсуждения.
  3. Нейробиология
    1. В качестве альтернативы или дополнительно оценивайте нейробиологическую функцию после ограничения стресса, воздействия или контроля. Широкий спектр анализов позволяет исследовать влияние удерживающего напряжения на клеточные, синаптические и схемные системы. В зависимости от анализа имплантируйте измерительное устройство in vivo или соберите мозговую ткань для выполнения выбранного анализа.
      Примечание: Влияние стресса на специфические для типа клеток изменения в синтезе белка и эпигенетические модификации было тщательно изучено Макьюэноми его коллегами. Эти генетические и белковые модификации вызывают пластичность для изменения синаптических связей и схем. Для проведения этих исследований необходимо собрать ткани мозга после воздействия стресса и выполнить геномный, протеомный, ex vivo физиологический и другие анализы. Кроме того, можно оценить нейробиологические изменения с помощью измерений in vivo, таких как микродиализ, циклическая вольтамперометрия с быстрым сканированием (FSCV), волоконная фотометрия и другие. Эти подходы регистрируют нейрохимическое высвобождение и активацию нейронов как после воздействия удерживающего напряжения 2,19, так и в настоящее время во время ограничения 8,9,20. Набор инструментов для оценки нейробиологических механизмов, лежащих в основе эффектов удерживающего стресса, быстро расширяется, что позволяет по-новому взглянуть на сложности стресса.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В ранее опубликованном исследовании21 процедуры сдерживающего стресса, описанные в этой рукописи, были использованы для оценки влияния сдерживающего стресса на регуляцию кортизола и норадреналина, попадая в широкие возможности изменений в нейробиологии, индуцированных стрессом, упомянутые в протоколе 3.3. В этом исследовании мы использовали описанный выше протокол для ограничения мышей. Дополнительные детали, выходящие за рамки специализации этой статьи, например, обоснование области мозга, параме...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Чтобы исследовать влияние стресса на физиологические, нейробиологические и поведенческие функции в моделях грызунов, необходимо использовать условия, которые вызывают стресс у грызунов. К числу этих соображений относятся условия, которые вызывают стрессовые реакции у субъекта. Сдерживание является валидированной процедурой для создания физиологических и поведенческих реакций у грызунов, соответствующих стрессовым эффектам у людей. Используя методологию, а...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Нет конфликтов интересов, о которых можно было бы сообщить.

Благодарности

Я ценю редакционные отзывы, предоставленные Холли Рахураху и Сэмом Шаффером.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
50 мл Универсальный завинчивающийся колпачок Коническая трубкаГлобус Scientific6288
Одноразовая пипетка БассейнFisher Scientific13-681-500
ИФА Набор для кортикостеронаБеседка АнализыK014-H
Tailveiner Ограничитель ТрубкаBraintree ScientificRTV

Ссылки

  1. McEwen, B. S., et al. Mechanisms of stress in the brain. Nat Neurosci. 18 (10), 1353-1363 (2015).
  2. Snyder, A. E., Silberman, Y. Corticotropin releasing factor and norepinephrine related circuitry changes in the bed nucleus of the stria terminalis in stress and alcohol and substance use disorders. Neuropharmacology. 201, 108814(2021).
  3. Morilak, D. A., et al. Role of brain norepinephrine in the behavioral response to stress. Prog Neuropsychopharmacol Biol Psychiatry. 29 (8), 1214-1224 (2005).
  4. Bali, A., Jaggi, A. S. Preclinical experimental stress studies: protocols, assessment and comparison. Eur J Pharmacol. 746, 282-292 (2015).
  5. Buynitsky, T., Mostofsky, D. I. Restraint stress in biobehavioral research: Recent developments. Neurosci Biobehavior Rev. 33 (7), 1089-1098 (2009).
  6. Grissom, N., Kerr, W., Bhatnagar, S. Struggling behavior during restraint is regulated by stress experience. Behav Brain Res. 191 (2), 219-226 (2008).
  7. Patel, S., Roelke, C. T., Rademacher, D. J., Hillard, C. J. Inhibition of restraint stress-induced neural and behavioural activation by endogenous cannabinoid signalling. Eur J Neurosci. 21 (4), 1057-1069 (2005).
  8. Luchsinger, J. R., et al. Delineation of an insula-BNST circuit engaged by struggling behavior that regulates avoidance in mice. Nat Commun. 12 (1), 3561(2021).
  9. Joffe, M. E., et al. Acute restraint stress redirects prefrontal cortex circuit function through mGlu5 receptor plasticity on somatostatin-expressing interneurons. Neuron. 110 (6), 1068-1083.e5 (2022).
  10. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , National Academies Press. Washington, DC. (2011).
  11. Grissom, N., Iyer, V., Vining, C., Bhatnagar, S. The physical context of previous stress exposure modifies hypothalamic-pituitary-adrenal responses to a subsequent homotypic stress. Horm Behav. 51 (1), 95-103 (2007).
  12. Fetterly, T. L., et al. α2A-Adrenergic receptor activation decreases parabrachial nucleus excitatory drive onto BNST CRF neurons and reduces their activity in vivo. J Neurosci. 39 (3), 472-484 (2019).
  13. Barriga, C., Martín, M. I., Tabla, R., Ortega, E., Rodríguez, A. B. Circadian rhythm of melatonin, corticosterone and phagocytosis: effect of stress. J Pineal Res. 30 (3), 180-187 (2001).
  14. Rybkin, I. I., Zhou, Y., Volaufova, J., Smagin, G. N., Ryan, D. H., Harris, R. B. S. Effect of restraint stress on food intake and body weight is determined by time of day. Am J Physiol. 273 (5), R1612-R1622 (1997).
  15. Bartlang, M. S., et al. Time matters: pathological effects of repeated psychosocial stress during the active, but not inactive, phase of male mice. J Endocrinol. 215 (3), 425-437 (2012).
  16. McElligott, Z. A., et al. Noradrenergic synaptic function in the bed nucleus of the stria terminalis varies in animal models of anxiety and addiction. Neuropsychopharmacology. 38 (9), 1665-1673 (2013).
  17. Pardon, M. -C., et al. Stress reactivity of the brain noradrenergic system in three rat strains differing in their neuroendocrine and behavioral responses to stress: implications for susceptibility to stress-related neuropsychiatric disorders. Neuroscience. 115 (1), 229-242 (2002).
  18. Grissom, N., Bhatnagar, S. Habituation to repeated stress: Get used to it. Neurobiol Learn Mem. 92 (2), 215-224 (2009).
  19. Ma, M., Chang, X., Wu, H. Animal models of stress and stress-related neurocircuits: A comprehensive review. Stress Brain. 1 (2), 108-127 (2021).
  20. Williford, K. M., et al. BNST PKCδ neurons are activated by specific aversive conditions to promote anxiety-like behavior. Neuropsychopharmacology. 48 (7), 1031-1041 (2023).
  21. Schmidt, K. T., et al. Stress-induced alterations of norepinephrine release in the bed nucleus of the stria terminalis of mice. ACS Chem Neurosci. 10 (4), 1908-1914 (2019).
  22. Cecchi, M., Khoshbouei, H., Javors, M., Morilak, D. A. Modulatory effects of norepinephrine in the lateral bed nucleus of the stria terminalis on behavioral and neuroendocrine responses to acute stress. Neuroscience. 112 (1), 13-21 (2002).
  23. López-Moraga, A., Beckers, T., Luyten, L. The effects of stress on avoidance in rodents: An unresolved matter. Front Behav Neurosci. 16, 983026(2022).
  24. Mantsch, J. R., Baker, D. A., Funk, D., Lê, A. D., Shaham, Y. Stress-induced reinstatement of drug seeking: 20 years of progress. Neuropsychopharmacology. 41 (1), 335-356 (2016).
  25. Molina, P., Andero, R., Armario, A. Restraint or immobilization: A comparison of methodologies for restricting free movement in rodents and their potential impact on physiology and behavior. Neurosci Biobehav Rev. 151, 105224(2023).
  26. Burstein, O., Doron, R. The unpredictable chronic mild stress protocol for inducing anhedonia in mice. J Vis Exp. (140), e58184(2018).
  27. Haile, C. N., GrandPre, T., Kosten, T. A. Chronic unpredictable stress, but not chronic predictable stress, enhances the sensitivity to the behavioral effects of cocaine in rats. Psychopharmacology. 154 (2), 213-220 (2001).
  28. Marin, M. T., Cruz, F. C., Planeta, C. S. Chronic restraint or variable stresses differently affect the behavior, corticosterone secretion and body weight in rats. Physiol Behav. 90 (1), 29-35 (2007).
  29. Kikusui, T., Winslow, J. T., Mori, Y. Social buffering: relief from stress and anxiety. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 361 (1476), 2215-2228 (2006).
  30. Watanabe, S. Social factors modulate restraint stress induced hyperthermia in mice. Brain Res. 1624, 134-139 (2015).
  31. DeVries, A. C., Glasper, E. R., Detillion, C. E. Social modulation of stress responses. Physiol Behav. 79 (3), 399-407 (2003).
  32. Martinez, M., Calvo-Torrent, A., Pico-Alfonso, M. A. Social defeat and subordination as models of social stress in laboratory rodents: A review. Aggr Behav. 24 (4), 241-256 (1998).
  33. Golden, S. A., Covington, H. E., Berton, O., Russo, S. J. A standardized protocol for repeated social defeat stress in mice. Nat Protoc. 6 (8), 1183-1191 (2011).
  34. Koolhaas, J. M., De Boer, S. F., Buwalda, B., Meerlo, P. Social stress models in rodents: Towards enhanced validity. Neurobiol Stress. 6, 104-112 (2017).
  35. Albonetti, M. E., Farabollini, F. Behavioural responses to single and repeated restraint in male and female rats. Behav Processes. 28 (1-2), 97-109 (1992).
  36. Glaser, R., Kiecolt-Glaser, J. K. Stress-induced immune dysfunction: implications for health. Nat Rev Immunol. 5 (3), 243-251 (2005).
  37. Olave, F. A., et al. Chronic restraint stress produces sex-specific behavioral and molecular outcomes in the dorsal and ventral rat hippocampus. Neurobiol Stress. 17, 100440(2022).
  38. Zalaquett, C., Thiessen, D. The effects of odors from stressed mice on conspecific behavior. Physiol Behav. 50 (1), 221-227 (1991).
  39. Sterley, T. -L., et al. Social transmission and buffering of synaptic changes after stress. Nat Neurosci. 21 (3), 393-403 (2018).
  40. Bartolomucci, A., et al. Individual housing induces altered immuno-endocrine responses to psychological stress in male mice. Psychoneuroendocrinology. 28 (4), 540-558 (2003).
  41. Krohn, T., Sørensen, D., Ottesen, J., Hansen, A. The effects of individual housing on mice and rats: a review. Anim Welf. 15 (4), 343-352 (2006).
  42. Chadda, R., Devaud, L. L. Differential effects of mild repeated restraint stress on behaviors and GABAA receptors in male and female rats. Pharmacol Biochem Behav. 81 (4), 854-863 (2005).
  43. Perrot-Sinal, T. S., Gregus, A., Boudreau, D., Kalynchuk, L. E. Sex and repeated restraint stress interact to affect cat odor-induced defensive behavior in adult rats. Brain Res. 1027 (1-2), 161-172 (2004).
  44. Ter Horst, G. J., Wichmann, R., Gerrits, M., Westenbroek, C., Lin, Y. Sex differences in stress responses: Focus on ovarian hormones. Physiol Behav. 97 (2), 239-249 (2009).
  45. Bowman, R. E. Stress-induced changes in spatial memory are sexually differentiated and vary across the lifespan. J Neuroendocrinol. 17 (8), 526-535 (2005).
  46. Beery, A. K., Holmes, M. M., Lee, W., Curley, J. P. Stress in groups: Lessons from non-traditional rodent species and housing models. Neurosci Biobehav Rev. 113, 354-372 (2020).
  47. Armario, A., et al. Differential hypothalamic-pituitary-adrenal response to stress among rat strains: Methodological considerations and relevance for neuropsychiatric research. Curr Neuropharmacol. 21 (9), 1906-1923 (2023).
  48. O'Mahony, C. M., Clarke, G., Gibney, S., Dinan, T. G., Cryan, J. F. Strain differences in the neurochemical response to chronic restraint stress in the rat: Relevance to depression. Pharmacol Biochem Behav. 97 (4), 690-699 (2011).
  49. O'Mahony, C. M., Sweeney, F. F., Daly, E., Dinan, T. G., Cryan, J. F. Restraint stress-induced brain activation patterns in two strains of mice differing in their anxiety behaviour. Behav Brain Res. 213 (2), 148-154 (2010).
  50. Mozhui, K., et al. Strain differences in stress responsivity are associated with divergent amygdala gene expression and glutamate-mediated neuronal excitability. J Neurosci. 30 (15), 5357-5367 (2010).
  51. Fox, M. E., Studebaker, R. I., Swofford, N. J., Wightman, R. M. Stress and drug dependence differentially modulate norepinephrine signaling in animals with varied HPA axis function. Neuropsychopharmacology. 40 (7), 1752-1761 (2015).
  52. Novais, A., Monteiro, S., Roque, S., Correia-Neves, M., Sousa, N. How age, sex and genotype shape the stress response. Neurobiol Stress. 6, 44-56 (2017).
  53. McEwen, B. S., Morrison, J. H. The brain on stress: Vulnerability and plasticity of the prefrontal cortex over the life course. Neuron. 79 (1), 16-29 (2013).
  54. Sadler, A. M., Bailey, S. J. Repeated daily restraint stress induces adaptive behavioural changes in both adult and juvenile mice. Physiol Behavi. 167, 313-323 (2016).
  55. Doremus-Fitzwater, T. L., Varlinskaya, E. I., Spear, L. P. Social and non-social anxiety in adolescent and adult rats after repeated restraint. Physiol Behav. 97 (3-4), 484-494 (2009).
  56. Brown, G. R., Spencer, K. A. Steroid hormones, stress and the adolescent brain: A comparative perspective. Neuroscience. 249, 115-128 (2013).
  57. Arnsten, A. F. T. Stress signalling pathways that impair prefrontal cortex structure and function. Nat Rev Neurosci. 10 (6), 410-422 (2009).
  58. Hurtubise, J. L., Howland, J. G. Effects of stress on behavioral flexibility in rodents. Neuroscience. 345, 176-192 (2017).
  59. Giovanniello, J., Bravo-Rivera, C., Rosenkranz, A., Matthew Lattal, K. Stress, associative learning, and decision-making. Neurobiol Learn Mem. 204, 107812(2023).
  60. Sinha, R., Shaham, Y., Heilig, M. Translational and reverse translational research on the role of stress in drug craving and relapse. Psychopharmacology. 218 (1), 69-82 (2011).
  61. Carter, J. S., et al. Long-term impact of acute restraint stress on heroin self-administration, reinstatement, and stress reactivity. Psychopharmacology. 237 (6), 1709-1721 (2020).
  62. Cecchi, M., Khoshbouei, H., Morilak, D. A. Modulatory effects of norepinephrine, acting on alpha 1 receptors in the central nucleus of the amygdala, on behavioral and neuroendocrine responses to acute immobilization stress. Neuropharmacology. 43 (7), 1139-1147 (2002).
  63. Khoshbouei, H., Cecchi, M., Morilak, D. A. Modulatory effects of galanin in the lateral bed nucleus of the stria terminalis on behavioral and neuroendocrine responses to acute stress. Neuropsychopharmacology. 27 (1), 25-34 (2002).
  64. Yankelevitch-Yahav, R., Franko, M., Huly, A., Doron, R. The forced swim test as a model of depressive-like behavior. J Vis Experiments. (97), e52587(2015).
  65. Molendijk, M. L., De Kloet, E. R. Immobility in the forced swim test is adaptive and does not reflect depression. Psychoneuroendocrinology. 62, 389-391 (2015).
  66. Mao, Y., Xu, Y., Yuan, X. Validity of chronic restraint stress for modeling anhedonic-like behavior in rodents: a systematic review and meta-analysis. J Int Med Res. 50 (2), 03000605221075816(2022).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Стресс при ограничении подвижностимодели стресса у грызуновострый стресс при ограничении подвижностихронический стресс при ограничении подвижностикортикостерон плазмывысвобождение норэпинефринаоптогенетическая стимуляциястрессовый ответповеденческое тестированиенейробиологические механизмы
Сдержанность для вызова стресса у мышей и крыс
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.