Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Хирургический подход при раздавливании зрительного нерва на модели кролика

1.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67415

⸱

8 июля 2025 г.

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spencer Center for Vision Research, Byers Eye Institute, Department of Ophthalmology, Stanford University, 2Department of Ophthalmology, Technical University of Munich, Hospital rechts der Isar, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Comparative Medicine, Stanford University, 5Glaucoma Center of Excellence, Wilmer Eye Institute, Johns Hopkins University

В этой статье

Краткое содержание

В данной работе представлена подробная инструкция по выполнению сдавливания зрительного нерва на модели кролика с использованием стандартных офтальмологических хирургических методик.

Аннотация

Дробление зрительного нерва (ОНЦ) — это экспериментальный метод, используемый для моделирования и изучения механизмов невропатий зрительного нерва и потенциальных терапевтических вмешательств. В исследованиях ONC в основном использовались модели грызунов; Тем не менее, эти модели демонстрируют заметные анатомические и физиологические отличия от людей, что потенциально ограничивает переводимость. В этой статье мы опишем хирургическую технику для достижения модели ONC у кроликов, видов с размерами земного шара, более похожими на человеческие глаза. Разработанная хирургическая методика использует офтальмологические хирургические техники, применяемые при косоглазии и окулопластических операциях, и не требует создания костных окон или кантотомий. Модель была валидирована путем оценки зрачковой реакции при различных условиях освещения и визуальных вызванных потенциалов (VEP) до и после ОНЦ. Результаты продемонстрировали значительное снижение как зрачкового ответа, так и амплитуды VEP в глазах с ONC по сравнению с необработанными контралатеральными глазами, что указывает на потерю зрительной функции после травмы, как и ожидалось. Этот хирургический метод может предоставить модели для изучения повреждений зрительного нерва и тестирования потенциальных терапевтических стратегий с более широкими последствиями для понимания и лечения нейродегенеративных заболеваний глаза.

Введение

Метод сдавливания зрительного нерва (ONC) является экспериментальным подходом к созданию контролируемых моделей повреждения зрительного нерва, необходимых для исследования оптических невропатий 1,2,3. Вызывая локализованное повреждение зрительного нерва, приводящее к повреждению аксонов и дегенерации ганглиозных клеток сетчатки, модель ONC моделирует некоторые патологические характеристики различных оптических невропатий, таких как травматическая оптическая нейропатия и глаукома 4,5,6,7. Эта контролируемая модель позволяет детально изучить механизмы, лежащие в основе повреждения нервов, дегенерации и потенциальной регенерации в офтальмологии и неврологии 8,9,10,11,12,13,14.

Применение метода ONC и связанные с ним исследования широко применялись с использованием моделей грызунов, с их преимуществами с точки зрения размера, простоты в обращении и низких затрат на техническое обслуживание. Кроме того, грызуны предлагают широкий спектр инструментов для генетических манипуляций, которые необходимы для генной терапии и молекулярных вмешательств 12,14,15. Несмотря на эти преимущества, значительные анатомические и физиологические различия между грызунами и человеком имеют потенциальные ограничения в переводимости. Методы лечения, разработанные на грызунах, могут быть не перенесены на человека из-за большой разницы в размерах глаз (длина оси крысы 6,3 мм16 по сравнению с 22,5 мм у человека). Глаза кролика более точно имитируют размер человеческого глаза (осевая длина кролика 15,3 мм17,18), тем самым обеспечивая лучшую модель для развития хирургических методик и фармакокинетических исследований, чем у грызунов. Кролики использовались в моделях ONC, но современные отчеты не описывают адекватно хирургическую технику и/или используют кантотомию или костные окна 19,20,21,22,23,24,25. Существуют анатомические различия между глазами кроликов и человека, а именно: наличие миелинизированного нерва, относительно аваскулярная сетчатка и отсутствие коллагеновой пластинки cribrosa, что ограничивает полную переводимость; Тем не менее, кролик все еще может служить трамплином для возможного человеческого перевода.

В то время как методы ONC были зарегистрированы на более крупных животных моделях, таких как свиньи 4,6, козы 5,9 и нечеловекообразные приматы 5,26, сложность процедуры и/или стоимость этих моделей ограничивают их применимость. Таким образом, кролик предлагает золотую середину, которая является одновременно экономичной и имеет достаточно большой глаз.

Чтобы удовлетворить эту потребность, в нашем исследовании представлена хирургическая техника ONC, усовершенствованная для моделей кроликов. Применяя метод ONC на кроликах, мы стремимся восполнить существующий пробел в животных моделях, улучшить наше понимание повреждений зрительного нерва и нейродегенеративных заболеваний, а также разработать новые терапевтические стратегии.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

В этом исследовании использовались новозеландские белые кролики (4,4 - 4,8 кг). Дизайн экспериментов на животных соответствовал рекомендациям ARVO по использованию животных в офтальмологических исследованиях и исследованиях зрения. Комитет по уходу за животными и их использованию Стэнфордского университета рассмотрел и одобрил эти эксперименты (номер протокола: APLAC-33781).

1. ОНК

  1. Обезболите кролика (n = 4) в соответствии с рекомендациями Центра ветеринарной службы (VSC), чтобы обеспечить адекватное успокоение кролика и отсутствие боли на протяжении всей процедуры. Кратковременно введите кетамин (30 мг/кг) и ксилазин (3 мг/кг) подкожно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Операционная плоскость анестезии подтверждается оценкой нескольких параметров глубины анестезии, включая защемление пальца ноги и тонус челюсти.
  2. В начале процедуры подкожно вводите бупренорфин с пролонгированным высвобождением (0,15 мг/кг) для обезболивания и маропитант цитрат (2 мг/кг) для более плавного восстановления. Следите за жизненными показателями животного и глубиной анестезии каждые 5-15 минут, чтобы убедиться в здоровье.
  3. Предусмотрите источник тепла, такой как электрическая электрогрелка или одеяло для циркуляции воды, и отрегулируйте настройки в зависимости от температуры тела.
  4. Обеспечьте 1-4% изофлураном или 1-6% севофлураном в виде маски для поддержания анестезии по мере необходимости.
  5. Введите комбинацию пропаракаина (0,5%), фенилэфрина (2,5%) и тропикамида (1%) глазные капли примерно за 5-15 минут до процедуры.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Глазные капли обеспечивают местную анестезию и расширение зрачков27.
  6. Положите кролика на бок так, чтобы правый глаз был открыт (рисунок 1). Нанесите 5% раствор бетадина на глаза, ресницы и окологлазную кожу для стерилизации с использованием стандартной асептической техники.
  7. Введите глазные капли с пропаракаином еще раз для дополнительной местной анестезии.
  8. Для поддержания стерильности оберните животное пищевой пленкой28, оставив над правым глазом небольшое отверстие размером с глаз (рисунок 1).
    1. Убедитесь, что вы работаете только с верхним и нижним краями каждого листа пищевой пленки, так как они прилипают к нижней стороне стола и не мешают стерильности.
    2. Надевайте стерильные перчатки и следите за тем, чтобы все автоклавные хирургические инструменты оставались в стерильном поле во время процедуры. Используйте новый набор инструментов для каждого животного.
  9. Наложите тракционный шов роговицы частичной толщины (8-0) через верхнюю периферическую роговицу рядом с лимбом, чтобы мягко проникнуть в глаз, способствуя лучшему доступу к зрительному нерву, который расположен выше у кролика (рис. 2A).
  10. Выполнить конъюнктивальную перитомию (т.е. разрез конъюнктивы вокруг роговицы)29 с 10 до 2 часов с помощью ножниц Уэсткотта и щипцов 0,12 мм.
  11. Осторожно расчлените капсулу Тенона с помощью ножниц Уэскотта, чтобы обнажить нижележащие верхние прямые мышцы и верхние косые мышцы.
  12. Используйте мышечный крючок, чтобы изолировать верхние мышцы (рисунок 2B).
  13. Закрепите крючковатые мышцы двойным швом (8-0), используя стандартную технику косоглазия30 (рисунок 2C). Кратко проденьте шов на всю толщину через центр верхних мышц и завяжите его с помощью хирургического узла. Затем пропустите иглу частичной толщины по всей длине мышцы от центра к краю мышцы. Нагрузите иглу наотмашь и проведите ее на всю толщину от нижней части мышцы вперед. Пропустите иглодержатель через петлю, чтобы ухватиться за иглу.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Вытягивание иглы затягивает и блокирует эту половину мышцы. Затем вторая игла используется для закрепления оставшейся половины мышцы в зеркальном отражении первой половины.
  14. Используйте ножницы Уэскотта, чтобы отделить мышцы от глазного яблока, следя за тем, чтобы не перерезать швы, наложенные на мышцы.
  15. Аккуратно втяните глазок в роговичный шов и обнажите интракональное орбитальное пространство, оттянув мышечный шов вверх (рис. 2D).
  16. Аккуратно затупите окружающие ткани орбиты, чтобы полностью обнажить зрительный нерв.
    1. Не режьте ткани в области орбиты и используйте только тупое рассечение. Не повреждайте вихревую вену (Рисунок 2D).
    2. При необходимости используйте мышечный крючок, чтобы найти и изолировать зрительный нерв (рисунок 2E).
      Примечание: Зрительный нерв кролика немного выше и окружен ретроорбитальными тканями, в том числе белым жиром. Нерв белый, около 1 мм в диаметре. Длинные задние цилиарные артерии проходят по 3-часовым и 9-часовым меридианам ниже диска зрительного нерва и могут служить ориентиром для локализации нерва31.
  17. Зажмите зрительный нерв с помощью иглодержателя на 60 с, чтобы вызвать травму от раздавливания, после чего появится видимая отметина (рис. 2F,G). Место раздавливания находится примерно в 3 мм позади диска зрительного нерва, чтобы избежать повреждения глазной артерии. Используйте стопорный иглодержатель, чтобы обеспечить постоянное усилие при всех методах лечения ONC, что приводит к сопоставимым повреждениям зрительного нерва у кроликов.
  18. Вернитесь в исходное положение верхних мышц на глобусе (рисунок 2H). Пропустите две иглы (ранее использовавшиеся для фиксации верхней прямой мышцы и верхней косой мышцы) частичной толщины через исходное мышечное введение. Затяните шов и установите хирургов узел30.
  19. Завершите процедуру пришиванием конъюнктивы к лимбу прерывистыми швами (рисунок 2I).
  20. В конце процедуры подкожно вводят подогретые кристаллоидные жидкости (10 мл/кг) и мелоксикам (0,5 мг/кг) для обезболивания. Восстановите животное, выключив газовую анестезию и введя атипамезол (0,3 мг/кг) внутримышечно, чтобы обратить вспять действие ксилазина. Вводите бупренорфин с пролонгированным высвобождением (0,15 мг/кг) подкожно во время выздоровления.
  21. Применять мелоксикам (0,5 мг/кг) подкожно один раз в сутки в течение 2-3 дня после операции и чаще по мере необходимости. Обеспечьте поддерживающую терапию, включая дополнительные устройства для обогащения (т.е. игрушки) и диетическое обогащение, в течение 2-3-дневного послеоперационного периода и по мере необходимости.
  22. Вводите дополнительные подкожные жидкости в послеоперационном периоде по мере необходимости. Наблюдайте за животным два раза в день в течение первых трех послеоперационных дней, затем еженедельно или по мере необходимости.

2. Реакция зрачков

ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы оценить зрительную функцию, проверьте реакцию зрачков обоих глаз до (дни -3, -2 и -1) и после ОНК (дни +1, +2 и +3) с помощью процедур, описанных ниже.

  1. Используя камеру смартфона, фотографируйте правый и левый глаза в условиях низкой освещенности (мезопических).
  2. Посветите фонариком прямо в правый глаз с расстояния около 6 дюймов. Сфотографируйте глаз, а затем повторите ту же процедуру для левого глаза.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тон зрачков должен быть стабильным в течение 5-10 секунд.
  3. Используя изображение J, найдите отношение диаметра зрачка относительно диаметра белого к белому на полученных изображениях.

3. Флэш визуальных вызванных потенциалов (VEP)

ПРИМЕЧАНИЕ: Чтобы оценить целостность зрительного пути, от сетчатки через зрительный нерв к зрительной коре, запишите формы волн VEP от обоих глаз до (день -2) и после ОНК (дни +7 и +14) в условиях темноты, используя процедуры, описанные ниже.

  1. Обезболите кролика в соответствии с рекомендациями VSC. Вкратце введите кетамин (15 мг/кг), дексмедетомидин (0,05 мг/кг) и мидазолам (0,3 мг/кг) внутримышечно.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Газовая анестезия может ослабить сигнал VEP, поэтому ее следует по возможности избегать.
  2. Введите комбинацию глазных капель с пропаракаином (0,5%), фенилэфрином (2,5%) и тропикамидом (1%).
  3. Вставьте три подкожных игольчатых электрода в определенные места, как показано на рисунке 3A: между медиальным канти (электрод сравнения с черным кабелем), между лопатками (заземляющий электрод с зеленым кабелем) и в наружный затылочный выступ (записывающий электрод с красным кабелем)6.
  4. Поместите втягивающее средство для век на левый глаз и закройте правый глаз, чтобы блокировать любое воздействие света.
  5. Запишите сигналы VEP с помощью портативного устройства (рис. 3B, C) при мигании светового стимула (8,0 кд*с/м2, 0,99 Гц).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перед записью убедитесь, что уровень шума составляет < 20 мкВ.
  6. Повторите этот процесс записи не менее трех раз.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Тройные измерения усредняются и обрабатываются как единая точка данных.
  7. Проделайте ту же процедуру для правого глаза, убедившись, что левый глаз закрыт для предотвращения воздействия света.
  8. На основе собранных сигналов VEP определите задержку и амплитуду P1. Задержка P1 определяется как время первого положительного пика (P1) после начального отрицательного пика (N1), обычно приходящегося на период около 60 мс. Амплитуда P1 вычисляется как разность амплитуд в P1 и N1.

4. Маркировка и визуализация аксонов

  1. Через неделю после ОНЗ введите антероградный аксон-индикатор холерного токсина B (CTB; конъюгированный с Alexa Fluor 488) в оба глаза (50 мкл 1 мкг/мкл CTB в PBS на глаз; стерильно отфильтрованный) с помощью инсулинового шприца 29 г.
  2. Через две недели после ОНЦ усыпьте кроликов внутривенным пентобарбиталом натрия (100 мг/кг) и фенитоином натрия (12,8 мг/кг) и подтвердите смерть от сердечной аускультации.
  3. Энуклеация глазных яблок, удаление остаточных тканей с помощью ножниц Westcott и фиксация шаров в 4% параформальдегиде (в PBS) на 24 ч при 4 °C.
  4. После промывания глазных яблок PBS в течение 4 ч рассекают неподвижные зрительные нервы и криосекцию их в продольном направлении.
  5. Промыть секции PBS 3 раза по 5 мин каждая.
  6. Инкубируйте секцию в PBS, содержащую 4',6-диамидино-2-фенилиндол (DAPI; 1:1,000) в течение 5 минут.
  7. Промойте секции PBS, 3 раза по 5 мин каждая.
  8. Установите срезы на монтажный носитель и сфотографируйте их с помощью конфокального микроскопа.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Для оценки зрительной функции реакцию зрачков количественно оценивали путем нахождения отношения диаметра зрачка (сплошная желтая линия на рисунке 4А) к диаметру белого к белому (пунктирная желтая линия на рисунке 4А) в условиях мезопического и вспышечного освещения, как показано на рисунке 4. До процедуры ONC наблюдалось значительное сужение зрачка в ответ на свет. Тем не менее, через 1-3 дня после ОНК диаметр зрач...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

В этом исследовании представлен подробный протокол выполнения процедуры ONC у кроликов, в котором особое внимание уделяется менее инвазивному подходу к доступу к зрительному нерву. В предыдущих отчетах отсутствовали исчерпывающие описания, визуальные рекомендации или они полагались на более инвазивные методы, требующие имплантатов, латеральной кантотомии и/или резекции кости 19,20,21,22,23,24,25.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта или конкурирующих финансовых интересов.

Благодарности

Эта работа была поддержана Национальным институтом глаза в рамках грантов K08-EY033407 и P30-EY026877, а также Исследования по предотвращению слепоты.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
8-0 Покрытый викрил фиолетовый шовный материал TG140-8 ДвустороннийEthiconJ547GИспользуется для процедуры сдавливания зрительного нерва
Антиседан (атипамезола гидрохлорид 5,0 мг/мл растворZoetisNDC:54771-6293Используется для оперативного применения
Боннский связывающий щипцы Угловой наконечник 0,2 мм, титановыйтитан MedicalTMF502Используется для процедуры
сдавливания зрительного нерваИглодержатель Castroviejo изогнутый, титановыйTitan MedicalTMH105Используется для процедуры сдавливания зрительного нерва
Castroviejo Шовные щипцы 1x2 0,12мм прямые, титановыеTitan MedicalTMF411Используются для процедуры сдавливания зрительного нерва
Cerenia (раствор маропитанта цитрата 10 мг/мл)ZoetisNDC:54771-8179Используется для оперативного применения
Одноразовая подкожная игла из нержавеющей стали ЭлектродыNatus019-476600Используются для визуального тестирования вызванных потенциалов
Эутазол (390 мг/мл пентобарбитал натрия и 50 мг/мл фенитоина натрия)VirbacNDC: 51311-050Используется для эвтаназии
Graefe Muscle Hook, титанTitan MedicalTME133Используется для процедуры сдавливания зрительного нерва
Инсулиновый шприц 1/2 мл, 29 г, 1/2 "Monoject8881600350Используется для интравитреального введения
Jameson Muscle HookTitan MedicalTME122Используется для процедуры дробления зрительного нерва
McPherson Tiing Щипцы с прямым наконечником 0,2 мм, титанTitan MedicalTMF501Используется для процедуры дробления зрительного нерва
Normosol-R (изотонический раствор сбалансированных электролитов; кристаллоидная жидкость)ICU Medical Inc.NDC:0990-7670Используется для оперативного применения
Офлоксацин Офтальмологический раствор 0,3%Bausch & Lomb60505-0560-0Используется для послеоперационного применения
Olympus FLUOVIEW FV3000OlympusFLUOVIEW FV3000Конфокальный лазерный сканирующий микроскоп
Фенилэфрин HCl 2,5% Офтальмологический растворBausch & Ломб82260-102-10Используется для предоперационного применения
ProLong Gold Antifade MountantInvitrogen P36934Монтажная среда
Пропаракаин гидрохлорид 0,5% Офтальмологический растворBausch & Lomb24208-730-06Используется для предоперационного применения
RETeval Visual Electrodiagnostic DeviceLKC Technologies, Inc.RETevalИспользуется для тестирования визуального вызванного потенциала
Тропикамид 1,0% Офтальмологический растворBausch & Lomb24208-585-64Используется для предоперационного применения
Ножницы Westcott CurvedTitan MedicalTMS401Используется для процедуры сдавливания зрительного нерва
)

Ссылки

  1. Chierzi, S., Strettoi, E., Cenni, M. C., Maffei, L. Optic nerve crush: Axonal responses in wild-type and bcl-2 transgenic mice. J Neurosci. 19 (19), 8367-8376 (1999).
  2. Tang, Z., et al. An optic nerve crush injury murine model to study retinal ganglion cell survival. J Vis Exp. (50), e2685(2011).
  3. Tan, H. -B., et al. Evaluation of a partial optic nerve crush model in rats. Exp Ther Med. 4 (3), 401-404 (2012).
  4. Bramblett, G. T., Harris, J. N., Scott, L. L., Holt, A. W. Traumatic optic nerve injury elevates plasma biomarkers of traumatic brain injury in a porcine model. J Neurotrauma. 38 (8), 1000-1005 (2020).
  5. Zhang, Y., et al. Cold protection allows local cryotherapy in a clinical-relevant model of traumatic optic neuropathy. Elife. 11, e75070(2022).
  6. Heng, K., et al. Bdnf and camp are neuroprotective in a porcine model of traumatic optic neuropathy. JCI Insight. 9 (3), e172935(2024).
  7. Benowitz, L. I., Yin, Y. Optic nerve regeneration. Arch Ophthalmol. 128 (8), 1059-1064 (2010).
  8. Li, Y., Struebing, F. L., Wang, J., King, R., Geisert, E. E. Different effect of sox11 in retinal ganglion cells survival and axon regeneration. Front Genet. 9, 633(2018).
  9. Zhang, Y., et al. In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis. Exp Eye Res. 197, 108117(2020).
  10. Boia, R., et al. Neuroprotective strategies for retinal ganglion cell degeneration: Current status and challenges ahead. Int J Mol Sci. 21 (7), 2262(2020).
  11. Cameron, E. G., et al. Optic nerve crush in mice to study retinal ganglion cell survival and regeneration. Bio Protoc. 10 (6), e3559(2020).
  12. Zhang, Z. -Y., et al. Promotion of axon regeneration and protection on injured retinal ganglion cells by rcxcl2. Inflamm Regen. 43 (1), 31(2023).
  13. Suter, T. aC. S., Wang, J., Meng, H., He, Z. Utilizing mouse optic nerve crush to examine cns remyelination. STAR Protoc. 2 (3), 100796(2021).
  14. Ross, A. G., et al. Rescue of retinal ganglion cells in optic nerve injury using cell-selective aav mediated delivery of sirt1. Gene Ther. 28 (5), 256-264 (2021).
  15. Yue, J., et al. Cell-specific expression of human sirt1 by gene therapy reduces retinal ganglion cell loss induced by elevated intraocular pressure. Neurotherapeutics. 20 (3), 896-907 (2023).
  16. Pazos, M., et al. Rat optic nerve head anatomy within 3d histomorphometric reconstructions of normal control eyes. Exp Eye Res. 139, 1-12 (2015).
  17. Bozkir, G., Bozkir, M., Dogan, H., Aycan, K., Güler, B. Measurements of axial length and radius of corneal curvature in the rabbit eye. Acta Med Okayama. 51 (1), 9-11 (1997).
  18. Loiseau, A., Raîche-Marcoux, G., Maranda, C., Bertrand, N., Boisselier, E. Animal models in eye research: Focus on corneal pathologies. Int J Mol Sci. 24 (23), 16661(2023).
  19. Pellegrino, R. G., Ritchie, J. M. Sodium channels in the axolemma of normal and degenerating rabbit optic nerve. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 222 (1227), 155-160 (1984).
  20. Mantyh, P. W., et al. Substance p receptor binding sites are expressed by glia in vivo after neuronal injury. Proc Natl Acad Sci. 86 (13), 5193-5197 (1989).
  21. Mantyh, P., et al. Beta 2-adrenergic receptors are expressed by glia in vivo in the normal and injured central nervous system in the rat, rabbit, and human. J Neurosci. 15 (1), 152-164 (1995).
  22. Yu, J., Luan, X., Lan, S., Yan, B., Maier, A. Fasudil, a rho-associated protein kinase inhibitor, attenuates traumatic retinal nerve injury in rabbits. J Mol Neurosci. 58 (1), 74-82 (2016).
  23. Xue, F., et al. Morphological and functional changes of the optic nerve following traumatic optic nerve injuries in rabbits. Biomed Rep. 4 (2), 188-192 (2016).
  24. Wang, D., et al. Localized co-delivery of cntf and fk506 using a thermosensitive hydrogel for retina ganglion cells protection after traumatic optic nerve injury. Drug Deliv. 27 (1), 556-564 (2020).
  25. Rogers, S. D., et al. Endothelin b receptors are expressed by astrocytes and regulate astrocyte hypertrophy in the normal and injured cns. Glia. 41 (2), 180-190 (2003).
  26. Levkovitch-Verbin, H., et al. Optic nerve transection in monkeys may result in secondary degeneration of retinal ganglion cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (5), 975-982 (2001).
  27. Lodhi, S. A. K., Ramsali, M. V., Kulkarni, D. K., Surender, P., Murty, S. Safety of tropicamide and phenylephrine in pupillary mydriasis for cataract surgery. Saudi J Ophthalmol. 35 (2), 108-111 (2021).
  28. Emmer, K. M., Celeste, N. A., Bidot, W. A., Perret-Gentil, M. I., Malbrue, R. A. Evaluation of the sterility of press'n seal cling film for use in rodent surgery. J Am Assoc Lab Anim Sci. 58 (2), 235-239 (2019).
  29. Sami, D. A. Conjunctival incisions for strabismus surgery: A comparison of techniques. Tech Ophthalmol. 5, 125-129 (2007).
  30. Coats, D. K., Olitsky, S. E. Strabismus surgery and its complications. , Springer. (2007).
  31. Chiang, B., Kim, Y. C., Edelhauser, H. F., Prausnitz, M. R. Circumferential flow of particles in the suprachoroidal space is impeded by the posterior ciliary arteries. Exp Eye Res. 145, 424-431 (2016).
  32. Davis, F. A. The anatomy and histology of the eye and orbit of the rabbit. Trans Am Ophthalmol Soc. 27, 400-402 (1929).
  33. Peiffer, R. L., Pohm-Thorsen, L., Corcoran, K. The biology of the laboratory rabbit (second edition). , Academic Press. San Diego. 409-433 (1994).
  34. Xu, J., et al. Gene editing in rabbits: Unique opportunities for translational biomedical research. Front Genet. 12, 642444(2021).
  35. Zernii, Y. E., et al. Rabbit models of ocular diseases: New relevance for classical approaches. CNS Neurol Disord Drug Targets. 15 (3), 267-291 (2016).
  36. Del Amo, E. M., Urtti, A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: Clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 137, 111-124 (2015).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Хирургический подход при раздавливании зрительного нерва на модели кролика
Свяжитесь с нами
Рекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

Авторские права © 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.