Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Моделирование потребления алкоголя грызунами с использованием двухбутылкового питья в домашней клетке и микроструктурный анализ

1.9K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67486

⸱

8 ноября 2024 г.

 ,  , 
1Center for Alcohol Research in Epigenetics, Department of Psychiatry, University of Illinois Chicago

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает стандартную парадигму питья в домашней клетке с прерывистым доступом и двумя бутылками для моделирования потребления алкоголя у крыс. Кроме того, он содержит пошаговые инструкции по дополнению стандартного протокола системой обнаружения слизывания, которая позволяет проводить микроструктурный анализ поведения при употреблении алкоголя.

Аннотация

Выбор двух бутылок в домашней клетке - одна из наиболее широко используемых парадигм для изучения потребления этанола грызунами. В простейшей форме животным предоставляется доступ к двум бутылкам для питья, одна из которых содержит обычную воду из-под крана, а другая — этанол, при этом ежедневное потребление измеряется изменением веса бутылки в течение 24 часов. Следовательно, такой подход не требует специализированного лабораторного оборудования. В то время как такая простота внедрения, вероятно, является наибольшим вкладом в его широкое внедрение исследователями доклинического алкоголя, разрешение данных об употреблении алкоголя, полученных с помощью этого подхода, ограничено количеством измерений веса бутылки (например, один раз в день). Тем не менее, желание изучить модели употребления алкоголя в контексте общего потребления, фармакологических вмешательств и нейронных манипуляций подтолкнуло к разработке домашних систем обнаружения облизывания клеток, которые могут получать данные на уровне отдельных облизываний. Несмотря на то, что некоторые из этих систем были разработаны недавно, система с открытым исходным кодом LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device) привлекла значительное внимание в этой области благодаря своей доступности и удобству для пользователя. Несмотря на то, что эта система является захватывающей, она была разработана для использования на мышах. Здесь мы рассмотрим соответствующие процедуры для стандартного и оснащенного ликомометром питья в домашней клетке с двумя бутылками. Мы также представляем методы адаптации системы LIQ HD к крысам, включая аппаратные модификации для размещения большего размера клетки и переработанный держатель для бутылок, напечатанный на 3D-принтере, совместимый со стандартными готовыми бутылками для питья. Используя этот подход, исследователи могут изучать ежедневные модели употребления алкоголя в дополнение к уровням потребления у многих крыс параллельно, тем самым увеличивая разрешение полученных данных с минимальными вложениями дополнительных ресурсов. Эти методы предоставляют исследователям гибкость в использовании как стандартных бутылок, так и приборов, оснащенных ликемометром, для изучения нейробиологических механизмов, лежащих в основе употребления алкоголя, в зависимости от их точных экспериментальных потребностей.

Введение

Хотя умеренное употребление алкоголя исторически было связано с умеренной пользой для здоровья, недавние крупномасштабные всесторонние исследования показали, что никакое количество алкоголя не является безопасным1,2. На самом деле, употребление алкоголя является7-м ведущим фактором риска смерти и инвалидности во всем мире1, при этом люди, которые пьют даже небольшое количество алкоголя, имеют повышенный риск рака, инфекционных заболеваний и травм1,3. В Соединенных Штатах смертность от употребления алкоголя увеличилась почти на 30% в период с 2016 по 2021 год4. Важно отметить, что риск смерти и инвалидности монотонно увеличивается с увеличением потребления1.

Хотя исследования на людях предоставили ценную информацию о нейробиологии употребления алкоголя и злоупотребления им, экспериментальный контроль, обеспечиваемый животными моделями, имеет решающее значение для глубокого понимания механизмов, лежащих в основе употребления алкоголя и риска злоупотребления алкоголем. Эти модели также являются ценными инструментами для разработки методов лечения, направленных на сокращение неконтролируемого потребления. Употребление алкоголя в домашней клетке с двумя бутылками на выбор является одной из наиболее широко используемых доклинических парадигм для изучения потребления алкоголя у грызунов. В значительной степени это связано с простотой его реализации, поскольку он позволяет измерять общее добровольное употребление алкоголя и предпочтения без необходимости использования специализированного исследовательского оборудования или сложных анализов. Используя этот подход, исследователи могут собирать измерения через желаемые промежутки времени (например, часы, дни, недели), вычисляя изменение веса бутылки от начала до конца сеанса питья. Вариации этого базового метода использовались многими специалистами в этой области для облегчения низкого и умеренного уровня потребления алкоголя в течение как коротких, так и длительных периодов времени. Например, непрерывные и прерывистые процедуры выбора двух бутылок были использованы для облегчения низкого и умеренного уровня потребления алкоголя, соответственно, как в классе mice5, так и в классе rats6,7,8. Те же парадигмы могут способствовать высокому уровню потребления сортов, предпочитающих алкоголь7,9. В качестве альтернативы, было показано, что адаптация этого метода, которая ограничивает доступ к алкоголю до 2-4 часов в день, начиная примерно через 3 часа после начала темного цикла, приводит к пьянству у мышей (т.е. Употребление алкоголя в темноте)10,11. Дополнительные вариации этих методов были использованы в сочетании с методами, облегчающими алкогольную зависимость (т.е. хроническое прерывистое воздействие паров этанола) для изучения эскалации добровольного употребления алкоголя во время абстиненции12,13,14,15,16,17,18,19.

Несмотря на широкое распространение в этой области, стандартный подход к измерению потребления алкоголя по изменению веса бутылки ограничен общим потреблением за сеанс выпивки. Следовательно, этот подход не может охватить модели употребления алкоголя, которые, как хорошо известно, влияют как на риск, так и на тяжесть расстройства, связанного с употреблением алкоголя (AUD)20,21,22. Действительно, среднее потребление алкоголя человеком с течением времени может быть следствием нескольких эпизодов чрезмерного употребления алкоголя или многих эпизодов употребления алкоголя, каждый из которых связан с относительно низким потреблением, и эти нюансы остаются незамеченными, когда потребление измеряется как общее потребление за сеанс употребления алкоголя. Важно отметить, что значительно больше эпизодов употребления алкоголя, связанных с большими приступами употребления алкоголя (т.е. глотанием), наблюдается у людей с AUD по сравнению со здоровыми контрольными группами23, и данные у нечеловекообразных приматов свидетельствуют о том, что индивидуумы, которые устанавливают модель потребления алкоголя, включающую большие приступы употребления алкоголя на ранних этапах их истории употребления алкоголя, подвергаются значительному риску AUD22. Более того, эпизоды употребления алкоголя, которые включают в себя большие приступы употребления алкоголя, значительно увеличивают риск заболеваемости и смертности, независимо от AUD diagnosis21. В целом, эти данные привели к повышению интереса к изучению моделей употребления алкоголя в дополнение к уровням общего потребления в доклинических моделях и побудили к разработке ряда систем различной сложности, способных собирать данные о питье на уровне отдельных облизываний.

Среди первых была разработка двухбутылочной системы, оснащенной распознаванием облизывания фотолуча, предназначенной для использования у мышей24. Впоследствии эта система была адаптирована отдельной группой для использования в классе rats25. В последующие годы вариации на эту тему использовались для разработки подобных систем, содержащихся в специальном жилье для грызунов26, которые позволяют обнаруживать облизывание отдельных животных, содержащихся в социальном жилье27,28, и которые фиксируют как кормление, так и питьевое поведение29. Среди них LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device)30 привлек значительное внимание за то, что предложил систему для использования на мышах, которая соответствует простоте внедрения и доступности системы, разработанной Godnyuck et al.24. Эта система использует емкостное зондирование для непосредственного обнаружения контакта между язычком и проводящей металлической трубкой, в отличие от косвенных измерений, таких как приближение или взаимодействие сиппера, которые обеспечиваются с помощью системы обнаружения фотолуча. Авторы предоставляют данные, демонстрирующие, что их емкостная сенсорная система обеспечивает значительно большую точность и чувствительность при обнаружении лизунов, обеспечивая более сильную корреляцию между числом лизунов и изменением веса бутылки, чем обнаружение фотолуча. Авторы также демонстрируют возможность использования этой системы в сочетании с парадигмой питья в домашней клетке с непрерывным доступом к выбору двух бутылок для захвата показателей микроструктуры потребления алкоголя в дополнение к показателям общего ежедневного потребления30.

Здесь мы описываем процедуры для выбора двух бутылок алкоголя в домашней клетке с использованием стандартного подхода, а также методы, которые позволяют обнаруживать облизывание (Рисунок 1). Мы также представляем методы создания и реализации LIQ HDR - адаптацию LIQ HD30 для использования на крысах, которая включает в себя аппаратные модификации для размещения больших размеров клеток и переработанный 3D-печатный держатель для бутылок, совместимый со стандартными готовыми бутылками. Эти методы предоставляют исследователям гибкость в использовании либо стандартного, либо оснащенного ликометром подхода в зависимости от их экспериментальных ресурсов и потребностей в сборе данных.

Ниже приведено описание необходимых материалов и пошаговые инструкции по фиксации домашнего питья в клетке с использованием процедуры выбора двух бутылок с прерывистым доступом, адаптированной из Simms et al.7. В ходе этой процедуры крысам предоставляется 24-часовой доступ к двум бутылкам для питья 7 дней в неделю. По понедельникам, средам и пятницам (MWF) крысы получают одну бутылку с водой (H2O) и другую бутылку с этанолом (EtOH). Эти бутылки убираются по вторникам, четвергам и субботам (TRS) и заменяются двумя бутылками воды. Крысы пьют из одних и тех же двух бутылок воды по субботам и воскресеньям. Обратите внимание, что эти методы при желании могут быть легко скорректированы для альтернативных графиков доступа к этанолу (например, непрерывный, запойный и т. д.). Отдельные инструкции предусмотрены для стандартных подходов и подходов, оборудованных ликомометром.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все репрезентативные данные были получены с использованием взрослых крыс линии Long-Evans, содержавшихся по одной в клетке, с одобрения Институционального комитета по уходу и использованию животных Чикагского университета Иллинойса и в соответствии с Руководством NIH по уходу и использованию лабораторных животных. Индивидуальное содержание необходимо для точного мониторинга потребления жидкости каждым животным. Взрослые самцы (n = 38) и самки (n = 2) крыс Long-Evans в возрасте P50–80 дней на момент прибытия проходили период акклиматизации в виварии в течение одной недели до начала эксперимента. Крысы имели ad libitum свободный доступ к стандартному корму (Teklad 7912, Envigo) и воде, если не указано иное.

1. Подготовка перед экспериментом

  1. Промаркируйте поилки как H2O или EtOH. Затем присвойте каждой крысе уникальный идентификатор, пометив одну бутылку H2O и одну бутылку EtOH для группы MWF и две бутылки H2O для группы TRS.
    ПРИМЕЧАНИЕ: В качестве дополнительной меры можно использовать цветную изоленту разного цвета для идентификации бутылок с H2O и EtOH, чтобы избежать возможных ошибок при замене бутылок.
  2. За 1 день до начала эксперимента наполните бутылки H2O питьевой водой. Приготовьте раствор EtOH, смешав EtOH чистотой 190 proof с питьевой водой (20% v/v) за 1 день до даты начала эксперимента.
    ПРЕДОСТЕРЕЖЕНИЕ: Критически важно использовать неденатурированный EtOH, так как денатурированный EtOH ядовит.
  3. Подготовьте пустую клетку на той же полке, где находятся крысы, участвующие в эксперименте. Эта клетка будет использоваться для расчета объема пролитой жидкости.
  4. При использовании оснастите клетки системой LIQ HDR (см. шаг 3, Рисунок 2, Рисунок 3, Рисунок 4, Рисунок 5, Рисунок 6 и Дополнительный рисунок 1).
  5. До начала исследования определите точное время суток для замены бутылок. Бутылки следует заменять в одно и то же время каждый день для получения точного измерения потребления за 24 h.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Предыдущие исследования показали, что грызуны проявляют наибольшую активность в потреблении в начале темной фазы цикла10,31. Поэтому, чтобы зафиксировать потребление в этот период высокой активности (см. шаг 2.3.1 для фиксации типа «binge-like drinking»), рекомендуется проводить замену бутылок через 30-60 min после выключения света. Во время замены бутылок используйте красные лампы, чтобы обеспечить видимость без нарушения светового цикла.

2. Ежедневные процедуры и техническое обслуживание

  1. В первый день эксперимента выполните следующие действия.
    1. Уберите стандартные поилки с водой из клеток.
    2. Дополнительно: крысы часто задевают верхнюю крышку клетки при поиске пищи, что может привести к проливанию жидкости, которое невозможно будет зафиксировать с помощью поддона для сбора проливов. Использование кормушек внутри клетки может решить эту проблему. Если вы используете кормушки, уберите корм с верхней крышки клетки, установите кормушку внутрь и наполните ее комбикормом. Убедитесь, что площадь пола, отведенная для крысы, по-прежнему соответствует институциональным нормам с учетом размера клетки и кормушки.
    3. Сообщите персоналу по уходу и содержанию животных, если это применимо, что исследователи будут самостоятельно предоставлять корм и воду на протяжении всего эксперимента.
    4. Смена клеток может повлиять на сбор данных. Проводите смену клеток одновременно с измерением массы тела. Исследователям, решившим таким образом действовать, следует соответствующим образом проинформировать персонал по уходу и содержанию животных.
  2. В последующие дни следуйте процедурам, изложенным ниже.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Помните, что любое перемещение клеток и бутылок может привести к проливанию жидкости. Поэтому важно перемещать их осторожно и использовать те же методы установки и снятия бутылок с поддоном для сбора проливов, что и с клетками крыс.
    1. Войдите в помещение до времени замены бутылок, чтобы оставить достаточно времени для выполнения следующих шагов, и установите новые бутылки на клетки в соответствующее время начала сессии.
    2. Снимите фильтрующие крышки с клеток. Если сегодня день MWF (понедельник, среда, пятница), перейдите к шагу 2.2.3. Если день TRS (вторник, четверг, суббота), перейдите к шагу 2.2.4.
    3. По понедельникам, средам и пятницам (MWF) снимите бутылки TRS с верхней части клеток. Взвесьте бутылки MWF (одну с EtOH и одну с H2O). Запишите начальный вес бутылок для сегодняшней сессии питья. При необходимости добавьте корм на верхнюю крышку клетки или в кормушки. В назначенное время начала сессии установите бутылки на верхнюю крышку клетки каждой крысы скотчем вверх, чтобы животные не грызли этикетки на бутылках.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Обычно потребление воды для TRS не записывается и не сообщается, но исследователи могут по желанию собирать эти данные, определяя вес бутылок до и после сессии, как описано ниже в шагах 2.2.3 и 2.2.4. Сторону, с которой находится бутылка с EtOH, следует менять после каждой сессии питья, чтобы избежать развития возможного предпочтения стороны, что может непреднамеренно исказить данные о потреблении.
      1. Дополнительно: Предыдущие работы показали, что многие крысы демонстрируют «запойное» питье в начале сессии8,32,3. Большинство исследователей, фиксирующих такое поведение, регистрируют потребление в течение первых 30-60 мин сессии питья. Чтобы получить данные о потреблении во время этого возможного эпизода, следуйте описанным ниже шагам.
      2. Запустите таймер после установки бутылок в последнюю клетку. Не заходите в помещение во время работы таймера.
      3. Вернитесь в помещение по сигналу таймера. Снимите бутылки с EtOH и H2O и запишите их вес. Верните бутылки с EtOH и H2O в клетки.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг не требуется для фиксации эпизодов «запойного» питья при использовании системы с датчиком лизаний.
    4. По вторникам, четвергам и субботам (TRS) снимите бутылки MWF с клеток в назначенное время окончания сессии, что соответствует 24 ч после времени начала. Взвесьте каждую бутылку и запишите конечный вес бутылок для сессии питья MWF. Измерьте и запишите массу тела каждой крысы. При необходимости добавьте корм на верхнюю крышку клетки или в кормушки. Установите бутылки с H2O TRS на верхнюю крышку клетки каждой крысы скотчем вверх, чтобы животные не грызли этикетки на бутылках.
    5. Верните фильтрующие крышки на клетки и покиньте помещение для содержания животных.
      ПРИМЕЧАНИЕ: По желанию можно закрыть поилки бутылок с EtOH, чтобы предотвратить испарение. Если смена клеток осуществляется исследовательским персоналом, выделите 1 день в неделю во время выполнения обязанностей TRS для этой задачи. Пересадите каждую крысу в чистую клетку после измерения массы тела.
  3. Мойте бутылки и обновляйте жидкости на регулярной еженедельной или двухнедельной основе в соответствии с процедурами учреждения по уходу и содержанию животных. Следите за тем, чтобы эти действия не прерывали сессии питья. Например, бутылки с H2O TRS можно мыть и наполнять после их снятия в дни MWF. Аналогично, бутылки с H2O и EtOH MWF можно мыть и наполнять после их снятия в дни TRS.

3. Регистрация облизывания в экспериментах с выбором между двумя бутылками

ПРИМЕЧАНИЕ: Исследователи, заинтересованные в получении данных о потреблении жидкости с высоким разрешением, могут модифицировать вышеописанную процедуру, добавив в бутылки систему регистрации слизывания. LIQ HD30 представляет собой недорогую систему собственной сборки (DIY), которая позволяет собирать данные такого типа у мышей. Процедуры, описанные ниже, представляют модификации, необходимые для адаптации LIQ HD для использования у крыс (обозначаемой как LIQ HDR). Список всех коммерчески доступных и индивидуально напечатанных на 3D-принтере деталей, необходимых для создания одной системы регистрации слизывания, которая может собирать данные выбора между двумя бутылками для группы до 18 крыс, приведен в Таблице материалов. STL-файлы для 3D-печати и инструкции доступны на веб-сайте автора (www.ejgloverlab.com/3dprints).

  1. Настройка блоков емкостных датчиков
    ПРИМЕЧАНИЕ: Каждая система LIQ HDR состоит из трех блоков емкостных датчиков, которые совместно регистрируют данные о лизании из 36 бутылочек параллельно для 18 крыс, содержащихся поодиночке. Каждый блок датчиков состоит из одного дифференциального в...2плата разводки интерфейса связи и одна сенсорная панель с 12 емкостными датчиками, которая будет подключена к ликометрам из шести отдельных клеток с помощью шести пар 2-контактных кабелей, имеющих цветовую маркировку для каждого ликометра (Рисунок 2A).
    1. Соберите материалы, необходимые для сборки всех трех блоков емкостных датчиков, как показано в Рисунок 2B, а также необходимые инструменты для пайки.
    2. Для начала сборки сенсорного блока А наденьте на кабель с 2-контактным разъемом «ма» красную термоусадочную трубку длиной 7 дюймов, затем вставьте концы красного и черного проводов в контакты №0 и №1 на плате датчика (Рисунок 2C-1), и припаяйте на месте (Рисунок 2C-2). Убедитесь, что кабель расположен с передней стороны платы датчика, как показано на рисунке, чтобы клетки в виварии были расставлены в числовом порядке слева направо; это позволит избежать перехлеста кабелей и потенциального нарушения записи (см. шаг 3.6 и Рисунок 6).
    3. Изолируйте еще пять кабелей термоусадочными трубками разных цветов и припаяйте их к контактам с № 2 по 1, как показано на рисунке (Рисунок 2C-3). Убедитесь, что все красные провода припаяны к контактам с четными номерами, которые будут подключены ко всем флаконам с левой стороны, а все черные провода припаяны к контактам с нечетными номерами, которые будут подключены ко всем флаконам с правой стороны.
    4. Для защиты покройте паяные соединения горячим клеем со всех сторон (Рисунок 2C-4). Промаркируйте коннекторы в числовом порядке, присвоив каждому ликометру уникальный идентификатор (Рисунок 2C-4).
    5. Для сборки сенсорного блока A соедините сенсорную плату A с коммуникационным разветвителем EndPoint с помощью 4-контактного кабеля длиной 50 мм, а затем соедините EndPoint с выходом 3,3 В преобразователя уровней с 5 В на 3 В с помощью 4-контактного кабеля длиной 10 мм (Рисунок 2D-1). Несмотря на то, что и плата датчика, и плата разводки интерфейса связи имеют по два идентичных 4-контактных разъема, крайне важно убедиться, что схема подключения точно соответствует указанной (Рисунок 2D-1 и Рисунок 2F) для использования корпусов датчиков, напечатанных на 3D-принтере, и предлагаемой конфигурации вивария (см. этап 3.6 и Рисунок 6). Поместите сенсорный блок A внутрь напечатанного на 3D-принтере корпуса (Рисунок 2D-2). Осторожно закройте крышку, стараясь не передавить кабель преобразователя уровней (Рисунок 2D-3).
    6. Измените I2Адреса сенсорных плат B и C задаются путем припаивания перемычки от вывода ADDR к выводу 3Vo или SDA, как показано на (Рисунок 2E).
    7. Припаяйте шесть цветомаркированных кабелей с разъемами «ма» к сенсорным платам B и C в том же порядке, который использовался для платы A. Маркируйте каждый разъем соответствующим идентификационным номером ликометра. Подключите плату B к промежуточному узлу связи (MidPoint), а плату C — к конечному узлу (EndPoint) с помощью 4-контактных кабелей длиной 50 мм (Рисунок 2F).
    8. Поместите сенсорные блоки B и C в соответствующие напечатанные на 3D-принтере корпуса. Соедините все три сенсорных блока последовательно с помощью кабелей Ethernet, чтобы завершить установку датчиков (Рисунок 2G).
  2. Настройка интерфейса микроконтроллера
    ПРИМЕЧАНИЕ: Интерфейс микроконтроллера LIQ HDR (Дополнительный рисунок 1А) совпадает с описанием для LIQ HD30 с незначительными модификациями. В приведенных ниже процедурах представлен общий обзор этапов, необходимых для настройки интерфейса, с модификациями, описанными в пунктах 3.2.6 и 3.2.8. Для получения более детальных пошаговых инструкций исследователям рекомендуется обратиться к оригинальному протоколу и видеоуроку, размещенным на странице автора в GitHub.30.
    1. Подготовьте материалы и инструменты для пайки, необходимые для сборки интерфейса микроконтроллера (Дополнительный рисунок 1B). На тыльной стороне сенсорного экрана (Дополнительный рисунок 1C-1), создайте перемычку из припоя между контактными площадками подсветки (Дополнительный рисунок 1C-2).
    2. На тыльной стороне платы расширения для регистрации данных перережьте дорожку перемычки контакта CS (Дополнительный рисунок 1D-1). На передней стороне регистратора данных припаяйте короткий соединительный провод от вывода CS к выводу №7 (Дополнительный рисунок 1D-2).
    3. Для установки соединительных колодок стекирования экранов сначала закрепите их на задней стороне экрана с сенсорным интерфейсом (Дополнительный рисунок 1E-1Установите регистратор данных поверх сенсорного экрана, зафиксируйте его лентой и припаяйте все контакты разъема к регистратору данных (Дополнительный рисунок 1E-2). Затем снимите сенсорный экран.
    4. Установите оставшийся 2x3 гребенчатый разъем на микроконтроллер (Дополнительный рисунок 1F-1), затем установите логгер данных поверх микроконтроллера, прежде чем припаивать контактные штыревые разъемы (Дополнительный рисунок 1F-2).
    5. Вставьте кнопочную батарею в регистратор данных (Дополнительный рисунок 1G-1). Установите сенсорный экран поверх регистратора данных (Дополнительный рисунок 1G-1). Вставьте карту microSD вместе с адаптером в регистратор данных (Дополнительная фигура 1G-2).
    6. Чтобы изготовить дополнительный заземляющий провод, отрежьте один штекерный разъем от соединительного провода и зачистите конец примерно на 1/4 дюйма (Дополнительная фигура 1H-1). Припаяйте отрезок зачищенного одножильного провода к перемычке и изолируйте место пайки термоусадочной трубкой (Дополнительный рисунок 1H-2).
    7. Подключите 4-контактные перемычки и дополнительный заземляющий провод к микроконтроллеру (черный — GND, красный — 5V, желтый — вывод №21, синий — вывод №20, Дополнительная фигура 1I-1). Зафиксируйте соединения с помощью горячего клея (Дополнительный рисунок 1I-2). При необходимости обмотайте соединительные провода термоусадочной трубкой (Дополнительный рисунок 1I-2).
    8. Поместите полностью собранный интерфейс микроконтроллера в напечатанный на 3D-принтере корпус, пропустив 4-контактные перемычки и заземляющий провод через отверстие в верхней части (Дополнительный рисунок 1J).
    9. Следуйте оригинальному протоколу установки программного обеспечения интерфейса микроконтроллера30.
  3. Сборка ликометров LIQ HDR
    ПРИМЕЧАНИЕ: Специально изготовленное изделие 3D-печати для фиксации флаконов предназначено для использования со стандартным флаконом для питья грызунов с диаметром поилки 8 мм (см. Таблица материалов Рисунок 3A). Этот держатель для флаконов может быть легко адаптирован для использования с аналогичными флаконами и капиллярными трубками (сипперами) с минимальными модификациями или вовсе без них.
    1. Соберите материалы, детали, распечатанные на 3D-принтере, и инструменты для пайки, необходимые для сборки одного ликометра, как показано в Рисунок 3BОбратите внимание, что каждая система LIQ HDR рассчитана максимум на 18 ликометров для 36 бутылок.
    2. Чтобы удлинить кабель с мужским разъемом, зачистите оба его конца на длину примерно 1/4 дюйма, а также концы черного и красного проводов удлинителя (Рисунок 3C-1).
    3. Припаяйте удлинительные провода к соединительному кабелю (Рисунок 3C-2) и изолируйте паяные соединения термоусадочной трубкой (Рисунок 3C-3). Покройте кабель с разъемом «па» термоусадочной трубкой, цвет которой соответствует цвету кабеля с разъемом «ма» на сенсорном блоке (Рисунок 3C-4).
    4. Для обеспечения соответствия схеме подключения платы датчиков (Рисунок 2), пропустите красный и черный провода через левый и правый внутренние кабельные каналы держателя флакона соответственно (Рисунок 3D-1).
    5. Припаяйте каждый провод к самому краю 1 ¾ медная токопроводящая лента шириной [X] дюйма (Рисунок 3D-2) и сложите медные ленты пополам (Рисунок 3D-3).
    6. Отклейте медную ленту и с помощью пинцета осторожно поместите ее внутрь кронштейна заборного устройства (Рисунок 3E-1) перед тем как плотно прикрепить его к внутренним стенкам кронштейна для заборного устройства (Рисунок 3E-2). Убедитесь, что сторона медной ленты, пригодная для пайки, приклеена к стенке ближе к средней линии держателя флакона, как показано (Рисунок 3E-2). Просуньте заборную трубку через кронштейн, чтобы плотно прижать ленту к стенке и заполнить кронштейн.
    7. Для укрепления стороны пайки медной ленты, которая обладает меньшей адгезией и склонна к отслаиванию, нанесите каплю горячего клея на место пайки (Рисунок 3E-3). Размажьте клей так, чтобы он покрывал как медную ленту, так и любые прилегающие открытые участки 3D-печатного изделия (Рисунок 3E-4).
    8. Проденьте кабель через внутренний канал кабельного протектора (Рисунок 3F). Обязательно выберите подходящий кабельный протектор (направленный влево или вправо) для каждого ликометра, чтобы использовать рекомендуемую конфигурацию вивария (см. шаг 3.6 и Рисунок 6)."ПРИМЕЧАНИЕ: Ликометры 5–6, 1–12 и 17–18, кабели которых в данной установке отмечены синим или фиолетовым цветом, требуют наличия кабельного протектора, направленного влево (Рисунок 4D-1), в то время как для всех остальных ликометров требуется кабельный протектор, направленный вправо (Рисунок 4D-2).
    9. Для установки кабельного зажима сначала поместите один провод в паз одной половины зажима (Рисунок 3G-1), затем наденьте вторую половину на второй провод и плотно затяните обе половины с помощью гайки (Рисунок 3G-2).
    10. Пометьте мужской разъем соответствующим идентификационным номером ликометра (Рисунок 3H). Повторяйте эти действия до тех пор, пока не будут собраны все 18 ликометров.
  4. Установка ликометров LIQ HDR
    ПРИМЕЧАНИЕ: LIQ HDR предназначен для установки на стандартную клетку для крыс типа «shoebox» с металлической проволочной верхней панелью (Рисунок 4A-1).
    1. Найдите на верхней части проволочного каркаса две пары стержней с расстоянием между центрами примерно 75 мм, чтобы обеспечить установку держателя для флаконов. С помощью плоскогубцев слегка раздвиньте металлические стержни вокруг отверстий для сиперов. Изолируйте эти стержни изолентой, чтобы предотвратить контакт металла с металлом между сиперами и верхней частью каркаса (Рисунок 4А-2).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Хотя изолента недоступна для крыс и, следовательно, не подвержена разгрызанию, мы рекомендуем утилизировать ее по окончании исследования и не использовать повторно в следующих исследованиях.
    2. Установите ликометр и лазерную акриловую панель толщиной 1/8 дюйма на верхнюю часть клетки с помощью двух комплектов винтов и гаек M5 (Рисунок 4B). Убедитесь, что отверстия для грызунов (сипперы) на ликометре и акриловой панели совмещены и что сипперы не соприкасаются с какой-либо частью верхней части клетки.
    3. Закрепите зажим для кабеля на самом внешнем стержне (~4 мм в диаметре) верхней части проволочного каркаса (Рисунок 4C). При необходимости отрегулируйте зажим кабеля, чтобы верхняя часть клетки плотно прилегала к нижней и чтобы кабель не натягивался и не перегибался. Убедитесь, что для каждого ликометра используется соответствующий протектор кабеля (Рисунок 4D и см. шаг 3.8.8).
    4. Отрегулируйте трубки пробоотборника по мере необходимости таким образом, чтобы из колпачка выступало всего около 2 см трубки (Рисунок 4E-1). Для установки флаконов вставьте заборную трубку через держатель заборной трубки в держателе флаконов до упора (Рисунок 4E-2). Только самый кончик заборной трубки должен выступать за пределы акриловой панели (Рисунок 4E-3). Крайне важно, чтобы никакая другая часть трубки поилки не была открыта, чтобы избежать ложноположительных случаев слизывания, вызванных непищевым поведением, например, когда крыса касается трубки поилки или играет с ней. Крышка фильтра должна плотно прилегать к верхней части проволочной клетки и зажиму для кабеля, не смещая сам кабель (Рисунок 4F).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Для полного огораживания сипперных трубок большей длины можно использовать более толкую акриловую панель или стопку из нескольких панелей толщиной 1/8 дюйма. Это необходимо для экспериментов, требующих более глубокого проникновения трубок в клетку, например, при измерении потребления воды молодыми крысами, которым может быть трудно дотянуться до короткого сиппера.
  5. Установка и использование блокираторов системы забора проб (сипперов)
    ​ПРИМЕЧАНИЕ: блокиратор заборного устройства (Рисунок 5A...предназначено для того, чтобы ограничить доступ крысы к ниппелю во время замены бутылок и обеспечить точную калибровку ликкометра в начале каждого сеанса питья.
    1. Соберите детали, напечатанные на 3D-принтере, а также винт M5, гайку и шайбу для одного блокиратора заборного устройства (sipper blocker), как показано на Рисунок 5B.
    2. Вставьте SIPPER_Gear в SIPPER_Base (Рисунок 5C-1). Убедитесь, что шестерня SIPPER_Gear ориентирована точно так же, как показано на врезке с 3D-рендерингом. Вставьте червячный винт SIPPER_Worm в отверстие в верхней части основания SIPPER_Base. Поворачивайте винт по часовой стрелке во время вставки, пока головка не окажется вровень с основанием (Рисунок 5C-2).
    3. Прикрутите гайку SIPPER_Nut к концу червячного винта (Worm) со стороны основания (Base).Рисунок 5C-3). Используйте пинцет, чтобы затянуть гайку, поворачивая червячный диск. Вставьте круглые узкие шейки блоков SIPPER_Blockers в прорези шестерни (Рисунок 5C-4).
    4. Установите собранный блокиратор заборного устройства на верхнюю часть клетки с помощью комплекта винтов M5 (Рисунок 5D). Убедитесь, что оба блокиратора пробоотборника совпадают с отверстиями пробоотборника.
    5. Чтобы заблокировать доступ к заборным устройствам, поверните червячный диск по часовой стрелке, чтобы опустить блокираторы до полного перекрытия отверстий заборных устройств (Рисунок 5E).
    6. Чтобы обеспечить доступ к поилкам, поворачивайте диск против часовой стрелки до тех пор, пока блокираторы не окажутся в вертикальном положении перпендикулярно верхней части клетки (Рисунок 5F-1). Вручную поднимите каждый рычаг блокиратора до тех пор, пока головки не окажутся чуть ниже верхней части проволочного каркаса. Поверните блокираторы 90° таким образом, головки расположены параллельно металлическим стержням в верхней части клетки, а плечи зафиксированы (Рисунок 5F-2). Продолжайте поворачивать ручку против часовой стрелки до тех пор, пока оба блокиратора не поднимутся над верхней частью клетки (Рисунок 5F-3) и заборные трубки полностью доступны (Рисунок 5F-4).
  6. Использование системы LIQ HDR в виварии
    ПРИМЕЧАНИЕ: Следующая конфигурация вивария оптимизирована для регистрации выбора одного из двух флаконов с водой с использованием одного интерфейса микроконтроллера, подключенного к 18 стандартным клеткам для крыс типа «shoebox». Все электронные компоненты, включая интерфейс микроконтроллера, сенсорные блоки и различные кабели, закреплены настенных металлических сетчатых полках, на которых расположены клетки (Рисунок 6A). Для адаптации к условиям вивария и потребностям пользователя могут потребоваться некоторые модификации.
    1. Закрепите каждый сенсорный блок на полках вивария с помощью специально изготовленного 3D-печатного крепежного винта (Рисунок 6B). Убедитесь, что каждый сенсорный блок установлен непосредственно под клеткой с ликометром желтого цвета, чтобы избежать излишнего натяжения кабеля (Рисунок 6A).
    2. Расположите и закрепите каждый кабель с разъемом «ма», следя за тем, чтобы они не перекрывали друг друга и не имели чрезмерных перегибов в местах пайки, так как это может привести к плохому детектированию лизания (Рисунок 6B). При использовании металлических стеллажей с перекладинами этого можно легко добиться, закрепив соединительные кабели стяжками к отдельным перекладинам полки, как показано на рисунке.
    3. Установите интерфейс микроконтроллера рядом с сенсорным блоком A, используя тот же напечатанный на 3D-принтере крепежный винт, и вставьте его 4-контактный разъем в порт ввода 5 В преобразователя уровней с 5 В на 3 В, подключенного к сенсорному блоку A (Рисунок 6C).
    4. С помощью изоленты закрепите дополнительный заземляющий провод к источнику заземления, например, к металлическому стеллажу (Рисунок 6D).
    5. Расположите каждую клетку в соответствии с цветом и идентификатором установленного ликометра согласно Рисунок 6A изображено таким образом, чтобы минимизировать перехлест и натяжение кабелей.
    6. Надежно подсоедините все штекерные разъемы кабелей ликометра к соответствующим гнездовым разъемам кабелей датчиков (Рисунок 6E). Подключите блок питания, чтобы включить интерфейс микроконтроллера (Рисунок 6F).
    7. На главной странице графического интерфейса пользователя (GUI) (Рисунок 6G), нажмите на Символ настройки для открытия страницы «Настройки». Пользователи могут изменять время включения и выключения освещения в соответствии с графиком вивария, чтобы дисплей интерфейса автоматически приглушался с началом темного цикла (Рисунок 6H-1).
    8. Кран Редактирование настроек датчика (Рисунок 6H-1) настроить порог касания (Touch Threshold) на 8 и порог отпускания (Release Threshold) на 2; по нашему опыту, такие параметры обеспечивают наиболее стабильное детектирование лизаний у крыс при использовании данной установки (Рисунок 6H-2). Однако следует отметить, что пользователям может потребоваться поэкспериментировать с различными настройками в случае внесения каких-либо изменений в текущую систему.
    9. Снять флажок Автокалибровка если данные собирались только в течение 24 часов или менее (Рисунок 6H-2).

4. Ежедневные процедуры для двухбутылочного выбора напитков в домашней клетке с использованием детекции облизывания

  1. Следуйте этапам, описанным в шаге 2 для стандартных процедур двухбутылочного выбора, с учетом следующих модификаций.
  2. По понедельникам, средам и пятницам, перед установкой бутылок для кормления в эти дни, используйте блокираторы поилок, чтобы закрыть отверстия поилок во всех клетках (см. шаг 3.5.5 и Рисунок 5E).
  3. Перед началом записи выберите правильный Экспериментальная часть на главной странице графического интерфейса пользователя (GUI) будет указано, какой флакон с EtOH следует использовать в этот день (Рисунок 6G).
  4. После установки всех флаконов с MWF нажмите Пожалуйста, предоставьте текст для перевода. на главной странице (Рисунок 6G) для начала калибровки датчиков, во время которой пользователям рекомендуется отойти от системы и убедиться, что крысы не слизывают воду из поилок (Рисунок 6I-1). Калибровка занимает несколько секунд, после чего система переходит на главную страницу записи, где отображается совокупное количество слизываний для каждого флакона каждого ликзометра (Рисунок 6I-2).
  5. Поднимите все блокираторы поилок выше верхнего края клетки, чтобы обеспечить доступ к поилкам (см. шаг 3.5.6 и Рисунок 5F), и осторожно верните все крышки фильтров, как описано выше (см. этап 3.4.4 и Рисунок 4F).
  6. Кран Обновить для обновления количества слизываний на экране, которое не обновляется в режиме реального времени автоматически (Рисунок 6I-2).
  7. По вторникам, четвергам и субботам постукивайте Сохранить & Выход чтобы остановить запись и вернуться на главную страницу (Рисунок 6I-2) перед извлечением флаконов с MWF.
  8. Для извлечения SD-карты с целью передачи данных нажмите Извлечь SD-карту перед извлечением SD-карты (Рисунок 6G). Вставьте SD-карту в любой компьютер и скопируйте/вставьте .csv-файл с данными, имеющий название в виде даты включения бутылки, на этот компьютер (Рисунок 6K). Чтобы повторно установить SD-карту для следующей записи, вставьте карту в интерфейс и нажмите Установка SD-карты (Рисунок 6J).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется ежедневно создавать резервные копии файлов данных.
  9. Рекомендуется ограничить измерение массы тела одного разом в неделю, если это совместимо с моделью животного и протоколом использования животных, и проводить данную процедуру в день, назначенный для смены клеток, чтобы свести к миниму ненужное беспокойство ликометров и датчиков. Перед перемещением клеток отсоедините все штекеры ликометров от соответствующих разъемов датчиков. После взвешивания каждой крысы поместите ее в чистую клетку. Перенесите ликометр на верхнюю часть новой клетки и при необходимости снова подключите каждый ликометр к соответствующему датчику.
  10. Для экспериментов по изучению влияния вмешательства (например, инъекции препарата) на потребление EtOH и микроструктуру питья по возможности планируйте такие вмешательства до начала сеанса питья. В случаях, когда это невозможно, исследователи могут приостановить детекцию лизаний, нажав на... Пауза (Рисунок 6I-2) и возобновите сбор данных, нажав Резюме после завершения вмешательства. Мы рекомендуем взвешивать флаконы во время каждого перерыва в сессии потребления напитка, чтобы зафиксировать изменения в потреблении EtOH до и после вмешательства, а также учесть возможный разлив жидкости при снятии верхней части клетки для доступа к животному.
  11. По завершении исследования все компоненты клетки должны быть тщательно продезинфицированы перед использованием с новыми животными для ограничения передачи контаминантов между особями. Рекомендуется осторожно обработать ликометр 70%-м раствором EtOH с помощью распылителя и протирания, стараясь не повредить внутренние электрические компоненты. Блокиратор поилки и акриловую панель можно промыть в теплой мыльной воде.

5. Анализ данных

  1. Перед оценкой зависимых переменных скорректируйте данные о потреблении с учетом утечки, которая неизбежно происходит при ежедневной замене флаконов. Для этого вычислите среднее изменение веса флаконов с EtOH и H2O в контрольных клетках для утечки за весь период исследования.
  2. Исключите любые значения, превышающие два стандартных отклонения от среднего для каждого флакона. После исключения этих выбросов вычтите полученные средние значения из изменений веса флаконов с EtOH и H2O, зафиксированных в клетках с животными. Вычитая эту величину, исследователи могут быть уверены, что средняя потеря в результате утечки данного раствора не учитывается в показателях потребления. Вычитание среднего количества утечки может привести к отрицательному значению для некоторых животных в отдельные дни. Приведите такие значения к нулю и интерпретируйте их как отсутствие потребления данного раствора.
  3. Основными зависимыми переменными в экспериментах с выбором из двух флаконов при питье являются потребление EtOH (г/кг) и предпочтение (%). Рассчитайте потребление на основе изменения веса флакона с EtOH (г) и нормируйте по массе тела (кг), выполнив следующие шаги:
    1. Переведите изменение веса флакона (г) в изменение объема (мл), используя следующее уравнение:
      figure-protocol-1
      Плотность чистого этанола составляет 0,789 г/мл. Таким образом, расчетная плотность 20% EtOH составляет 0,1578 г/мл. Плотность H2O составляет 1 г/мл, следовательно, расчетная плотность 80% H2O = 0,80 г/мл. Следовательно, каждый мл 20% раствора EtOH (v/v) состоит из 0,1578 (EtOH) + 0,80 (H2O) = 0,9578 г/мл. Таким образом, окончательное уравнение при использовании концентрации 20% (v/v) EtOH выглядит следующим образом:
      figure-protocol-2
    2. Рассчитайте дозу потребленного этанола, используя уравнение ниже. Для расчета потребленного этанола в пересчете на массу тела животного используйте показатели массы тела, полученные на той же неделе, что и данные о потреблении.
      figure-protocol-3
    3. Рассчитайте предпочтение, используя следующее уравнение:
      figure-protocol-4
  4. Подобно своему аналогу для мышей30, система LIQ HDR фиксирует ряд переменных микроструктуры питья, включая продолжительность одного слизывания, количество эпизодов питья, продолжительность эпизода, количество слизываний за эпизод и общую продолжительность слизываний за эпизод (Рисунок 6K). Эпизод питья определяется как серия слизываний, которая начинается с как минимум 3 слизываний, совершенных менее чем за 1 сек, и заканчивается после того, как прошло 3 сек без дополнительных слизываний. Эти показатели затем могут быть использованы для расчета средней продолжительности одного слизывания, средней продолжительности одного эпизода, среднего количества слизываний за эпизод, средней частоты слизываний, расчетного интервала между слизываниями и расчетного интервала между эпизодами питья.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Интерфейс микроконтроллера предоставляет эти данные микроструктуры с разрешением 1 мин в файле .csv (Рисунок 6K). Исследователи могут использовать приложение для анализа, прилагаемое к оригинальному протоколу LIQ HD30, или предпочитаемую платформу для постобработки данных, чтобы собрать и обобщить данные в соответствии с целями исследования. Данные микроструктуры обычно суммируются за весь 24-часовой период для сравнения усредненных различий на макроуровне или в интервалах от 30 мин до 1 ч для изучения вариаций паттернов питья в течение светового и темного циклов.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

Стандартные данные по потреблению EtOH при прерывистом двухбутылочном выборе в домашних клетках
Используя стандартную процедуру (Рисунок 7A), исследователи могут зафиксировать потребление за 24 ч (Рисунки 7B-D), а также эпизодическое потребление («бинж-дринкинг»), если взвешивание бутылок проводится вскоре после начала сессии питья (Рисунки 7E-F). Рассчитывая потребление этано...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Текущий протокол содержит пошаговые инструкции по сбору данных о потреблении этанола с использованием процедуры прерывистого доступа в домашней клетке с двумя бутылками. Этот метод может быть реализован с относительной легкостью и практически без затрат или необходимости в специализированном исследовательском оборудовании. Используя представленные здесь процедуры для создания и внедрения LIQ HDR - системы обнаружения облизывания для использования на крысах - исследователи могут захватывать данные о микроструктуре питья с...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Все авторы заявляют об отсутствии конфликта интересов.

Благодарности

Авторы благодарят Джозефа Питока и Кэти Пшибыш, доктора философии, за техническую помощь во время разработки LIQ HDR. Мы также благодарим Николаса Петерсена и доктора философии Мари Дойл за множество полезных бесед во время разработки LIQ HDR. Эта работа была поддержана Национальным институтом злоупотребления алкоголем и алкоголизма при Национальных институтах здравоохранения (P50 AA022538 и R01 AA029130 EJG).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
<прочный>коммерчески доступные компоненты<сильный>Количество
12-клавишный емкостный сенсорный датчик разрыв (MPR121)Adafruit19823
2-контактная пара кабелей (шаг JST XH 2,5 мм)Adafruit487218
4-контактная перемычка на макетной плате (Qwiic)SparkFunPRT-179121
4-контактный кабель (100 мм Qwiic)SparkFunPRT-172591
4-контактный кабель (50 мм Qwiic)SparkFunPRT-172603
Переключатель уровня 5 В на 3 В прорывAdafruit56371
Емкостный сенсорный экран (2,8 дюйма)Adafruit19471
Медная проводящая лента (1/4 дюйма)DigiKey4393-CFT-1/4-ND1
Данные Щиток для лесозаготовокAdafruit11411
Дифференциал I2C коммуникационного выключателя (QwiicBus)SparkFunKIT-172501
ИзолентаDigiKey3M156004-ND1
Термоусадочная трубка (3/16 дюйма различных цветов)Кабельные стяжки и многое другоеHS357-S106
Комплект термоусадочных трубок (4 дюйма черный)Jameco20959631
Литиевая батарейка для монет (3 В 12,5 мм)DigiKey1908-CR1220JAUCHSB-ND1
M5 плоская шайбаGrainger54FN661
M5 шестигранная гайкаGrainger6CA721
M5 машинный винт (12 мм)Grainger6GU881
M5 машинный винт (25 мм)Grainger  6GU912
ПеремычкаAdafruit19571
Плата микроконтроллера (Arduino Mega 2560 Rev3)DigiKey1050-1018-ND1
Нить PETG (2,85 мм серебро)MatterHackersM-DDH-UZR22
нить PLA (2,85 мм черный)MatterHackersM-SEW-RUAW2
нить PLA (2,85 мм серебро)MatterHackersM-66P-6CLE1
Блок питания (постоянный ток 9 В 1 А)Newegg9SIBPPKJYR59911
карта памяти SD/microSD (8 ГБ)Adafruit12941
Разъемы для стекирования щитаAdafruit851
Твердожильный провод (22AWG красный)Adafruit2881
Многожильный провод (22AWG черный)Adafruit29761
Многожильный провод (22AWG красный)Adafruit30681
Поворотная трубка с шарикомАльтернативный дизайнTCCN8.5-ST2.5SB38
Бутылка для воды (8 унций)Альтернативный дизайнWB8FS38
Изготовленные на заказ 3D-печатные компонентыКоличество
3D-печатное дно корпуса ArduinoН/ДARDUINO_Bottom.stl1
3D-печатная крышка корпуса ArduinoН/ДARDUINO_Top.stl1
Напечатанный на 3D-принтере кабельный зажим LН/ДCLIP_L.stl18
Напечатанная на 3D-принтере гайка кабельного зажимаН/ДCLIP_Nut.stl18
Напечатанный на 3D-принтере кабельный зажим R Н/ДCLIP_R.stl18
Напечатанный на 3D-принтере держатель для бутылокН/ДLICKOMETER_Bottle Holder.stl19
Напечатанный на 3D-принтере протектор кабеля LN/ALICKOMETER_Cable Protector_L.stl6
Напечатанный на 3D-принтере протектор кабеля RN/ALICKOMETER_Cable Protector_R.stl12
Напечатанные на 3D-принтере буквы ликометраN/ALICKOMETER_Letters.stl19
Напечатанный на 3D-принтере крепежный винтN/AMount Screw.stl4
Напечатанный на 3D-принтере чехол для датчика A снизуН/ДSENSOR_A_Bottom.stl1
Напечатанный на 3D-принтере чехол для датчика A сверху Н/ДSENSOR_A_Top.stl1
Напечатанный на 3D-принтере корпус датчика B низН/ДSENSOR_B_Bottom.stl1
Напечатанный на 3D-принтере чехол для датчика B сверхуН/ДSENSOR_B_Top.stl1
Напечатанный на 3D-принтере чехол для датчика C низН/ДSENSOR_C_Bottom.stl1
Напечатанный на 3D-принтере чехол для датчика C верхН/ДSENSOR_B_Top.stl1
Напечатанный на 3D-принтере корпус датчика буквыН/ДSENSOR_Letters.stl1
Напечатанный на 3D-принтере блокираторН/ДSIPPER_Blocker.stl36
Напечатанный на 3D-принтере блокираторН/ДSIPPER_Base.stl18
Напечатанный на 3D-принтере блокиратор свиребер СнаряжениеН/ДSIPPER_Gear.stl18
Напечатанная на 3D-принтере гайка блокиратораН/ДSIPPER_Nut.stl18
Напечатанный на 3D-принтере червяк-блокираторН/ДSIPPER_Worm.stl18
Вырезанная лазером акриловая панель Н/ДLICKOMETER_Acrylic Panel_Sketch.dxf19

Ссылки

  1. GBD 2016 Alcohol Collaborators. Alcohol use and burden for 195 countries and territories, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. Lancet. 392 (10152), 1015-1035 (2018).
  2. Fillmore, K. M., Stockwell, T., Chikritzhs, T., Bostrom, A., Kerr, W. Moderate alcohol use and reduced mortality risk: systematic error in prospective studies and new hypotheses. Annals Epidemiol. 17 (5 Suppl), S16-S23 (2007).
  3. GBD 2020 Alcohol Collaborators. Population-level risks of alcohol consumption by amount, geography, age, sex, and year: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2020. Lancet. 400 (10347), 185-235 (2020).
  4. Esser, M. B., Sherk, A., Liu, Y., Naimi, T. S. Deaths from excessive alcohol use - United States, 2016-2021. Morbidity Mortality Weekly Rep. 73, 154-161 (2024).
  5. Melendez, R. I. Intermittent (every-other-day) drinking induces rapid escalation of ethanol intake and preference in adolescent and adult C57BL/6J mice. Alcohol Clin Exp Res. 35 (4), 652-658 (2011).
  6. Wise, R. A. Voluntary ethanol intake in rats following exposure to ethanol on various schedules. Psychopharmacologia. 29 (3), 203-210 (1973).
  7. Simms, J. A., et al. Intermittent access to 20% ethanol induces high ethanol consumption in Long-Evans and Wistar rats. Alcohol Clin Exp Res. 32 (10), 1816-1823 (2008).
  8. Carnicella, S., Ron, D., Barak, S. Intermittent ethanol access schedule in rats as a preclinical model of alcohol abuse. Alcohol. 48 (3), 243-252 (2014).
  9. Loi, B., et al. Increase in alcohol intake, reduced flexibility of alcohol drinking, and evidence of signs of alcohol intoxication in Sardinian alcohol-preferring rats exposed to intermittent access to 20% alcohol. Alcohol Clin Exp Res. 34 (12), 2147-2154 (2010).
  10. Rhodes, J. S., Best, K., Belknap, J. K., Finn, D. A., Crabbe, J. C. Evaluation of a simple model of ethanol drinking to intoxication in C57BL/6J mice. Physiol Behavior. 84 (1), 53-63 (2005).
  11. Thiele, T. E., Navarro, M. "Drinking in the dark" (DID) procedures: a model of binge-like ethanol drinking in non-dependent mice. Alcohol. 48 (3), 235-241 (2014).
  12. Rimondini, R., Sommer, W., Heilig, M. A temporal threshold for induction of persistent alcohol preference: behavioral evidence in a rat model of intermittent intoxication. J Studies Alcohol. 64 (4), 445-449 (2003).
  13. Sommer, W. H., et al. Upregulation of voluntary alcohol intake, behavioral sensitivity to stress, and amygdala crhr1 expression following a history of dependence. Biol Psychiatry. 63 (2), 139-145 (2008).
  14. Nentwig, T. B., et al. The lateral habenula is not required for ethanol dependence-induced escalation of drinking. Neuropsychopharmacol. 47 (12), 2123-2131 (2022).
  15. Becker, H. C., Lopez, M. F. Increased ethanol drinking after repeated chronic ethanol exposure and withdrawal experience in C57BL/6 mice. Alcohol Clin Exp Res. 28 (12), 1829-1838 (2004).
  16. Lopez, M. F., Becker, H. C. Effect of pattern and number of chronic ethanol exposures on subsequent voluntary ethanol intake in C57BL/6J mice. Psychopharmacology. 181 (4), 688-696 (2005).
  17. Griffin, W. C., Lopez, M. F., Becker, H. C. Intensity and duration of chronic ethanol exposure is critical for subsequent escalation of voluntary ethanol drinking in mice. Alcohol Clin Exp Res. 33 (11), 1893-1900 (2009).
  18. Hwa, L. S., et al. Persistent escalation of alcohol drinking in C57BL/6J mice with intermittent access to 20% ethanol. Alcohol Clin Exp Res. 35 (11), 1938-1947 (2011).
  19. Vierkant, V., Xie, X., Wang, X., Wang, J. Experimental models of alcohol use disorder and their application for pathophysiological investigations. Curr Prot. 3 (6), e831(2023).
  20. Greenfield, T. K., et al. Risks of alcohol use disorders related to drinking patterns in the U.S. general population. J Studies Alcohol Drugs. 75 (2), 319-327 (2014).
  21. Rehm, J., Greenfield, T. K., Rogers, J. D. Average volume of alcohol consumption, patterns of drinking, and all-cause mortality: results from the US National Alcohol Survey. Am J Epidemiol. 153 (1), 64-71 (2001).
  22. Grant, K. A., et al. Drinking typography established by scheduled induction predicts chronic heavy drinking in a monkey model of ethanol self-administration. Alcohol Clin Exp Res. 32 (10), 1824-1838 (2008).
  23. Nathan, P. E., O'Brien, J. S. An experimental analysis of the behavior of alcoholics and nonalcoholics during prolonged experimental drinking: A necessary precursor of behavior therapy. Behav Ther. 2 (4), 455-476 (1971).
  24. Godynyuk, E., Bluitt, M. N., Tooley, J. R., Kravitz, A. V., Creed, M. C. An open-source, automated home-cage sipper device for monitoring liquid ingestive behavior in rodents. eNeuro. 6 (5), (2019).
  25. Frie, J. A., Khokhar, J. Y. An open source automated two-bottle choice test apparatus for rats. HardwareX. 5, e00061(2019).
  26. Melo, M. C., Alves, P. E., Cecyn, M. N., Eduardo, P. M. C., Abrahao, K. P. Development of eight wireless automated cages system with two lick-o-meters each for rodents. eNeuro. 9 (4), (2022).
  27. Wong, K., et al. Socially integrated polysubstance (SIP) system: An open-source solution for continuous monitoring of polysubstance fluid intake in group housed mice. Addiction Neurosci. , (2023).
  28. Frie, J. A., Khokhar, J. Y. FARESHARE: An open-source apparatus for assessing drinking microstructure in socially housed rats. NPP-Digit Psychiatry Neurosci. 2 (1), 1-7 (2024).
  29. Zhao, Z., et al. INGEsT: An open-source behavioral setup for studying self-motivated ingestive behavior and learned operant behavior. bioRxiv. , (2024).
  30. Petersen, N., Adank, D. N., Raghavan, R., Winder, D. G., Doyle, M. A. LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home Cage Device): An open-source tool for recording undisturbed two-bottle drinking behavior in a home cage environment. eNeuro. 10 (4), (2023).
  31. Trujillo, J. L., Roberts, A. J., Gorman, M. R. Circadian timing of ethanol exposure exerts enduring effects on subsequent ad libitum consumption in C57 mice. Alcohol Clin Exp Res. 33 (7), 1286-1293 (2009).
  32. Nentwig, T. B., Margaret Starr, E., Judson Chandler, L., Glover, E. J. Absence of compulsive drinking phenotype in adult male rats exposed to ethanol in a binge-like pattern during adolescence. Alcohol. 79, 93-103 (2019).
  33. Patwell, R., Yang, H., Pandey, S. C., Glover, E. J. An operant ethanol self-administration paradigm that discriminates between appetitive and consummatory behaviors reveals distinct behavioral phenotypes in commonly used rat strains. Neuropharmacology. 201, 108836(2021).
  34. Bito-Onon, J. J., Simms, J. A., Chatterjee, S., Holgate, J., Bartlett, S. E. Varenicline, a partial agonist at neuronal nicotinic acetylcholine receptors, reduces nicotine-induced increases in 20% ethanol operant self-administration in Sprague-Dawley rats. Addict Biol. 16 (3), 440-449 (2011).
  35. Mill, D. J., Bito-Onon, J. J., Simms, J. A., Li, R., Bartlett, S. E. Fischer rats consume 20% ethanol in a long-term intermittent-access two-bottle-choice paradigm. PloS One. 8 (11), e79824(2013).
  36. Carnicella, S., Amamoto, R., Ron, D. Excessive alcohol consumption is blocked by glial cell line-derived neurotrophic factor. Alcohol. 43 (1), 35-43 (2009).
  37. Moore, C. F., Lynch, W. J. Alcohol preferring (P) rats as a model for examining sex differences in alcohol use disorder and its treatment. Pharmacol Biochem Behav. 132, 1-9 (2015).
  38. Pitock, J. R., et al. Presence of distinct operant phenotypes and transient withdrawal-induced escalation of operant ethanol intake in female rats. bioRxiv. , (2024).
  39. Carnicella, S., Yowell, Q. V., Ron, D. Regulation of operant oral ethanol self-administration: a dose-response curve study in rats. Alcohol Clin Exp Res. 35 (1), 116-125 (2011).
  40. De Oliveira Sergio, T., et al. Sex- and estrous-related response patterns for alcohol depend critically on the level of compulsion-like challenge. Prog Neuro-Psychopharmacol Biol Psychiatry. 133, 111008(2024).
  41. Foo, J. C., Skorodumov, I., Spanagel, R., Meinhardt, M. W. Sex- and age-specific effects on the development of addiction and compulsive-like drinking in rats. Biol Sex Diff. 14 (1), 44(2023).
  42. Moolten, M., Kornetsky, C. Oral self-administration of ethanol and not experimenter-administered ethanol facilitates rewarding electrical brain stimulation. Alcohol. 7 (3), 221-225 (1990).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Больше статей

Потребление алкоголя грызунамимикроструктура питьясистема ликометриипотребление этанола крысамипаттерны питьяконцентрация этанола в кровикомпульсивное питье (биндж-подобное питье)
Моделирование потребления алкоголя грызунами с использованием двухбутылкового питья в домашней клетке и микроструктурный анализ
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.