Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Расширенная визуализация в реальном времени ниш зародышевых стволовых клеток самки Drosophila melanogaster

1.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67389

⸱

20 декабря 2024 г.

 ,  , 
1Centro Andaluz de Biología del Desarrollo, CSIC/Universidad Pablo de Olavide/JA, 2Departamento de Genética, Facultad de Biología, Universidad de Sevilla

В этой статье

Краткое содержание

Здесь мы предоставляем подробный протокол для выполнения визуализации асимметричного деления стволовых клеток зародышевой линии (GSCs) в нише яичников дрозофилы. Мы используем трансгенную линию, которая повсеместно экспрессирует слияние зеленого флуоресцентного белка (GFP) со спектросомным белком Par-1.

Аннотация

Методы визуализации в реальном времени позволяют детально анализировать динамические клеточные процессы в режиме реального времени. Яичник дрозофилы представляет собой прекрасную модель для изучения динамики множества процессов развития, таких как деление клеток, стволовость, дифференцировка, миграция, апоптоз, аутофагия, клеточная адгезия и т. д., с течением времени. Недавно мы внедрили расширенную культуру ex vivo и живую визуализацию ниши самок дрозофилы GSC. Используя в качестве примера линию дрозофилы, содержащую трансген GFP::P ar-1, этот метод позволяет визуализировать асимметричное деление GSC в их нише и описать изменения в морфологии спектросом в течение клеточного цикла. Здесь мы представляем подробный протокол для ex vivo культуры Drosophila germaria, позволяющий длительно визуализировать женскую нишу GSC. Важно отметить, что этот протокол широко применим к ГСК с визуализацией в реальном времени с несколькими флуоресцентно мечеными белками, представляющими интерес, которые доступны в стоковых центрах и/или в исследовательском сообществе дрозофил.

Введение

Живая визуализация биологических процессов играет важную роль в получении прямых экспериментальных данных. Сочетание передовой конфокальной микроскопии и оптимизации методологий позволяет исследовать множество биологических событий с высокой точностью. Оптимизация этапов протоколов, таких как манипуляции с тканями и их препарирование, подготовка и сохранение образцов, а также настройка микроскопии, имеет решающее значение для обеспечения максимальной надежности и надежности полученных результатов. Здесь мы представляем протокол мониторинга образцов для расширенной визуализации, который специально ориентирован на яичники Drosophila melanogaster. Яичник Drosophila melanogaster является отличной модельной системой для анализа широкого спектра процессов развития. Среди многих других, этот репродуктивный орган плодовой мушки Drosophila melanogaster содержит очень четко определенную нишу взрослых стволовых клеток. Эта ниша GSC поддерживает развитие женских гамет во взрослом возрасте. Яичники дрозофилы состоят примерно из 18 яйцеклеток, у которых в гермариуме развиты яйцевые камеры. На кончике каждого гермариума 2-4 GSC поддерживаются в соматической клеточной нише, в основном образованной концевой нитью из 8-10 клеток, розеткой из 5-8 колпачковых клеток и 2-3 передними эскортными клетками (Рисунок 1A). Эта соматическая ниша обеспечивает GSC необходимыми сигналами и физической поддержкой для поддержания их основы, контроля разрастания и предотвращения дифференцировки1,2,3,4,5.

ГСК обычно делятся асимметрично, чтобы создать новую стволовую клетку, которая поддерживает контакт с соматической нишей и дочернюю клетку, цистобласт (CB), которая теряет прямой контакт с соматическими клетками и дифференцируется. ГСК и КБ содержат высокодинамичную цитоплазматическую органеллу, спектросому, основной функцией которой является правильная ориентация митотического веретена во время митоза6. КБ делится 4 раза при неполном цитокинезе, образуя 16-клеточные кисты, где одна из клеток зародышевой линии входит в ооцит, а другие 15 клеток становятся клетками-медсестрами. Спектросома CB вырастает в разветвленную структуру, называемую фусомой, которая соединяет 16-клеточные взаимосвязанные клетки зародышевой линии. Спектросома обогащена небольшими везикулами и скелетными белками, такими как серин-треонинкиназа Par-1 и мембранный компонент Hu-li tai shao (Hts)7. Во время клеточного цикла GSC спектросома увеличивается за счет добавления нового материала и изменяет свою форму, что позволяет идентифицировать фазы G1, S, G2 и M (Рисунок 1B)8,9.

Недавно мы внедрили метод культивирования ex vivo Drosophila germarium, который позволяет визуализировать живые GSC в течение 16 часов. Поскольку эти клетки делятся каждые 15,5 часов в среднем8, этот метод позволяет снимать большие участки клеточного цикла GSC. Таким образом, в сочетании с другими инструментами, наш метод культивирования позволил описать морфологию спектросом во время клеточного цикла GSC и проанализировать продолжительность различных фаз клеточного цикла in vivo8 (Рисунок 1C). Здесь мы предоставляем подробный протокол этого расширенного метода визуализации в реальном времени, подкрепленный пошаговым видео, описывающим методологию (Рисунок 2).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

ПРИМЕЧАНИЕ: Шаг 1.4 должен быть выполнен как минимум за 2 дня. Шаги 2.1 и 2.2 можно сделать за 1 день.

1. Предэкспериментальная настройка I

  1. Приготовьте 100 мкл аликвот смеси антибиотиков стрептомицина/пенициллина (10 000 ЕД/мл пеницилина и 10 мг/мл стрептомицина) и храните при температуре -20 °C до использования.
  2. Приготовьте 15 мл следующих растворов с использованием автоклавной чистой воды, храните их при температуре 4 °C и используйте в течение месяца: бикарбонат натрия (NaHCO3) 0,1 М pH 8,0 и 0,1% Tween 20.
  3. Во избежание загрязнения приготовьте следующую питательную среду и раствор в ламинарном проточном шкафу. Используйте стерилизованные фильтрующие наконечники и трубки.
    1. Приготовьте 2 мл аликвот неразбавленной фетальной бычьей сыворотки (FBS) и храните при температуре -20 °C до использования в асептических условиях.
    2. Приготовьте среду Schneider's Drosophila с добавлением 15% FBS и 0,6% смеси антибиотиков стрептомицина/пенициллина. Приготовьте 7 мл аликвот и храните при температуре 4 °C. Одной аликвоты достаточно для двух пластин MatTek (см. раздел 2).
      1. Приготовьте раствор Рингера (128 мМ NaCl, 2 мМ KCl, 1,8 мМ CaCl2, 4 мМ MgCl2, 35,5 мМ сахарозы, 5 мМ Hepes в автоклавированной чистой воде; pH 6,9). Приготовьте 1 мл аликвот и храните при температуре -20 °C до использования.
  4. Соберите мух возрастом 1-2 дня, экспрессирующих конститутивно и повсеместно белок Par-1, слитый с GFP (линия poly Ubiquitin-mGFP6::p ar-1), в новую пробирку с кормом для мух с добавлением дрожжевого порошка. Перед вскрытием культивируйте их в течение 2 суток при температуре 25 °C в инкубаторе.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг может быть выполнен с любым интересующим вас репортером с флуоресцентными тегами.

2. Покрытие и подготовка стеклянной нижней плиты

  1. Поместите каплю объемом 3 мкл специального клея Cell-Tak (далее именуемого клеточным и тканевым клеем) в центр покровного стекла пластины с покрытием из поли-D-лизина толщиной 35 мм (чашка со стеклянным дном, см. Таблицу материалов) без ручного распределения. Используйте стерильные наконечники.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Клеточный и тканевый клей следует хранить при температуре 4 °C. В случае экспериментов с двумя генетическими состояниями (как правило, контрольными и мутантными) поместите две отдельные, хорошо разделенные капли клея в одну и ту же стеклянную нижнюю пластину. Это гарантирует, что оба генетических фона будут визуализированы в одинаковых условиях.
  2. Сразу после этого осторожно добавьте равный объем (3 мкл в данной конфигурации протокола) 0,1 М NaHCO3 pH 8,0 в каплю клея объемом 3 мкл в соответствии с рекомендациями производителя и перемешайте с помощью пипетирования.
  3. Для полного испарения инкубируйте планшет при комнатной температуре (RT) в течение 20 минут, а затем выдерживайте при температуре 4 °C в течение ночи, чтобы использовать его на следующий день. В качестве альтернативы инкубируйте подготовленную тарелку при температуре 37 °C в течение 25 минут до полного испарения и приступайте непосредственно к следующему этапу. В обоих случаях поддерживайте пластину своей крышкой. Используйте стерильные наконечники.
  4. Перед использованием дайте подготовленному блюду со стеклянным дном дойти дойти до RT, поставив его на скамейку на 15-20 минут.
  5. Тщательно вымойте 3 раза подготовленную тарелку. Не прикасайтесь к клеевому слою (слоям) и не тревожьте их. При каждой стирке добавляйте 6 μL автоклавированной чистой воды, а затем удаляйте воду с помощью чистого наконечника для каждой из трех стирок, чтобы удалить остатки раствора NaHCO3.
  6. Дайте воде полностью испариться, поместив чистую и подготовленную тарелку в режим RT во время рассечения на 5-10 минут с закрытой крышкой, чтобы избежать частиц пыли.

3. Рассечение яичников дрозофилы, выделение и монтаж овариолов

ПРИМЕЧАНИЕ: Рассечение яичников выполняется в растворе Рингера (вместо среды Шнайдера) без FBS, чтобы предотвратить присутствие белков, которые могли бы помешать прилипанию ткани образца к адгезиву.

  1. Перед началом работы очистите трехлуночную диссекционную чашку, щипцы и иглы для препарирования 70% этанолом.
  2. Добавьте достаточный объем (~200 мкл) раствора Рингера в каждую из трех лунок.
  3. Препарируйте яичники 5 самок, которых кормили дрожжами, в 200 мкл раствора Рингера в первой лунке с помощью двух пар щипцов, следуя стандартным процедурам10,11. Захватите самку дрозофилы на пересечении грудной клетки и брюшка одним из щипцов. Затем аккуратно разорвите кутикулу в задней части живота и потяните за кутикулу живота, пока не обнажются два яичника.
  4. Перенесите рассеченные яичники во вторую лунку, чтобы уменьшить загрязнение остатками других тканей или мусором, образовавшимся в результате рассечения.
  5. Снимите мышечную оболочку 15-20 овариолов с помощью стереомикроскопа (зум 8-13,5Х) со светодиодной подсветкой (LED) и тонконаправленными щипцами. Используйте одну пару щипцов, чтобы закрепить все тело яичника, а вторую — чтобы плавно захватить яйцекамеру на поздней стадии и осторожно растягивать, пока мышца не сломается и не отстанет><. ПРИМЕЧАНИЕ: Важно избегать повреждения гермарии, просто сократив контакт с этой частью яичников. Удалите яйцекамеры старше 8-9 стадий.
  6. Перенесите поочередно 15-20 овариолов без мышечной оболочки с помощью щипцов в третью лунку, содержащую 200 мкл среды Рингера.
  7. Предварительно смочите наконечник объемом 20-200 мкл 0,1% Tween 20 с помощью пипетирования. Это предотвращает прилипание овариолов к пластиковым стенкам наконечника.
  8. Перенесите 6 мкл раствора Рингера, содержащего овариолы без мышечной оболочки, с помощью предварительно смоченного наконечника на подготовленную адгезивную пластину (храните при температуре RT).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Избегайте любого контакта между наконечником и адгезивным слоем, чтобы предотвратить отслоение гермарии после осаждения овариола (следующий шаг). Примерно 30% гермарий не прилипают должным образом.
  9. Чтобы пересаженные овариолы прилипли к адгезивной поверхности, осторожно прижмите их ко дну капли Рингера до соприкосновения с адгезивной поверхностью с помощью рассекательной иглы или щипцов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не пытайтесь переставлять овариолы после того, как они усядут.
  10. Осторожно заполните планшет MatTek 3 мл среды Шнайдера с добавлением 15% FBS и 0,6% смеси антибиотиков стрептомицина/пенициллина (шаг 1.3). Чтобы предотвратить отслоение овариолов, медленно добавляйте по 1 мл по внешнему краю пластины.
  11. Транспортируйте пластину, содержащую овариолы без мышечной оболочки, на плоской поверхности на станцию микроскопа.

4. Живая визуализация с помощью конфокального микроскопа

  1. Поместите пластину на объектив с 63-кратным увеличением микроскопа с вращающимся диском или конфокального микроскопа (можно использовать аналогичное оборудование) и сфокусируйте образец. Выберите среднюю z-плоскость для каждого гермариума.
  2. Настройте следующие экспериментальные параметры: тип захвата: 3D time-lapse, отрегулируйте мощность лазера 70/100, длину волны возбуждения: 488 нм, дальность действия z-стека: 30 мкм и расстояние между Z-стеками: 1,2 мкм, продолжительность: 17 ч, интервал между тайм-точками: каждые 10 мин.
  3. Если это возможно, используя опцию многопозиционности, переопределите координаты XY образцов и выберите Z-плоскость в середине каждого гермариума, так как z-стеки будут центрированы в этом положении. Начать приобретение.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку нормальная ширина гермариума составляет 30 мкм, каждый Z-стек будет состоять из ~25-27 секций. В зависимости от конфокала, в течение 10 минут можно получить изображение не менее 25 гермарий. Как правило, используются объективы 40x/1.30 NA или 63x/1.40 NA с коррекцией по маслу
    4. .
  4. Анализируйте изображения во времени и по оси Z, чтобы визуализировать конкретные изменения в морфологии спектросом, используя программное обеспечение Imaris или ImageJ (Fiji)12,13. Отображается конкретное время их наблюдения (Рисунок 1B'). Чтобы установить видеоролики, вручную выберите наилучшую плоскость Z в каждой временной точке.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

С помощью данного расширенного протокола прижизненной визуализации мы можем регистрировать асимметричный митоз женских GSC внутри их ниши без явных биологических нарушений. Для этого мы используем гермарии с повсеместной экспрессией белка GFP::Par-1, который позволяет различать пять различных морфологий спектросомы на протяжении клеточного цикла GSC: круглую (Round), пробкообразную (Plug), стержневидную (Bar), сливающуюся (Fusing) и в форме восклицательного знака (Exclamation point) (Рисунок 1B

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Здесь мы представляем протокол мониторинга ниши GSC Drosophila melanogaster в течение длительного периода времени, до 16 часов. Большинство протоколов для съемки биологических процессов дрозофилы ex vivo сосредоточены на более коротких временных окнах, и можно найти множество примеров для имагинальных дисков крыльев 15,16,17, гонад эмбриона 18,19

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторы заявляют, что у них нет конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Мы благодарим Акаймо Гонсалеса Рейеса и Марию Ольмедо Лопес за полезные комментарии к рукописи. Это исследование было поддержано PID2021-125480NB-I00 (H. S-G), "Ayudas a la contratación de personal Investigador Doctor" от Junta de Andalucía (J. G-M), "Ayuda a proyectos de investigación precompetitivos" от VI и VII PPIT-Севильского университета (P. R-R) и "Contrato de Acceso de I+D+i" от VI PPIT-Севильского университета (P. R-R). Мы выражаем нашу признательность компании Company of Biologists Ltd за любезно предоставленные права на распространение изображений, адаптированных из оригинальной публикации (doi:10.1242/DEV.199716).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
9-луночная стеклянная пластинаCorning 7220-85н/д
Кальция хлорида дигидратSigma AldrichC3881CaCl2· 2H2O; Для приготовления раствора Рингера
Cell-TakCorning 354240Клеточный и тканевый клей, используемый для прикрепления клеток или участков тканей к различным типам поверхностей, включая пластик, стекло, металл, полимер FEP и биологические материалы.
Пинцы Dumont #5 Finescience11252-20н/д
Дюмон #55 Щипцы Finescience11255-20Размеры 0,05 мм x 0,02 мм и длина 11 см
Фетальная бычья сывороткаGibco10500-064Квалификация, термоинактивация, одобрено ЕС, Южная Америка Происхождение 
Посуда со стеклянным дномMatTekP35GC-1.5-10-C35 мм Тарелка, No1.5 Coverslip, 10 мм Диаметр стекла,  Покрытый поли-D-лизином
HEPESSigma AldrichH4034Для приготовления раствора Рингера
Хлорид магния Sigma AldrichM1028MgCl2; Для приготовления раствора Рингера
ИглодержательRoboz RS-6061Легкая полая ручка из нержавеющей стали; длина 4 3/4 дюйма.
Бинокль Nikon SMZ18 Nikonhttps://www.microscope.
healthcare.nikon.com/products/stereomicroscopes-macroscopes/smz25-smz18
Пенициллин-стрептомицинThermo Fisher Scientific1514012210 000 Ед/мл
хлорида калияSigma AldrichP3911KCl; Для приготовления раствора Рингера
Schneider's Drosophila Medium Biowest L0207Клеточная питательная среда для клеток насекомых
Бикарбонат натрияSigma AldrichS8875 NaHCO3; ≥ 99,5%, порошок
хлорида натрияSigma AldrichS9888NaCl; Для приготовления раствора Рингера
сахарозаSigma AldrichS9378≥ 99,5% (GC); Для приготовления раствора Рингера игла
рассечения вольфрамаRoboz RS-60640,25 мм, ультратонкий, наконечник 1 микрон (Pk 10)
Твин 20Sigma AldrichP9416для молекулярной биологии, вязкий жидкий
дрожжевой порошокSigma Aldrich51475н/д
используется для

Ссылки

  1. Li, L., Xie, T. Stem cell niche: structure and function. Annu Rev Cell Dev Biol. 21, 605-631 (2005).
  2. Drummond-Barbosa, D. Local and physiological control of germline stem cell lineages in Drosophila melanogaster. Genetics. 213 (1), e234(2019).
  3. Eliazer, S., Buszczak, M. Finding a niche: studies from the Drosophila ovary. Stem Cell Res Ther. 2 (6), 45(2011).
  4. Rojas-Ríos, P., Guerrero, I., González-Reyes, A. Cytoneme-mediated delivery of Hedgehog regulates the expression of bone morphogenetic proteins to maintain germline stem cells in Drosophila. PLoS Biol. 10 (4), e1001298(2012).
  5. Rojas-Ríos, P., González-Reyes, A. Concise review: the plasticity of stem cell niches: a general property behind tissue homeostasis and repair. Stem Cells. 32 (4), 852-859 (2014).
  6. Deng, W., Lin, H. Spectrosomes and fusomes anchor mitotic spindles during asymmetric germ cell divisions and facilitate the formation of a polarized microtubule array for oocyte specification in Drosophila. Dev Biol. 189 (1), 79-94 (1997).
  7. Huynh, J. R., Shulman, J. M., Benton, R., St Johnston, D. PAR-1 is required for the maintenance of oocyte fate in Drosophila. Development. 128 (7), 1201-1210 (2001).
  8. Villa-Fombuena, G., Lobo-Pecellín, M., Marín-Menguiano, M., Rojas-Ríos, P., González-Reyes, A. Live imaging of the Drosophila ovarian niche shows spectrosome and centrosome dynamics during asymmetric germline stem cell division. Development (Cambridge). 148 (18), dev199716(2021).
  9. De Cuevas, M., Spradling, A. C. Morphogenesis of the Drosophila fusome and its implications for oocyte specification. Development. 125 (15), 2781-2789 (1998).
  10. Wong Li, C., Schedl, P. Dissection of Drosophila ovaries. J Vis Exp. (1), 52(2006).
  11. Merkle, J. A. Dissection, fixation, and standard staining of adult Drosophila ovaries. Methods Mol Biol. 2626, 49-68 (2023).
  12. Thévenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Trans Image Process. 7 (1), 27-41 (1998).
  13. Miura, K. Bleach correction ImageJ plugin for compensating the photobleaching of time-lapse sequences. F1000Res. 9, 95(2020).
  14. Duan, T., Cupp, R., Geyer, P. K. Drosophila female germline stem cells undergo mitosis without nuclear breakdown. Curr Biol. 31 (7), 1602-1610 (2021).
  15. Aldaz, S., Escudero, L. M., Freeman, M. Live imaging of Drosophila imaginal disc development. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (32), 14217-14222 (2010).
  16. Dye, N. A. Cultivation and live imaging of Drosophila imaginal discs. Methods Mol Biol. 2540, 275-285 (2022).
  17. Sohr, A., Du, L., Roy, S. Ex vivo Drosophila wing imaginal disc culture and furin inhibitor assay. Bio Protoc. 9 (16), e3336(2019).
  18. Anllo, L., Plasschaert, L. W., Sui, J., DiNardo, S. Live imaging reveals hub cell assembly and compaction dynamics during morphogenesis of the Drosophila testis niche. Dev Biol. 446 (1), 25-34 (2019).
  19. Gärthner, S. M. K., Rathke, C., Renkawitz-Pohl, R., Awe, S. Ex vivo culture of Drosophila pupal testis and single male germ-line cysts: dissection, imaging, and pharmacological treatment. J Vis Exp. 91, e51868(2014).
  20. Wilcockson, S. G., Ashe, H. L. Drosophila ovarian germline stem cell cytocensor projections dynamically receive and attenuate BMP signaling. Dev Cell. 50 (3), 296-310 (2019).
  21. Jackson, J. A., Imran Alsous, J., Martin, A. C. Live imaging of nurse cell behavior in late stages of Drosophila oogenesis. Methods Mol Biol. 2626, 191-206 (2023).
  22. Díaz de la Loza, M. C., Díaz-Torres, A., Zurita, F., et al. Laminin levels regulate tissue migration and anterior-posterior polarity during egg morphogenesis in Drosophila. Cell Rep. 20 (1), 121-133 (2017).
  23. Christophorou, N., Rubin, T., Bonnet, I., Piolot, T., Arnaud, M., Huynh, J. R. Microtubule-driven nuclear rotations promote meiotic chromosome dynamics. Nat Cell Biol. 17 (11), 1388-1398 (2015).
  24. Bers, D. M. Cardiac excitation-contraction coupling. Nature. 415 (6868), 198-205 (2002).
  25. Morris, L. X., Spradling, A. C. Long-term live imaging provides new insight into stem cell regulation and germline-soma coordination in the Drosophila ovary. Development. 138 (11), 2207-2215 (2011).
  26. Zielke, N., Korzelius, J., van Straaten, M., et al. Fly-FUCCI: a versatile tool for studying cell proliferation in complex tissues. Cell Rep. 7 (2), 588-598 (2014).
  27. Hinnant, T. D., Alvarez, A. A., Ables, E. T. Temporal remodeling of the cell cycle accompanies differentiation in the Drosophila germline. Dev Biol. 429 (1), 118-131 (2017).
  28. Hsu, H. J., LaFever, L., Drummond-Barbosa, D. Diet controls normal and tumorous germline stem cells via insulin-dependent and -independent mechanisms in Drosophila. Dev Biol. 313 (2), 700-712 (2008).
  29. Andersen, D., Horne-Badovinac, S. Influence of ovarian muscle contraction and oocyte growth on egg chamber elongation in Drosophila. Development (Cambridge). 143 (8), 1375-1382 (2016).
  30. Hudson, A. M., Petrella, L. N., Tanaka, A. J., Cooley, L. Mononuclear muscle cells in Drosophila ovaries revealed by GFP protein traps. Dev Biol. 314 (2), 360-372 (2008).
  31. Ables, E. T., Drummond-Barbosa, D. Cyclin E controls Drosophila female germline stem cell maintenance independently of its role in proliferation by modulating responsiveness to niche signals. Development (Cambridge). 140, 4267-4276 (2013).
  32. Lin, H., Spradling, A. C. Germline stem cell division and egg chamber development in transplanted Drosophila germaria. Dev Biol. 159 (1), 140-152 (1993).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Зародышевая линия Drosophilaниша стволовых клетоккультура ex vivoгерминальные стволовые клеткиасимметричное делениединамика спектросомыконфокальная микроскопиямечение флуоресцентными белкамианализ клеточного цикла
Расширенная визуализация в реальном времени ниш зародышевых стволовых клеток самки Drosophila melanogaster
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.