Методическая статья

Выделение живых популяций миелоидных и эпителиальных клеток из легкого мыши

2.4K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67648

⸱

31 января 2025 г.

 , 
1Department of Immunology, Harvard Medical School, 2Department of Stem Cell and Regenerative Biology, Harvard University

В этой статье

Краткое содержание

В этом протоколе подробно описывается выделение живых иммунных и неиммунных популяций из легких мышей в стабильном состоянии и после гриппозной инфекции. Он также предоставляет стратегии гейтинга для идентификации субпопуляций эпителиальных и миелоидных клеток.

Аннотация

Легкие постоянно подвергаются воздействию патогенов и других вредных раздражителей окружающей среды, что делает его уязвимым к повреждениям, дисфункции и развитию заболеваний. Исследования с использованием мышиных моделей респираторных инфекций, аллергии, фиброза и рака сыграли решающую роль в выявлении механизмов прогрессирования заболевания и определении терапевтических мишеней. Тем не менее, большинство исследований, сосредоточенных на легких мышей, отдают приоритет выделению либо иммунных клеток, либо эпителиальных клеток, а не обеих популяций одновременно. В данной работе мы описываем метод получения комплексной суспензии одиночных клеток как иммунных, так и неиммунных популяций, пригодных для проточной цитометрии и сортировки клеток, активируемых флуоресценцией. Эти популяции включают эпителиальные клетки, эндотелиальные клетки, фибробласты и различные субпопуляции миелоидных клеток. Этот протокол влечет за собой бронхоальвеолярный лаваж и последующее раздувание легких с диспаузой. Затем легкие перевариваются в смеси либеразы. Этот метод обработки высвобождает множество различных типов клеток и приводит к получению суспензии одиночных клеток, которая не требует ручной диссоциации против фильтра, способствуя выживанию клеток и получая большое количество живых клеток для последующего анализа. В этом протоколе мы также определяем схемы стробирования для субпопуляций эпителиальных и миелоидных клеток как в наивных, так и в инфицированных гриппом легких. Одновременная изоляция живых иммунных и неиммунных клеток является ключом к исследованию межклеточных перекрестных помех и более глубокому пониманию биологии легких в здоровье и болезнях.

Введение

Легкое состоит из дыхательных путей, альвеол и интерстиция. Иммунные и неиммунные клетки находятся в этих компартментах, способствуя как гомеостатической функции легких (газообмену), так и защите организма от вредных факторов окружающей среды, таких как вирусная инфекция. Большие и малые дыхательные пути, или бронхи и бронхиолы, выстланы эпителиальными клетками. Преобладающими эпителиальными клетками в этих областях являются булавы и реснитчатые клетки, которые отвечают за секрецию защитных молекул и облегчение мукоцилиарного клиренса1. Альвеолы являются наиболее дистальными структурами в легких, выстланными двумя типами эпителиальных клеток: альвеолярными клетками I типа (ATI) и альвеолярными клетками II типа (ATII). ATI отвечают за газообмен, а ATII выделяют и перерабатывают поверхностно-активные вещества для обеспечения соответствующего поверхностного натяжения 2,3. ATII являются самообновляющимися и могут также дифференцироваться в ATI, что особенно актуально после повреждения легких4. Кроме того, ATII обеспечивают поддерживающую нишу для основного типа иммунных клеток, населяющих альвеолярную нишу, альвеолярных макрофагов (АМ)5,6. Помимо эпителия, фибробласты, эндотелиальные клетки и интерстициальные макрофаги (ИМ) (которые могут быть связаны как с нервами, так и с сосудами) составляют интерстиций 7,8,9,10. В ответ на инфекцию и повреждение многочисленные клетки легких погибают, а иммунные клетки, включая моноциты и нейтрофилы, проникают в ткань11,12. Моноциты, инфильтрирующие легкие, дифференцируются в макрофаги и могут вносить свой вклад в компартмент макрофагов в долгосрочной перспективе13.

Современные методы получения суспензий одиночных клеток из легкого мыши, как правило, основаны на коллагеназе и требуют физической диссоциации ткани14. Это может привести к низкому количеству жизнеспособных неиммунных клеточных популяций. Некоторые протоколы выделения эпителиальных клеток основаны на диспазе и позволяют получить более высокие доли живых эпителиальных клеток; Тем не менее, эти протоколы, как правило, не исследуют выход и жизнеспособность иммунных клеток 15,16,17. Проточная цитометрия является распространенным методом, используемым для различения клеточных популяций в переваренной ткани. На исходном уровне проточное цитометрическое стробирование для АМ, ИМ, моноцитов и нейтрофилов четко очерчено. Однако во время воспаления процесс гейтирования становится изменчивым и сложным для интерпретации из-за континуума экспрессии поверхностных маркеров инфильтрирующих моноцитов, дифференцирующихся в макрофаги. Таким образом, представленный здесь протокол также описывает стратегии гейтирования для идентификации популяций миелоидных клеток, представляющих интерес после инфицирования.

Надежная диссоциация эпителиальных и миелоидных клеток легких имеет важное значение для определения их гомеостатических и воспалительных функций. Метод параллельной изоляции этих клеточных компартментов позволит проводить последующий анализ ключевых типов клеток, которые поддерживают здоровье и вызывают заболевания. Схематический обзор рабочего процесса этого протокола можно найти на рисунке 1.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Этот протокол соответствует рекомендациям Комитета по институциональному уходу за животными и их использованию в Гарвардской медицинской школе (номера грантов: R35GM150816 и P30DK043351). Для экспериментов использовали самок мышей C57BL/6J в возрасте 8-12 недель. Этот протокол подходит и для самцов мышей. Подробная информация о реагентах и оборудовании, использованных в данном исследовании, представлена в Таблице материалов.

1. Подготовка материалов

  1. Разморозьте на льду необходимые ферменты, в том числе диспазу, либеразу и ДНК.
  2. Подготовьте другие необходимые реактивы. Наполните шприц объемом 10 мл 5 мл 2 мМ ЭДТА в DPBS и установите на него иглу 27 G. Наполните шприц объемом 1 мл DPBS и прикрепите катетер.

2. Забор легких

  1. Усыпите мышь путем внутрибрюшинного введения 400-500 мг/кг и 25-100 мг/кг смеси кетамина/ксилазина (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами). Приступайте к вскрытию, когда мышь перестает реагировать на защемление подушечки ноги (~5 минут).
    Примечание: Смесь кетамина и ксилазина используется для эвтаназии вместо углекислого газа, чтобы предотвратить вызванное удушьем кровотечение и инфильтрацию иммунных клеток, которая может исказить результаты.
  2. Опрыскайте мышь 70% этанолом. Препарируйте мышь с помощью тонких хирургических ножниц и щипцов #7. Сделайте надрез в области живота с помощью ножниц и разрежьте сбоку через брюшину.
    1. Сделайте небольшой надрез в диафрагме, чтобы выпустить вакуум. Вырежьте диафрагму и нижнюю грудную клетку из полости тела, чтобы обнажить легкие и сердце.
  3. Перфузируют легкие 5 мл 2 мМ ЭДТА в DPBS в шприц объемом 10 мл с иглой 27 G. Перфузия выполняется путем введения иглой в основание сердца, направленной справа в левый желудочек, и медленного дозирования жидкости из шприца18.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Перфузия должна выполняться медленно, чтобы предотвратить разрыв сосудистой системы.
  4. Вскройте грудную клетку на грудине, отрезав боковые стороны грудной клетки, затем разрежьте вертикально через грудину, чтобы обнажить трахею19. Отрежьте как можно больше мышц и соединительной ткани с помощью тонких ножниц и щипцов #7, не прокалывая трахею или легкие.
  5. Оберните трахею швом (размер 2-0) как бы перевязывайте ее, но не затягивая. Процедите трахею латерально и вставьте катетер. Плотно закрепите шов вокруг катетера, плотно натянув шовный материал. Не вводите катетер более чем на 1 см в легкое.
  6. Накачайте легкие 1 мл DPBS. Извлеките DPBS, медленно потянув за шприц. Повторно накачайте легкие тем же DPBS и еще раз оттяните шприц для сбора бронхоальвеолярного лаважа жидкости (BALF).
  7. Отсоедините шприц от катетера, оставив катетер вставленным. Выдавите BALF в микроцентрифужную пробирку.
  8. Наполните тот же шприц объемом 1 мл 1 мл жидкостью и снова приложите его к катетеру. Дозируйте шприц для надувания легких с диспажем. Во время удаления катетера затяните шов вокруг трахеи, чтобы предотвратить вытекание отхождения.
  9. Разрежьте трахею сбоку. Удалите легкие из полости тела, разрезав соединительную ткань вдоль задней части грудной клетки, при этом с помощью щипцов вытяните легкие и трахею вверх.
  10. Удалите сердце из легких. Поместите легкие в 5 мл DPBS на лед.
  11. На этом этапе возьмите отделенный BALF и отжимайте при 400 x g в течение 5 минут при 4 °C. Надосадочная жидкость может быть аликвотирована и сохранена по мере необходимости. Должна быть видимая клеточная гранула, которую можно ресуспендировать в 100 мкл RPMI.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Можно подождать до 2 часов, чтобы приступить к пищеварению, что позволяет собирать несколько мышей одновременно.

3. Переваривание легких

  1. Приготовьте смесь для дайджеста. Добавьте 83 мкг/мл либеразы (50 мкл стокового раствора) и 100 мкг/мл ДНКазы (15 мкл стокового раствора) в 3 мл RPMI на легкое.
  2. Рассеките пять долей легких и отбросьте всю соединительную ткань19,20. Разрубите легкое ножницами в течение 1 минуты на предметном стекле.
  3. Переложите измельченное легкое в центрифужную пробирку объемом 50 мл с помощью ножниц для препарирования. Добавьте гранулу ячейки, извлеченную из BALF и ресуспендированную в RPMI, в центрифужную трубку. Добавьте 3 мл смеси для дигеста в пробирку с образцом с помощью серологической пипетки объемом 5 мл.
  4. Пипеткой переваривайте легкую смесь вверх и вниз 2-3 раза. Поместите при температуре 37 °C в орбитальный шейкер со скоростью 140 об/мин с метантеночными трубками, расположенными под углом 45 градусов, на 40 минут.

4. Приготовление одноклеточной суспензии

  1. Извлеките пробирки центрифуги объемом 50 мл из орбитального шейкера и положите их на лед. Пипеткой переваривайте легкую смесь вверх и вниз 5-6 раз. Отфильтруйте через сетчатый фильтр 70 μм в новую пробирку объемом 50 мл. Промойте все оставшиеся клетки через фильтр и нейтрализуйте ферменты 10 мл 5% FBS в RPMI.
  2. Отжим 5 мин при 4 °C при 600 x g. Отсасывайте надосадочную жидкость с помощью вакуумного аспиратора или пипетки. Ресуспендировать в 1 мл буфера для лизиса ACK и инкубировать в течение 3 мин при комнатной температуре для лизиса эритроцитов (эритроцитов). Добавьте 9 мл PBS и проводите пипеткой вверх и вниз.
  3. Отжим в течение 5 минут при 4 °C при 600 x g. Аспират надосадочная жидкость с помощью вакуумного аспиратора или пипетки. Ресуспендируйте в 1 мл буфера FACS (1% FBS в PBS) и отфильтруйте через меш 64 мкм в микроцентрифужную пробирку с помощью пипетки p1000.

5. Проточная цитометрия и последующие анализы

  1. При выполнении проточной цитометрии или флуоресцентно-активируемой сортировки клеток в 96-луночном планшете окрашивайте примерно 1-2 миллиона клеток на лунку, или 8% фракцию легочной суспензии.
  2. Вращаем ячейки вниз. Все вращения в 96-луночном планшете должны выполняться в течение 2,5 мин (4 °C) при 600 x g. Стряхните надосадочную жидкость и промойте ячейки один раз, повторно суспендируя 200 мкл DPBS. Вращайте вниз и проведите пальцем.
  3. Если клетки необходимо окрашивать для анализа проточной цитометрии, следует выполнить следующую процедуру окрашивания.
    1. Ресуспендировать клетки в живых/мертвых Zombie stain (1:150) и блоке Fc (1:250) в 25 мкл DPBS на 10 мин при комнатной температуре в темноте.
    2. Приготовьте смесь для окрашивания антител в 2-кратной концентрации в буфере FACS.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Окрашивающая смесь должна включать в себя все маркеры миелоидной панели (Таблица 1) или эпителиальной панели (Таблица 2) в их указанных концентрациях.
    3. Добавьте 25 μл красящей смеси к 25 μл легочной суспензии в тарелке и выдерживайте на льду в течение 30 минут в темноте. Общий объем окрашивания теперь должен составлять 50 мкл, а концентрация первичных антител должна составлять 1x красящую.
    4. Добавьте 150 μL буфера FACS, уменьшите в течение 2,5 минут при 4 °C при 600 x g и стряхните надосадочную жидкость. Дважды промойте в 200 мкл буфера FACS.
    5. Если требуется внутриклеточное окрашивание, зафиксируйте клетки с помощью набора для внутриклеточной фиксации. Если внутриклеточное окрашивание не требуется, клетки могут быть зафиксированы в течение 20 мин в 4% PFA в DPBS.
    6. Смойте фиксатор 200 мкл буфера FACS три раза. Образцы могут храниться в ресуспендированном виде в 200 мкл буфера FACS при температуре 4 °C в темноте в течение 2-3 дней. Перед запуском образцов можно добавить счетные бусины для количественной оценки номеров ячеек.
  4. Если клетки необходимо отсортировать, проведите следующую процедуру окрашивания.
    1. Ресуспендируйте клетки в 1x окрашивающей смеси антител с Fc-блоком (1:250). Выдерживать 30 минут на льду в темноте.
    2. Добавьте 150 μL буфера FACS, уменьшите в течение 2,5 минут при 4 °C при 600 x g и стряхните надосадочную жидкость. Перед сортировкой трижды промойте 200 мкл буфера FACS и повторно суспендируйте в 200 мкл буфера FACS.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Перед сортировкой рекомендуется добавлять в клетки краситель жизнеспособности, такой как DAPI.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

В результате успешного переваривания получается примерно 20-25 миллионов клеток с жизнеспособностью 90-95%. Если примерно 25 000 счетных бусин добавляются к 8% легкого, бусины должны поставить под угрозу 1-3% собранных событий. После гейтирования на синглетах примерно 90%-95% клеток должны быть Zombie Aqua отрицательными (что указывает на жизнеспособность) (Рисунок 2А, Рисунок 3А).

Из CD45+ клеток CD64+F4/80...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Этот протокол описывает процесс переваривания легких мыши, который выделяет примерно 20-25 миллионов клеток на мышь с жизнеспособностью 90-95%. Кроме того, он позволяет собирать BALF для дальнейшего анализа. Полученная клеточная суспензия совместима с различными лабораторными методами, включая проточную цитометрию и флуоресцентно-активируемую сортировку клеток для выделения клеток для секвенирования или культивирования клеток. Кратковременно, после перфузии, БАЛЬФ собирают, и надувают ле...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Эта работа была частично поддержана грантами Национальных институтов здравоохранения (R35GM150816 и P30DK043351), Фонда Чарльза Х. Худа и Гарвардского института стволовых клеток. Мы благодарим Александра Манна и всех других сотрудников лаборатории Франклина за их помощь и советы в разработке и совершенствовании схем и анализов проточной цитометрии. Мы также благодарим Ядро проточной цитометрии иммунологии в Гарвардской медицинской школе. Анализ проточной цитометрии проводили с помощью FlowJo. Схемы фигур были созданы с помощью BioRender.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Шприц 1 мл с наконечникомVWRBD309659
1,7 мл микроцентрифужная пробиркаDOT ScientificRN1700-GMT
10 мл пипетки (одноразовые)Fisher Scientific12-567-603
10 мл Шприц с наконечником BD Luer-Lok VWR75846-756
123 шт. Бисер Подсчет бусинThermo Scientific01-1234-42
12-канальный пипетка (30-300 мкл)США Scientific 7112-3300
16% параформальдегидVWR100503-917
23 G игла с обычным скосомVWR305194
27 G игла с обычным скосомVWRBD305109
5 мл пипетки (одноразовые)Thermo Fisher Scientific170373
50 мл центрифужные пробиркиOlympus 28-108
96-луночная круглая нижняя пластинаCorning3797
ACK лизирующий буферGibcoA100492-01
Alexa Fluor 488 антимышиный CD11cBioLegend117311
анти-F4/80 крысиное моноклональное антитело (PE (Phycoerythrin)/Cy7)BioLegend123114
APC антимышиный CD64 (Fcγ RI)BioLegend139306
APC/Cyanine7 антимышиный CD45BioLegend103115
BD Insyte Autoguard Shielded IV катетерыVWR381423
Brilliant Violet 421 антимышиный I-A/I-E (MHC-II)BioLegend107632
Brilliant Violet 421 антимышиный/человеческий CD11bBioLegend101235
Brilliant Violet 605 антимышиный Ly-6CBioLegend128036
Brilliant Violet 711 антимышиный CD45BioLegend103147
мыши C57BL/6JJackson Laboratories
Cd140a (PDGFRA) Моноклональное антитело (APA5), PE-Cyanine7, eBioscienceLife Technologies25-1401-82
CD170 (Siglec F) Моноклональное антитело (1RNM44N), PELife Technologies12170280
Клеточные фильтрыCorning352350
ЦентрифугаEppenodorfCentrifuge 5910R
Дезоксирибонуклеаза I из поджелудочной железы крупного рогатого скота (ДНКаза)Millipore SigmaDN25-100MGВосстановленный при концентрации 20 мг/мл в DPBS в виде исходного раствора, хранящегося при температуре -20 °°; C
DispaseVWR76176-668Разморожен один раз и хранится в виде аликвот объемом 1 мл при температуре -20 °°; C
Щипцы для рассечения (Dumont #7)Fine Science Tools11297-00
Ножницы для пресеченияFine Science Tools14060-09
DPBSThermo Fisher Scientific14190250
eBioscience набор для фиксацииLife Technologies00-5523-00
EDTALife TechnologiesAM9260G
ЭтанолVWRTX89125170HU
FBSGeminiBio100-106Разморожен один раз и термоинактивирован перед длительным хранением в виде аликвот при -20 °°; C
FITC anti-mouse CD31 АнтителоBioLegend102406
Gibco RPMI 1640 MediumFisher Scientific11-875-093
Стеклянные слайдыFisher Scientific12-552-3
градуированный резервуарСША Scientific 1930-2235
Ведро для льдаCorning432128
инъекции гидрохлорида кетамина (100 мг/мл)Смесь для эвтаназии кетамина и ксиалазина может храниться при концентрации 30 мг/мл гидрохлорида кетамина и 4,5 мг/мл ксилазина в стерильных DPBS в течение одного месяца.
ЛиберазаМиллипор Сигма5401119001восстановлена при концентрации 5 мг/мл в DPBS в виде стокового раствора, хранящегося при температуре -20°С;
C Крышки для 96-луночных планшетовFisher Scientific07-201-731
Орбитальный инкубатор ШейкерBarnstead Lab-LineSHKE4000
пипетка p1000Eppenodorf3123000063
p1000 наконечникиСША Scientific 1122-1830
Наконечники для дозатораEppenodorf3123000055
p200 СШАScientific 1110-1700
PE антимышиный CD326 (Ep-CAM)BioLegend118206
PerCP/Cyanine5,5 антимышиный CD104 антителоBioLegend123614
PerCP/Cyanine5,5 антимышиный Ly-6GBioLegend127616
Pipet-Aid Drummond4-000-101
Очищенный антимышиный CD16/32 BioLegend101302Упоминается как "Fc блок" в тексте
ПульверизаторVWR23609-182
Шовный материал (размер 2-0)VWR100190-026
ПеленкиVWR56617-014
Xysed (ксилазин 100 мг/мл)PivetalСмотрите примечания к гидрохлориду кетамина выше. 
Набор для корректируемой жизнеспособности Zombie AquaBioLegend423102
мышей

Ссылки

  1. Wanner, A., Salathé, M., O'Riordan, T. G. Mucociliary clearance in the airways. Am J Respir Crit Care Med. 154 (6), 1868-1902 (1996).
  2. Mason, R. J., Williams, M. C. Type II alveolar cell. Defender of the alveolus. Am Rev Respir Dis. 115 (1), 81-91 (1977).
  3. Fehrenbach, H. Alveolar epithelial type II cell: defender of the alveolus revisited. Respir Res. 2 (1), 33-46 (2001).
  4. Basil, M. C., Alysandratos, K. -D., Kotton, D. N., Morrisey, E. E. Lung repair and regeneration: Advanced models and insights into human disease. Cell Stem Cell. 31 (4), 439-454 (2024).
  5. Hussell, T., Bell, T. J. Alveolar macrophages: plasticity in a tissue-specific context. Nat Rev Immunol. 14 (2), 81-93 (2014).
  6. Gschwend, J., et al. Alveolar macrophages rely on GM-CSF from alveolar epithelial type 2 cells before and after birth. J Exp Med. 218 (1), e20210745(2021).
  7. Gillich, A., et al. Capillary cell-type specialization in the alveolus. Nature. 586 (7831), 785-789 (2020).
  8. Schyns, J., et al. Non-classical tissue monocytes and two functionally distinct populations of interstitial macrophages populate the mouse lung. Nat Commun. 10 (1), 3964(2019).
  9. Chakarov, S., et al. Two distinct interstitial macrophage populations coexist across tissues in specific subtissular niches. Science. 363 (6432), eaat3773(2019).
  10. Tsukui, T., et al. Collagen-producing lung cell atlas identifies multiple subsets with distinct localization and relevance to fibrosis. Nat Commun. 11 (1), 1920(1920).
  11. Aegerter, H., et al. Influenza-induced monocyte-derived alveolar macrophages confer prolonged antibacterial protection. Nat Immunol. 21 (2), 145-157 (2020).
  12. Johansson, C., Kirsebom, F. C. M. Neutrophils in respiratory viral infections. Mucosal Immunol. 14 (4), 815-827 (2021).
  13. Li, F., et al. Monocyte-derived alveolar macrophages autonomously determine severe outcome of respiratory viral infection. Sci Immunol. 7 (71), eabj5761(2022).
  14. Moll, H. P., et al. Orthotopic transplantation of syngeneic lung adenocarcinoma cells to study PD-L1 expression. J Vis Exp. (143), e58101(2019).
  15. Warshamana, G. S., Corti, M., Brody, A. R. TNF-α, PDGF, TGF-β1 expression by primary mouse bronchiolar-alveolar epithelial and mesenchymal cells: TNF-α induces TGF-β1. Exp Mol Pathol. 71 (1), 13-33 (2001).
  16. Corti, M., Brody, A. R., Harrison, J. H. Isolation and primary culture of murine alveolar type II cells. Am J Respir Cell Mol Biol. 14 (3), 309-315 (1996).
  17. Quantius, J., et al. Influenza virus infects epithelial stem/progenitor cells of the distal lung: Impact on Fgfr2b-driven epithelial repair. PLoS Pathog. 12 (5), e1005544(2016).
  18. Wu, J., et al. Transcardiac perfusion of the mouse for brain tissue dissection and fixation. BIO Protoc. 11 (8), e3988(2021).
  19. Morton, J., Snider, T. A. Guidelines for collection and processing of lungs from aged mice for histological studies. Pathobiol Aging Age Relat Dis. 7 (1), 1313676(2017).
  20. Bijgaart, R. J. E., van den Kong, N., Maynard, C., Plaks, V. Ex vivo live imaging of lung metastasis and their microenvironment. J Vis Exp. (108), e53741(2016).
  21. Shi, W., et al. Isolation and purification of immune cells from the liver. Int Immunopharmacol. 85, 106632(2020).
  22. Short, K. R., et al. Influenza virus damages the alveolar barrier by disrupting epithelial cell tight junctions. Eur Respir J. 47 (3), 954-966 (2016).
  23. Laidlaw, B. J., et al. CD4+ T cell help guides formation of CD103+ lung-resident memory CD8+ T cells during influenza viral infection. Immunity. 41 (4), 633-645 (2014).
  24. D'Agostino, M. R., et al. Protocol for isolation and characterization of lung tissue-resident memory T cells and airway-trained innate immunity after intranasal vaccination in mice. STAR Protoc. 3 (2), 101652(2022).
  25. Waal, A. M., de Hiemstra, P. S., Ottenhoff, T. H., Joosten, S. A., vander Does, A. M. Lung epithelial cells interact with immune cells and bacteria to shape the microenvironment in tuberculosis. Thorax. 77 (4), 408-416 (2022).
  26. Bhattacharya, J., Westphalen, K. Macrophage-epithelial interactions in pulmonary alveoli. Semin Immunopathol. 38 (4), 461-469 (2016).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи