Сотрясение мозга у детей может привести к долгосрочным последствиям с физиологическими и психологическими нарушениями. Эта модель сотрясения мозга у детей приводит к долгосрочному нейровоспалению, изменениям белого вещества и изменениям нейронов с поведенческой дисфункцией. Модель может быть адаптирована к местам дифференцированных ударов или повторных сотрясений мозга для оценки изменений в течение срока службы.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Педиатрическая модель сотрясения мозга у мышей: закрытая черепно-мозговая травма с долговременными заболеваниями (РЕБЕНОК)
* These authors contributed equally
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Сотрясения мозга и легкие черепно-мозговые травмы (ЧМТ) в детстве представляют значительную угрозу для здоровья, при этом у многих пациентов в более позднем возрасте наблюдаются изнурительные физиологические, неврологические и психосоциальные последствия. Клеточные и молекулярные патофизиологические механизмы относительно неизвестны, и этот значительный пробел фактически исключает исследования конкретных терапевтических стратегий для смягчения хронических последствий. Ни одна модель сотрясения мозга на животных не повторяет все признаки, о которых сообщалось у людей, и современные модели разработаны для ответа на конкретные исследовательские вопросы. Мы решили разработать ювенильное сотрясение мозга, которое повторяет клиническую раннюю и долгосрочную симптоматику, названную закрытой черепно-мозговой травмой с долгосрочным расстройством (РЕБЕНОК). В этой модели сотрясающая сила через электромагнитный ударный механизм подается на голову слегка обезболенной и обездвиженной мыши на 17-й день после рождения (P17), что позволяет свободно вращать голову. Мышей помещают на плотно натянутую фольгу поперек стереотаксического устройства, а импактор тщательно выравнивают по целевой области коры головного мозга. Электромагнитный ударник облегчает выбор глубины удара, выдержки и продолжительности для определения тяжести травмы. Сильной стороной этой модели является то, что она позволяет вращать голову, что является важной клинической особенностью. После удара мыши немедленно контролируются на предмет времени и времени для исследования окружающей среды, после чего они возвращаются в свою плотину. Увеличение тяжести сотрясения мозга приводит к внутричерепным кровотечениям у подгруппы мышей. Мышей можно регулярно контролировать на предмет поведения и нейровизуализации на протяжении всей их жизни, по желанию. Различная степень тяжести травм имитирует неоднородный характер ювенильных сотрясений мозга. Текущая стандартная модель CHILD не демонстрирует ни перелома черепа, ни наблюдаемых обычных изменений нейровизуализации (аналогично клиническим), но приводит к прогрессирующей и стойкой гибели нейронов, измененной диффузионной МРТ, измененной активности и пластичности нейронов, увеличению глиоза и прогрессирующим поведенческим возмущениям с возрастом. Таким образом, эта модель CHILD имитирует ранние и долгосрочные особенности, наблюдаемые у многих пациентов с клиническим сотрясением мозга.
Введение
Черепно-мозговая травма у детей (ЧМТ) является серьезной проблемой для здоровья, поскольку она представляет собой основную причину посещений педиатрической неотложной медицинской помощи и связана с изнурительными последствиями для здоровья в более позднем возрасте. Даже легкая ЧМТ (мЧМТ), которая составляет 75% всех случаев ЧМТ1, приводит к долгосрочным отклонениям, включая физиологические, психологические, неврологические и когнитивные дисфункции2. Несмотря на высокую частоту мЧМТ у детей и связанные с ней значительные риски для здоровья, патологические, клеточные и молекулярные механизмы, которые предшествуют хроническому дефициту, все еще недостаточно изучены. Этот пробел в знаниях препятствует разработке эффективных методов лечения и диагностики ЧМТ у детей.
Модели ЧМТ у взрослых грызунов включают снижение веса, контролируемое воздействие коры головного мозга и травму от перкуссии жидкости и могут быть титрованы для получения травм средней и тяжелой степени тяжести (в зависимости от оценки исхода)3,4. Многие из этих взрослых моделей были адаптированы для ЧМТ 5,6 у детей. В течение последнего десятилетия были разработаны модели mTBI у грызунов с закрытой черепно-мозговой травмой, а также у ротационных моделей7. Однако применение этих моделей у развивающихся грызунов является редким по сравнению с литературой по ЧМТ у взрослых8. Чтобы рассмотреть клиническую значимость, охватывающую широкий спектр тяжестей, которые моделируют клиническую гетерогенность у детей, в этом исследовании была разработана модель закрытой черепно-мозговой травмы с долгосрочным расстройством (CHILD) TBI. CHILD представляет собой нехирургическую модель сотрясения мозга без ограничений с использованием мышей P17, возраст развития которой соответствует пику миелинизации, наблюдаемомуу детей в возрасте 2-3 лет. Сотрясающая сила передается с помощью электромагнитного ударного устройства над соматосенсорной корой головного мозга мыши, находящейся под легким обезболиванием изофлурана. Воздействие на неограниченную голову приводит к воздействию, вращающим силам на мозг10, о чем сообщается во многих клинических отчетах о сотрясении мозга. В соответствии с клинической ЧМТ, модель CHILD не приводит к перелому черепа или видимым аномалиям при обычной нейровизуализации.
Модель CHILD имеет ряд преимуществ. Во-первых, у ребенка наблюдались как ранние, так и долгосрочные патологические признаки, имитирующие патологические клинические признаки, наблюдаемые у ювенильных пациентов с сотрясением мозга. Он наблюдался при поздних временных точках глиоза, измененной диффузионно-тензорной МРТ и прогрессирующих поведенческих возмущениях с возрастом10,11 лет, измененной нейронной активностью и пластичностью11,12. Интересно, что неожиданные периферические последствия также были обнаружены при сердечных аномалиях в долгосрочной перспективе после одной детскойтравмы. Во-вторых, эта модель является воспроизводимой и показала сопоставимые результаты между исследователями и лабораториями13. В-третьих, модель CHILD является гибкой и может быть расширена для инкапсуляции гетерогенной природы ЧМТ. Например, предыдущие исследования показали, что разная скорость и глубина удара приводят к разной степени тяжести10,11. Наконец, дополнительным преимуществом этой модели является то, что CHILD может вводиться многократно и может быть легко применен к дифференциальным местам для исследования реакции на повторные повреждения и выявления уязвимых областей мозга.
В целом, модель CHILD воспроизводит клинические ЧМТ и сотрясение мозга у детей и служит исследовательским инструментом для облегчения понимания патофизиологических характеристик детской ЧМТ. Несмотря на то, что ни одна модель не охватывает все аспекты характеристик, описанных в реальных случаях ЧМТ, эта модель может решить многие нерешенные исследовательские вопросы, которые остаются без ответа.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Эксперименты были воспроизведены на 2 площадках: в Университете Бордо (Франция) и Калифорнийском университете в Риверсайде (Калифорния, США).
В Бордо все эксперименты проводились на самцах и самках мышей P17 C57Bl6J, выведенных в Университетском здании для животных. Первоначальные заводчики были получены из коммерческого источника и выращены в стандартных условиях с 12/12-часовым циклом темноты/света, температурой 21 °C ± 1 °C и влажностью 55% ± 10%, а также с предоставлением пищи и воды в неограниченном количестве. Экспериментальные процедуры проводятся в соответствии с правилами Комитета по уходу за животными Университета Бордо, французскими законами, регулирующими использование лабораторных животных (разрешение #29324-2021012118549817 v3), директивами Европейского совета (86/609/EEC) и рекомендациями ARRIVE. Этот протокол, являясь легкой моделью черепно-мозговой травмы, не вызывает боли или дистресса. Таким образом, он не требует какого-либо специфического обезболивания, выходящего за рамки обычного обезболивания. Отлучение от груди (TBI, Shams) было эффективным при P25.
В Риверсайде были получены коммерчески беременные самки мышей E13 C57Bl6J, и все эксперименты проводились на полученных пометах как у самцов, так и у самок в возрасте P17. Животные выращивались с автоматическим 12/12-часовым циклом темноты/света и температурой 21 °C. Самки и детеныши имели свободный доступ к пище и воде. Все экспериментальные процедуры были одобрены Калифорнийским университетом, Комитетом по уходу за животными и их использованию в учреждении Риверсайд и соответствовали Закону о благополучии животных и политике Службы общественного здравоохранения. Все щенки (TBI, Sham) в этом учреждении были отлучены от груди на P21.
Подробная информация о животных, реагентах и оборудовании, использованных в этом исследовании, приведена в Таблице материалов.
1. Предварительные шаги
- Чтобы предотвратить переохлаждение, заранее прогрейте камеру для индукции анестезии и восстановительные кейджи с помощью согревающих салфеток.
- Установите стереотаксический аппарат с установленным ударным устройством под углом 90°.
- Убедитесь, что все детали правильно затянуты и закреплены, а поршень надежно привинчен к ударному элементу.
- Вырежьте алюминиевый лист, который будет подходить к стереотаксическому аппарату (в данном случае 18 см х 30 см). Используемый здесь алюминий имеет стандартное качество алюминия. Оберните стереотаксическую рамку фольгой, чтобы получилась подушка, на которую будет лежать животное. Закрепите положение и натяжение фольги с помощью обычной лабораторной ленты, чтобы выдержать вес животного.
- Включите контроллер ударного элемента и, в зависимости от тяжести травмы, установите скорость удара равной 2 м.с-1 для степени 1 (G1) или 3 м.с-1 для степени 2 (G2) для более серьезного удара (изменение этого параметра повлияет на тяжесть сотрясения мозга).
- Взвесьте животных. При P17 вес животных должен быть более 5,9 г для мышей C57Bl6. Животные, которые не достигают этого веса, исключаются.
Примечание: В некоторых исследованиях использовались мыши с CD1, а для P17 порог был установлен на уровне более 6,5 г (персональные данные).
2. Процедура лечения ювенильной легкой черепно-мозговой травмы
- Обезболите мышь с помощью 5-минутного воздействия изофлурана. Установите газовый состав на смесь 2,5% (в данном случае носителем служит синтетическая воздушная смесь с 21% кислорода) с расходом 1,5 л/мин.
ПРИМЕЧАНИЕ: На этом этапе все действия должны быть выполнены быстро, так как неповрежденные животные проснутся в течение 5 минут. - Расположите головку мыши под импактором. Щенок должен быть разложен по всей длине. Наконечник имеет диаметр 3 мм и покрыт резиной, чтобы свести к минимуму воздействие металла на череп.
- Опустите импактор, переключив ручку в положение Extend .
- Примерно опустите импактор и расположите мышь так, чтобы импактор находился прямо между ушами. Затем проведите мышью так, чтобы кончик поршня был перемещен вперед на сумму, эквивалентную одному кончику поршня, и одному кончику поршня слева от животного (см. рисунок 1).
ПРИМЕЧАНИЕ: Фиктивные животные располагаются немного в стороне от поршня (ни одна часть животного не должна подвергаться воздействию). - Опустите ударный элемент так, чтобы он соприкасался с головой животного (рисунок 1E2).
- Установите ударный элемент в положение «Втягивание » (Рисунок 1E3).
- Для того чтобы определить тяжесть травмы, переместите поршень на 1 мм вниз для степени 1 (G1). Для более сильного удара класса 2 (G2) переместите поршень на 3 мм вниз (Рисунок 1E4).
- Установите время задержки на 0,1 с независимо от степени тяжести (изменение этого параметра не повлияет на тяжесть сотрясения мозга).
- Нажмите кнопку Удар на правой ручке (Рисунок 1E5).
- Быстро переведите левую ручку в выключенное положение, чтобы система не перегревалась. Для получения дополнительной информации см. блок-схему (рисунок 2).
Рисунок 1: Расположение наконечника ударного элемента. (A) Наконечник ударного элемента сначала располагается на средней линии между ушами. (B) Затем наконечник перемещается на 3 мм вперед (эквивалент диаметра наконечника). (C) Наконец, кончик поршня перемещается на 3 мм с левой стороны мыши. (Д,Э) Возможные положения наконечника ударного элемента по отношению к магнитному барабану. (D) Ударный элемент имеет 3 положения по отношению к корпусу поршня (нейтральное, втянутое или выдвинутое/ударное) с расстоянием 5 мм между ними. (E) Положение наконечника ударного элемента по отношению к поверхности черепа на различных этапах процедуры. (1) Положение ударного элемента в нейтральном положении; (2) поршень перемещается так, чтобы мягко коснуться черепа животного (шаг 2.5); (3) после этого ударный элемент устанавливается в положение втягивания (шаг 3.6); (4) Весь корпус ударного элемента перемещается на x мм вниз (шаг 2.7). Для класса G1 скорость удара (y) составляет 2 м.с-1 при глубине 1 мм (x) для G1 или скорость удара (y) 3 м.с-1 при глубине 3 мм (x) для G2. (5) После нажатия на удар рычага наконечник ударного элемента перемещается на x мм ниже поверхности черепа со скоростью y в течение времени задержки при возвращении в нейтральное положение. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 2: Блок-схема CHILD. Блок-схема с подробным описанием этапов индуцирования CHILD у мышей PND17 с цветовой кодировкой для обозначения различных фаз индукции сотрясения мозга. Фотографии установки включают в себя: (А) всю индукционную установку CHILD (устройство для анестезии не видно), включая контроллер Impact, стереотаксическое устройство с импактором и наконечником, расположенным над тугой оловянной фольгой, и блок восстановления, расположенный на верхней части грелки. (B) Резиновый ударный наконечник (3 мм) со шкалой. (C) Стереотаксическое устройство с оловянной фольгой, натянутой на стереотаксическую раму, и соленоидом ударного элемента с ударным наконечником, расположенным над фольгой. (D) Камера восстановления, расположенная на грелке. (E) Контроллер удара с двумя переключателями управления, выделенными, как на схеме (красное поле = выдвижение/втягивание/выключение; фиолетовое поле = ударный переключатель). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
3. Посттравматическое наблюдение
ПРИМЕЧАНИЕ: Следующие шаги могут быть записаны на видео для анализа в автономном режиме, что позволит экспериментатору выполнить CHILD на нескольких животных подряд. Тем не менее, следует проводить регулярную и повторную оценку благополучия животных.
- Обратите внимание на продолжительность апноэ, если оно присутствует (сразу после удара), и было ли вращение головы во время удара.
- Расположите мышь на правом боку в клетке для восстановления.
- Обратите внимание на время выпрямления мыши (вставание на дыбы на 4 лапах) и время возобновления исследовательского поведения. Как правило, фиктивные мыши просыпаются в течение 3-4 минут и возвращаются к исследовательскому поведению через 3-4 минуты (рис. 3). Мыши-дети просыпаются в течение 7-12 минут после удара (рисунок 3A) и возобновляют исследование в течение 12-18 минут после удара (рисунок 3B), в зависимости от пола и тяжести удара (рисунок 3A, B).
ПРИМЕЧАНИЕ: Если пострадавшее животное не возобновляет свое исследовательское поведение в течение 30 минут, животное исключается. - После полного выздоровления верните животных в их домашнюю клетку. На этом этапе поведение фиктивных мышей и мышей-детей (степень тяжести G1 или G2) должно быть абсолютно одинаковым, и группы животных не должны быть различимы в помете.
ПРИМЕЧАНИЕ: Животные могут содержаться до 18 месяцев после травмы14 в условиях, указанных в начале методов. Оценка поведенческих исходов может быть выполнена с использованием батареи тестов в сочетании с измерениями МРТ, визуализацией с помощью минископа, гистологией и иммуногистохимией. Иммуногистохимический анализ GFAP и NeuN может быть использован на ранних временных этапах для валидации модели и наличия изменений в тканях.
4. Иммуногистохимия
Примечание: Через сутки после травмы животные из групп G2 и Slike (n = 4 мыши для G2 и n = 4 для Sham) были обезболены и транскардиально перфузированы 4% параформальдегидом (PFA), приготовленным в фосфатно-солевом буфере (PBS) 0,1 M, pH 7,4 при 4 °C. Мозги извлекали10 из черепа и погружали в тот же раствор PFA на ночь, а затем переносили в PBS с азидом натрия (0,1%) перед разделкой. Затем корональные срезы были подготовлены при толщине 50 мкм с помощью вибратома. Для длительного хранения секции помещали в криозащитную среду (30% этиленгликоля и 20% глицерина в PBS) при температуре -20 °С до использования. Чтобы охарактеризовать влияние сотрясения мозга на глиоз мозга и потерю нейронов, была проведена иммуногистохимическая терапия, нацеленная на GFAP и NeuN, как описано ниже.
- Промыть участки мозга 4 раза в течение 10 мин в PBS.
- Переведите секции в блокирующий раствор (1% BSA, 0,3% Triton X-100 в PBS) на 10 минут при комнатной температуре (RT).
- Инкубируйте срезы в течение ночи при 4 °C со следующими первичными антителами, разведенными в блокирующем растворе: куриные анти-GFAP (1:3000) и кроличьи анти-NeuN (1:500).
- Промойте ломтики 4 раза в течение 10 минут в PBS при перемешивании.
- Затем перенесите участки в блокирующий раствор, содержащий вторичные флуоресцентные антитела, разведенные в соотношении 1:1000, в течение 1 ч в режиме RT, Alexa-Fluor-488-nm для коз против кроликов и Alexa-Fluor-568-nm для коз против курицы.
- Затем промойте срезы 4 раза в течение 10 минут в PBS при перемешивании.
- Закрепите секции на предметных стеклах с помощью монтажного носителя и добавьте защитный накладку. Держите предметные стекла при температуре 4 °C до получения изображения.
- Получение иммунофлюоресценции с помощью эпифлуоресцентного микроскопа и программного обеспечения микроменеджера. Используйте плагин для сшивания с 10-кратной линзой для получения мозаичных изображений ипсилатерального и контралатерального полушарий.
ПРИМЕЧАНИЕ: Окрашивание в негативном контроле, при котором первичное антитело или вторичное антитело было опущено, не показало обнаруживаемой маркировки. Для более детального анализа изображений можно использовать программное обеспечениеFiji 15 для количественной оценки параметров иммуноокрашивания в различных областях, представляющих интерес16.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
Модель CHILD является относительно быстрой и воспроизводимой моделью ЧМТ у педиатрических мышей, а также позволяет варьировать тяжесть и локализацию. Мыши-дети, как и ожидалось, продемонстрировали значительно более длительное время восстановления после закрытой черепно-мозговой травмы (Рисунок 3). При агрегировании когорт (n = 36 фиктивных женщин, n = 140 притворных мужчин, n = 30 женщин G1, n = 55 мужчин G1, n = 32 самки G2, n = 141 самцов G2) наблюдалась задержка во времени коррекции (
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Критические шаги в протоколе
Описанный здесь протокол CHILD требует использования электромагнитного импактора (рис. 2A), который (1) стандартизирует параметры воздействия (скорость, глубина, продолжительность), (2) обеспечивает воспроизводимость внутри и между лабораториями, и (3) легко доступен на рынке. Еще одним важным компонентом является наконечник ударного элемента, который ударяет по голове грызуна. Можно использовать различные вар...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторам нечего раскрывать.
Благодарности
Эта методическая работа была профинансирована Eranet Neuron Neuvasc (Badaut), Agence Nationale de la Recherche Nanospace (Badaut), CNRS IRP IINOVAtion (Badaut) и грантами NIH NINDS No. 1R01NS119605 (Obenaus, Badaut) и 1RF1NS138032 (Obenaus, Territo). Рисунок 1 создан с помощью BioRender.com.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| BSA | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France | A7030 | |
| C57Bl6J mice | Лаборатория Чарльз Ривер Франция CRLF 9 Все. Мулен Бергер, 69130 и Eacute; cully, Франция | Бордо | |
| Электромагнитный импактор | Leica Biosystems, Ричмонд, Иллинойс США | Impact One стереотаксический импактор | |
| Эпифлуоресцентный микроскоп | Olympus, BX41, Center Valley, PA | ||
| Этиленгликоль | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex Франция | 102466 | |
| GFAP первичное антитело | Millipore, Billerica, MA | AB5541 | курица против GFAP |
| вторичное антитело GFAP | Молекулярные зонды, Invitrogen | A11034 | козий против кролика AlexaFluor 488 |
| глицерин | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France | G5516 | |
| Сверхпрочная алюминиевая фольга | Kirkland | RK611 | получена в |
| Cosco Micromanager software | (NIH, США | ||
| первичное антитело NeuN | AbCam, Discovery Drive, Cambridge Biomedical Campus, Кембридж, CB2 0AX, Великобритания | AB128886 | кролика |
| вторичное антитело NeuN NeuN | Молекулярные зонды, Invitrogen | A11041 | козье антикурица AlexaFluor 568 |
| PBS | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France | P5493 | |
| PFA | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France | 1.04003 | |
| Азид | натрияSigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France | 26628-22-8 | |
| Stereotaxic frame - base | KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-Unis | 900-C | |
| Стереотаксическая рама - электродный манипулятор | KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-Unis | 960 | |
| Stereotaxic frame - u-образная рама | KOPF instruments 7324 Elmo St, Tujunga, CA 91042, É tats-unis | 900-U Triton | |
| x-100 | Sigma Aldrich Chimie S.a.r.l 80 Rue de Luzais L'lsle-d'Abeau Chesnes - BP701 38297 Saint-Quentin-Fallavier Cedex France | X100 | |
| Vectashield | Vector laboratories | H-1000-10 | Монтажная среда |
| Vibratome | Leica Biosystems, Ричмонд, Иллинойс США VTS1000 | ||
| Лаборатория Джексона The Jackson Laboratory 600 Main Street Bar Harbor, ME, США 04609 | UCR |
Ссылки
- Dewan, M. C., et al. Estimating the global incidence of traumatic brain injury. J Neurosurg. 130 (4), 1080-1097 (2018).
- Rivara, F. P., et al. Persistence of disability 24 to 36 months after pediatric traumatic brain injury: a cohort study. J Neurotrauma. 29 (15), 2499-2504 (2012).
- Fesharaki-Zadeh, A., Datta, D. An overview of preclinical models of traumatic brain injury (TBI): Relevance to pathophysiological mechanisms. Front Cell Neurosci. 18, (2024).
- Panchenko, P. E., Hippauf, L., Konsman, J. P., Badaut, J. Do astrocytes act as immune cells after pediatric TBI. Neurobiol Dis. 185, 106231(2023).
- Kochanek, P. M., Wallisch, J. S., Bayır, H., Clark, R. S. B. Pre-clinical models in pediatric traumatic brain injury-challenges and lessons learned. Childs Nerv Syst. 33 (10), 1693-1701 (2017).
- Smith, A. M., Grayson, B. E. A strike to the head: Parallels between the pediatric and adult human and the rodent in traumatic brain injury. J Neurosci Res. 102 (7), e25364(2024).
- McNamara, E. H., Grillakis, A. A., Tucker, L. B., McCabe, J. T. The closed-head impact model of engineered rotational acceleration (CHIMERA) as an application for traumatic brain injury pre-clinical research: A status report. Exp Neurol. 333, 113409(2020).
- Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed-head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. J Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).
- Rodriguez-Grande, B., et al. Gliovascular changes precede white matter damage and long-term disorders in juvenile mild closed head injury. Glia. 66 (8), 1663-1677 (2018).
- Ichkova, A., et al. Early cerebrovascular and long-term neurological modifications ensue following juvenile mild traumatic brain injury in male mice. Neurobiol Dis. 141, 104952(2020).
- Badaut, J., et al. Endocannabinoid-mediated rescue of somatosensory cortex activity, plasticity and related behaviors following an early in life concussion. bioRxiv. , (2024).
- Leyba, K., et al. Neurovascular hypoxia after mild traumatic brain injury in juvenile mice correlates with heart-brain dysfunctions in adulthood. Acta Physiol. 238 (2), e13933(2023).
- Obenaus, A., et al. Progressive lifespan modifications in the corpus callosum following a single juvenile concussion in male mice monitored by diffusion MRI. bioRxiv. , (2023).
- Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Clément, T., et al. Juvenile mild traumatic brain injury elicits distinct spatiotemporal astrocyte responses. Glia. 68 (3), 528-542 (2020).
- Drieu, A., et al. Persistent neuroinflammation and behavioural deficits after single mild traumatic brain injury. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (12), 2216-2229 (2022).
- Obenaus, A., et al. A single mild juvenile TBI in male mice leads to regional brain tissue abnormalities at 12 months of age that correlate with cognitive impairment at the middle age. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 32(2023).
- Ryan, E., et al. Traumatic brain injury in children: Glial fibrillary acidic protein and clinical outcomes. Pediatr Emerg Care. 38 (3), e1139-e1142 (2022).
- Czeiter, E., et al. Blood biomarkers on admission in acute traumatic brain injury: Relations to severity, CT findings and care path in the CENTER-TBI study. EBioMedicine. 56, 102785(2020).
- Edwards, K. A., et al. Serum GFAP, NfL, and tau concentrations are associated with worse neurobehavioral functioning following mild, moderate, and severe TBI: A cross-sectional multiple-cohort study. Front Neurol. 14, 1223960(2023).
- Smith, A. M., et al. High-fat diet consumption negatively influences closed-head traumatic brain injury in a pediatric rodent model. Exp Neurol. 379, 114888(2024).
- Hunniford, V. T., et al. A systematic assessment of preclinical multilaboratory studies and a comparison to single laboratory studies. eLife. 12, e76300(2023).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
Теги
