Мы представляем протокол прямой инъекции блуждающего нерва крысам, позволяющий доставлять лекарство непосредственно в нерв без осложнений после инъекции. Этот метод применяется в доклинических неврологических исследованиях с использованием манипуляций с вегетативной нервной системой. Его можно использовать для прямой инъекции нервов в другие нервы у крыс и других видов, с необходимыми модификациями.
Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.
Методическая статья
Протокол прямой инъекции блуждающего нерва для крыс
В этой статье
Краткое содержание
Аннотация
Существует относительное изобилие стратегий и методологий, облегчающих доставку лекарств в центральную нервную систему. Тем не менее, доставка лекарств непосредственно в периферическую нервную систему менее распространена, и в помощь исследователям доступно меньше публикаций с подробными методами. Здесь мы описываем метод прямой инъекции нерва для доставки лекарств в периферическую нервную систему с использованием блуждающего нерва в качестве модельного нерва. Этот метод может быть использован в лечении нарушений вегетативной нервной системы путем нацеливания на левый блуждающий нерв, хотя этот общий метод инъекции может быть экстраполирован на инъекцию других нервов с незначительными модификациями. Этот метод объясняет все важнейшие этапы процедуры микрохирургии у взрослых крыс под наркозом под микроскопом. Описано использование отслеживающего красителя для облегчения мониторинга точности инъекции в режиме реального времени. Приведены иллюстрации успешных и неудачных инъекций. При правильном проведении прямые инъекции блуждающего нерва могут быть проведены безопасным способом, который хорошо переносится крысой без осложнений после родов. Например, после того, как хирурги были обучены этому методу, шесть из шести крыс были успешно введены без каких-либо осложнений. Этот метод прямой инъекции нервов в доклинических исследованиях на крысах способен доставлять агенты (включая, но не ограничиваясь генной терапией) к периферическим нервам.
Введение
Применение правильного метода введения препарата является одним из решающих факторов в достижении успешных терапевтических результатов. Несмотря на обилие методов доставки терапевтических агентов в центральную нервную систему (ЦНС), сообщается лишь о нескольких способах доставки в периферическую нервную систему (ПНС) путем прямого введения нервов. Прямая нервная инъекция, такая как инъекция в ганглии дорсального корешка (DRG) у крыс, была опробована в доклинических исследованиях для лучшего понимания механизмов боли, токсичности лекарств, переноса генов 1,2,3 и разработки общего метода 1,4. Дополнительные сообщения о прямой инъекции нерва включают инъекцию спинномозгового нерва4, инъекцию седалищного нерва1 и инъекцию блуждающего нерва крысам5 и мышам6. Недавно был предложен метод супрахондриальной инъекции для лучшего распределения терапевтических средств в диске зрительного нервау кроликов.
DRG считается идеальным местом для прямой инъекции трансген-загруженных векторов, таких как аденоассоциированный вирус (AAV), из-за сенсорной функции клеточных тел в DRG2. Описаны как хирургические, так и нехирургические методы инъекций DRG 1,8. Однако были сделаны противоречивые выводы о согласованности результатов с безоперационным методом инъекции DRG1. Хирургический метод, включающий частичную ламинэктомию, был признан на 100% успешным для инъекции DRG крысам без каких-либо изменений в поведенческих исходах3, а также метод с частичной остеотомией у мышей9. В нескольких исследованиях сообщается о методах доставки лекарств с помощью инъекций DRG, которые использовались в доклинических исследованиях генной терапии на крысах и мышах 1,2,10. Исследования генной терапии на основе векторов с использованием локализованных инъекций могут иметь следующие преимущества: снижение экспрессии вне мишени, снижение системной токсичности, а также уменьшение вирусной нагрузки и объемов инъекций, снижение риска иммуногенных осложнений11,12.
Метод прямой инъекции в седалищный нерв, самый длинный нерв тела, был опробован путем обнажения правого седалищного нерва на уровне средней части бедра крысы. В методе использовалась вытянутая стеклянная пипетка, оснащенная системой впрыска, управляемой микропроцессером, для введения общего объема 10 мкл красителя со скоростью потока 1,2 мкл/мин1. Этот эксперимент показал недостаточное распределение красителя до уровня DRG, причем распределение было в основном ограничено вокруг места инъекции. Аналогичным образом, другие методы прямых инъекций нервов, такие как инъекции спинномозговых нервов, были опробованы с использованием красителя для оценки соответствующего объема инъекции и характера распределения красителя у крыс. Предполагается, что оптимальным для инъекции спинномозгового нерва является 2 мкл, в то время как 3 мкл красителя при введении DRG показали распределение как в дорсальных, так и в вентральных ганглиях корешков у крыс1. Сообщалось, что объем для инъекции DRG мышам является оптимальным от 1,0 мкл до 1,5 мкл в зависимости от штамма и размера тела 2,9.
Метод прямой инъекции блуждающего нерва был использован у крыс5 и мышей6 для оценки роли повреждения нервной системы или клеточной целостности в переносе человеческого α-синуклеина. Эти два исследования, проведенные одной и той же группой исследователей, описывают краткий метод прямого введения векторов AAV в левый блуждающий нерв в шейной области. У крыс метод включал в себя стеклянный капилляр с диаметром наконечника 60 мкм для введения вектора 2 мкл со скоростью потока 0,5 мкл/мин с помощью шприца Гамильтона объемом 5 мкл. Мышам вводили векторный раствор в общем объеме 750 нл со скоростью потока 160 нл/мин с помощью иглы из тупой стали 36-G, установленной на шприц NanoFil объемом 10 мкл6. Эти эксперименты показали, что трансген доставлялся и экспрессировался в аксонах в мосту и среднем мозге крыс и мышей. Аналогичным образом, дорсальное моторное ядро левого блуждающего нерва показало положительную иммунную реакцию на трансген. Эти данные свидетельствуют о том, что метод прямой инъекции блуждающего нерва может быть надежным методом в генной терапии, при которой клеточная трансдукция распространяется на несколько участков мозга, которые проецируют аксоны через блуждающий нерв. Однако эти методы не упоминают об использовании какого-либо красителя для отслеживания точности инъекции.
Здесь описан метод прямой инъекции в левый блуждающий нерв с использованием нетоксичных красителей для слежения, которые в значительной степени применимы исследователями в доклинических исследованиях. Обсуждаются потенциальные подводные камни, которые могут вызвать трудности в доставке лекарств, и пути их преодоления. Эти ситуации иллюстрируются картинками, чтобы показать, что делает доставку неудачной и как сделать ее успешной.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Протокол
Следующий протокол проводится в соответствии с руководящими принципами институциональной этики и одобрением Институционального комитета по уходу за животными и их использованию (IACUC).
1. Подготовка жилья
ПРИМЕЧАНИЕ: Этот протокол предназначен для взрослых крыс в возрасте не менее 2 месяцев. Более мелкие животные (включая мышей и молодых крыс) возможны, но не рекомендуются и будут значительно сложнее.
- Обеспечьте вас влажным кормом или любой другой мягкой пищей (ветеринарным восстановительным гелем) за 48 часов до операции на блуждающем нерве. Поскольку животные могут испытывать трудности с приемом пищи после процедуры, познакомьте животных с этими продуктами до операции, чтобы помочь им познакомиться со вкусом этих продуктов и вызвать мотивацию к еде.
- Домашних крыс по отдельности в клетке не менее чем за 1 неделю до операции, а также через 1 неделю после операции. Это позволит им акклиматизироваться к стрессу от одиночества и предотвратить расчесывание ран после операции однопометника.
2. Подготовка хирургических изделий и помещения
- Заранее составьте список всех необходимых предметов и убедитесь, что все предметы доступны для операции.
- Перед операцией простерилизуйте все предметы с помощью соответствующих методов стерилизации.
- Установите стерильное операционное пространство под препарирующим микроскопом. Поместите грелку под микроскоп, чтобы крыса оставалась в тепле во время операции.
- Поместите все хирургические материалы на операционный стол на стерильную простыню. Оставьте достаточно места для операции под препарирующим микроскопом. Убедитесь, что фокус микроскопа оптимален и охватывает операционную область, чтобы визуализировать нерв.
- Поместите шприцевой насос близко к хирургическому этапу так, чтобы длина трубки была достаточной для достижения места инъекции.
- Расположите хирургические инструменты сбоку от доминирующей руки хирурга.
3. Приготовление смеси препарата-кандидата и красителя для слежения
- Убедитесь, что лекарственный препарат-кандидат разбавлен для достижения требуемой концентрации в рекомендуемом разбавителе таким образом, чтобы 5 мкл лекарственного препарата, смешанного с красителем, дают необходимое количество лекарственного препарата-кандидата, которое должно быть доставлено. Максимальный объем инъекции методом прямого блуждающего нерва рекомендуется составлять 5 мкл (включая отслеживающий краситель, см. шаг 3.2).
- Смешайте совместимый краситель с препаратом-кандидатом, чтобы можно было отслеживать точность инъекции в режиме реального времени. Например, конечная концентрация 1% Luxol Fast Blue или 0,002% флуоресцеина являются совместимыми красителями для использования.
ВНИМАНИЕ: Используйте краситель в его оптимальной концентрации в смеси красителя и потенциального препарата. Когда концентрация красителя в смеси слишком низкая, может быть не видно следа за инъекцией. Когда концентрация красителя слишком высока, это может привести к образованию слишком густой смеси с высокой вязкостью, что заблокирует иглу для инъекции.
4. Загрузка смеси препарата-кандидата и красителя в трубку
- Подсоедините стеклянный шприц объемом 100 мкл со снятым поршнем к игле 27 G.
- Подсоедините один конец стерилизованной полиэтиленовой трубки длиной около 45 см к игле 27 G.
- Возьмите пластиковый шприц объемом 3 мл и установите на него иглу 27 G. Загрузите в шприц около 0,5 мл 0,9% физиологического раствора.
- Заполните полиэтиленовую трубку 0,9% физиологическим раствором с открытого конца, чтобы заполнить трубку по всей длине и весь цилиндр стеклянного шприца до тех пор, пока он не выльется наружу.
ПРИМЕЧАНИЕ: Крайне важно избегать попадания пузырьков воздуха внутрь трубки. - Извлеките и выбросьте шприц объемом 3 мл и иглу.
- Вставьте поршень шприца в цилиндр стеклянного шприца и слегка протолкните его вперед вверх до середины цилиндра.
- Поместите стеклянный шприц в шприцевой насос.
- Слегка отведите поршень назад с помощью шприцевого насоса, чтобы создать воздушное пространство около 1,5 см на открытом конце по длине трубки.
- Пипеткой объемом 10 мкл пипетки нанесите не менее 5 мкл смеси красителя и потенциального препарата и капните ее на стерилизованный кусок парапленки.
- Извлеките нужную лекарственную смесь в трубку, потянув поршень назад с помощью шприцевого насоса. Поддерживайте пузырь воздуха между 0,9% физиологическим раствором и раствором для инъекций, но в противном случае избегайте улавливания пузырьков воздуха внутри раствора для инъекций. Отметьте маркером уровень инъекционной смеси в трубке.
ПРИМЕЧАНИЕ: Воздушный зазор между смесью кандидата на лекарственный препарат и красителем и стерильным физиологическим раствором внутри трубки имеет решающее значение для предотвращения смешивания двух растворов. - Установите иглу 35 G на трубку. Закрепите иглу на чистой поверхности операционного этапа с помощью скотча так, чтобы игла не ослабла, не двигалась и не касалась ничего другого, а оставалась стерилизованной
5. Грунтовка инъекционной иглы
- Установите программу шприцевого насоса на дозирование 0,5 μл/мин.
- Запустите шприцевой насос примерно на 10-15 с, пока раствор для инъекций не начнет выходить из кончика иглы. Небольшое количество смеси на кончике иглы без утечки на стыке трубки и инъекционной иглы (или в любом другом месте по длине шприца, трубки или иглы) указывает на правильную установку.
ПРИМЕЧАНИЕ: Если крошечная капелька на кончике иглы не видна, это указывает на закупорку иглы. Закупорка иглы может произойти из-за высокой вязкости смеси лекарственного препарата и красителя, избытка воздуха, попавшего в систему, и неправильного расположения стеклянного шприца внутри шприцевого насоса. На рисунке 1 приведен пример утечки в месте соединения иглы и трубки. Прайминг имеет решающее значение, потому что он помогает определить, свободна ли игла и будет ли инъекция внутри нерва проходить гладко.
6. Подготовка крысы к операции
- Получить массу тела крысы для расчета необходимой дозы анальгетиков. Например, карпрофен применяют в дозе 5 мг/кг подкожно крысам.
ПРИМЕЧАНИЕ: Перед инъекцией карпрофен рекомендуется хранить при температуре 4 °C. - Обезболивайте крысу искоферосом изофлурана со скоростью потока 3%-4% для индукции анестезии в течение примерно 2-3 минут. Уменьшите скорость потока изофлурана примерно до 1,75%-2% для поддержания анестезии.
- Пересадите крысу на отдельный стол с установкой для эпиляции и подготовки участка. Убедитесь, что этот стол находится близко к операционному пространству.
- Нанесите искусственную слезотечную мазь на оба глаза крысы, чтобы предотвратить чрезмерную сухость.
- Вводите анальгетики в соответствии с утвержденным протоколом для животных для контроля боли, когда крыса приходит в сознание.
- Побрейте операционную область машинкой для стрижки волос на вентральной стороне шеи в шейной области. Брейте примерно до 2 см перпендикулярно от средней линии с обеих сторон от подбородка до грудины.
- Простерилизуйте участок с помощью 70% этилового спирта и 10% бетадина, трижды протерев участок поочередно спиртовым тампоном и повидон-йодом. Протрите от центра области к краям круговым узором.
- Перенесите крысу в операционный этап под микроскопом в положении лежа на спине. Отрегулируйте фокус микроскопа, чтобы визуализировать область операции в шейном отделе.
7. Проведение операции на крысах для введения кандидата непосредственно в левый блуждающий нерв (Рисунок 2, Рисунок 3 и Рисунок 4)
ПРИМЕЧАНИЕ: Эта часть метода потребует помощи хирурга со стороны второго человека.
- Поместите крысу на грелку в лежачем положении под препарирующий микроскоп, связанный с установленным фонарем.
- Зацепите зубы передней верхней челюсти крысы куском нерассасывающегося шовного материала и зафиксируйте открытый конец шва внутри носового конуса так, чтобы ноздря крысы всегда находилась внутри носового конуса на протяжении всего наркоза.
- Расположите крысу так, чтобы ее голова лежала с левой стороны от хирурга-правши (или с правой стороны хирурга-левши). В таком положении лицевая сторона хирурга перпендикулярна телу крысы. Подложите под шею подушку из стерилизованного калибра и отрегулируйте угол шейного отдела крысы так, чтобы шейный отдел стал прямым. Это облегчит обнаружение левого блуждающего нерва и выполнение инъекции.
- Накидывайте стерилизованную простыню на все тело крысы, оставляя операционное пространство открытым.
- Закрепите четыре втягивающих штифта по отдельности с помощью 4 магнитных фиксаторов с эластомерами и разместите фиксаторы на четырех углах хирургической стадии.
- Введите местные анестетики эпидермально по средней линии шейного отдела, где сделан разрез. Например, обычно используется смесь лидокаина и бупивакаина.
- Сделайте продольный разрез кожи длиной около 2 см по средней линии между подбородком и грудиной лезвием скальпеля на вентральной стороне шеи в шейном отделе (рисунок 3А).
- Тупыми отсоедините срезанные края кожи стерилизованными ватными кончиками.
- Отведите края кожи в противоположные стороны от места разреза с помощью наконечников-ретракторов.
- Отделите фасию ватными кончиками, чтобы углубиться. Оттолкните слюнные железы к боковой стороне.
- Отделите грудино-сосцевидные мышцы ватными кончиками и отведите их в сторону с помощью булавок. По мере того, как отделение грудино-сосцевидной мышцы продвигается вширь, трахея оказывается посередине, покрытая грудиновидной мышцей (рисунок 3B).
ПРИМЕЧАНИЕ: Будьте осторожны, чтобы не оказывать давление на трахею. - Продвигайте разделение тканей на левой стороне трахеи крысы до тех пор, пока не появится сонная артерия, которая содержит общую сонную артерию, идущую вместе с левым блуждающим нервом.
- Тонкими щипцами аккуратно проделайте небольшое точечное отверстие в каротидной оболочке, уделяя особое внимание тому, чтобы не травмировать сонную артерию под микроскопом. Отделите левый блуждающий нерв от общей сонной артерии с помощью тонких щипцов.
ПРИМЕЧАНИЕ: Операционная область является анатомически критической. Стенка сонной артерии толстая, скользкая и не легко травмируется, но острый кончик тонких щипцов может повредить ее, и может произойти кровотечение. При этом будьте внимательны, чтобы не травмировать нерв. - После того, как нерв будет отделен от артерии щипцами, используйте изогнутую иглу 25 G, установленную на шприце объемом 1 мл от этого отверстия, чтобы «зацепить» нерв и удерживать нерв недоминантной рукой (Рисунок 4A).
ПРИМЕЧАНИЕ: Кончик изогнутой иглы сделан тупым, чтобы не травмировать нерв и артерию. Угол кривизны кончика иглы изготавливается на заказ примерно до 90° с помощью гемостата (Рисунок 2). - Доминирующей рукой держите иглу, заряженную смесью кандидата на лекарственный препарат и краситель, и осторожно уколите нерв в том же направлении, в котором проходит нерв, так, чтобы скос иглы был направлен вверх.
- Для легкого укола держите нерв прямо, осторожно потянув за него с помощью крючка 25 G. Введите иглу в нерв и продвигайтесь вперед, более чем на 0,5 см, при этом держа иглу параллельно блуждающему нерву. Затем слегка оттяните назад так, чтобы внутри нерва осталось около 0,4-0,5 см иглы.
ПРИМЕЧАНИЕ: Угол иглы должен быть достаточно небольшим, чтобы проникнуть внутрь нерва, не проходя через другую сторону.
- Для легкого укола держите нерв прямо, осторожно потянув за него с помощью крючка 25 G. Введите иглу в нерв и продвигайтесь вперед, более чем на 0,5 см, при этом держа иглу параллельно блуждающему нерву. Затем слегка оттяните назад так, чтобы внутри нерва осталось около 0,4-0,5 см иглы.
- Могут быть случаи, когда игла беспрепятственно выходит за пределы нерва во время прайминга, но смесь препарата и красителя-кандидата не проходит гладко внутри нерва. Чтобы избежать такой ситуации, ограничьте количество уколов нерва одной иглой не более 3 раз. Если игла затупится, шансы на блокировку или иную некачественную инъекцию возрастут.
- Убедитесь, что игла полностью находится внутри нерва. Удерживайте положение неподвижно и включите шприцевую помпу.
ПРИМЕЧАНИЕ: Внимательно проверьте место инъекции, чтобы убедиться, что смесь препарата и красителя не вытекает обратно из нерва. - Пока идет инъекция, постоянно проверяйте, чтобы инфузия оставалась внутри нерва и протекала плавно. С помощью метки, сделанной на инфузионной трубке, следует следить за движением лекарственно-красящей смеси от начальной точки.
- Если смесь препарата и красителя течет неравномерно, вытащите иглу и повторите этап грунтовки (шаг 5.2). Затем снова введите иглу в нерв и возобновите инфузию.
- Нерв начинает приобретать цвет красителя (рисунок 4B). Продолжайте инфузию со скоростью 0,5 мкл/мин в течение 10 мин, чтобы настоять все 5 мкл смеси кандидата на лекарственный препарат и краситель.
ПРИМЕЧАНИЕ: Рекомендуется орошать открытые ткани небольшим количеством теплого 0,9% стерильного физиологического раствора по мере необходимости, чтобы предотвратить чрезмерную сухость и повреждение. - После того, как 5 мкл были введены и шприцевая помпа остановлена, удерживайте иглу на месте еще на 1 минуту, чтобы вся смесь потенциального препарата и красителя распространилась из места инъекции. Извлеките иглу.
- Снимите изогнутую иглу 25 G. Используйте стерильные ватные кончики, чтобы аккуратно переместить салфетки на исходное место. Снимите кончики втягивающего устройства.
- Закройте рану нерассасывающимся швом (также можно использовать рассасывающийся шов). При необходимости нанесите небольшое количество тканевого клея между швами, чтобы идеально закрыть рану.
8. Послеоперационный уход за крысой
- Внесите около 3 мл 0,9% теплого физиологического раствора подкожно после закрытия раны. Это помогает крысам немедленно восстановить водный баланс.
- Поместите крысу в источник тепла до тех пор, пока она полностью не оправится от анестезии до нормального состояния. Обратите внимание на все, что наблюдается в процессе выздоровления.
ПРИМЕЧАНИЕ: продолжительность восстановления может быть больше, если процедура инъекции нерва занимает много времени. - Пересадите крысу в домашнюю клетку с влажным кормом на полу клетки. Убедитесь, что вода всегда доступна. Наблюдайте за крысой после операции в течение примерно 2 часов, чтобы убедиться, что крыса не чувствует холода.
ПРИМЕЧАНИЕ: Поместите крысу в источник тепла на дополнительные часы, если она чувствует холод. - Наблюдайте за крысой через 12 ч, 24 ч, 36 ч, 48 ч и 72 ч после операции с письменными заметками наблюдений. Повторяйте анальгетики в соответствии с утвержденным протоколом для животных для контроля боли. Например, карпрофен вводят из расчета 5 мг/кг подкожно два раза с интервалом 24 ч. Обратитесь к ветеринару, если боль сохраняется у крысы более 48 ч.
- Повторите подкожную инъекцию около 3 мл 0,9% теплого физиологического раствора через 24 ч в зависимости от состояния крысы.
- Продолжайте осматривать рану. Убедитесь, что рана сухая и находится в процессе заживления.
ПРИМЕЧАНИЕ: Покраснение, отек и болезненное состояние раны с бездействием и тупостью крысы могут быть признаком воспаления раны и могут потребовать дополнительной консультации ветеринара. Крыса с болью будет иметь сгорбленную спину, взъерошенную шерсть, красные глаза и малоподвижное состояние. Обычно он находится в углу клетки. - Снимите нерассасывающиеся швы в течение 2 недель после заживления раны.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Результаты
В настоящем исследовании использовались шесть взрослых крыс (3 самца и 3 самки). Из шести крыс одну крысу вводили несколько раз, чтобы продемонстрировать состояние неудачной инъекции, которое показывает диффузию красителя вокруг места инъекции (рисунок 5A). У всех остальных крыс наблюдалась плавная инъекция и окрашивание нервов, как показано на рисунках 4B и 5B.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Обсуждение
Метод прямой инъекции в левый блуждающий нерв может быть выполнен безопасно и без послеоперационных осложнений у крыс. Доставка лекарств к блуждающему нерву может быть использована для воздействия на вегетативную нервную систему (ВНС). Это включает в себя определенные критические шаги, которые требуют практики и умеренной или высокой степени хирургического мастерства.
Эта хирургическая процедура требует сбалансированной общей анестезии у крыс. Хирург стремитс...
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Раскрытие информации
Авторы NR и XC не имеют конфликта интересов. RMB и SJG являются изобретателями интеллектуальной собственности, связанной с передачей генов в ВНС с помощью инъекций блуждающего нерва (патент США #11,753,655). SJG и RMB получали доход от роялти от Taysha Gene Therapies, а SJG получала доход от консалтинга от Taysha Gene Therapies.
Благодарности
Мы хотели бы поблагодарить Юго-западный центр ресурсов для животных Техасского университета за организацию помещения для крысиных хирургий. Финансирование этой работы было предоставлено SJG ИЗ СЛЕДУЮЩИХ ИСТОЧНИКОВ: NIH/NINDS R01 NS087175, Hannah's Hope Fund и Taysha Gene Therapies.
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Материалы
| Имя | Компания | Каталожный номер | Комментарии |
|---|---|---|---|
| 1 мл BD Туберкулиновый шприц со съемным 25 г x 5/8 дюйма. Игла | Becton, Dickinson and Company | Артикул:309626 | Используется для соединения с изогнутой иглой для вытягивания блуждающего нерва и удержания его в момент инъекции. |
| 0,5% бупивакаина гидрохлорид для инъекций | Hospira | NDC 0409-1162-19 | Местные анестетики, используемые для обезболивания местных тканей. |
| 100 мл 0,9% хлорида натрия Ирригация USP | Stericare | Solutions Артикул #6240 | Нормальный физиологический раствор, используется для регидратации крыс и тканей. |
| 20 тупых, ретракторных наконечников, 7,5 мм | Kent Scientific Corporation | Surgi 5018 | Используется для разъединения и удержания тканей во время операции. |
| 3 мл шприц BD-Luer-Lok, стерильный, одноразовый | Becton, Dickinson and Company | Артикул # 309657 | Используется для введения физиологического раствора крысе и заполнения физиологического раствора в полиэтиленовую трубку. |
| AK-Fluor10% | Akorn | NDC 17478-253-10 | Флуоресцеиновый краситель, видимый внутри нерва. Используется для отслеживания точности впрыска. |
| Весы для взвешивания животных Kent | Scientific Corporation | SCL 4000 | Используются для измерения массы тела крысы. |
| Хирургические перчатки Ansell ENCORE Perry Style 42 PF Перчатки | Ansell | ASTM D3577 | Sterilie, они используются во время операции хирургом. |
| Мазь с искусственными слезами 3,5г | Pivetal | NDC 46066-753-55 | Используется в глазах для предотвращения чрезмерной сухости глаз. |
| Бэби-Микстер Гемостат | Fine Science Tools | 13013-14 | Используется для остановки кровотечения в случае чрезвычайной ситуации. Также используется для сгибания 25 G x 5/8" в иглу. |
| BD Intramedic PE Tubing | Becton, Dickinson and Company | 14-170-12A | Используется в системе установки инъекций для соединения с иглой Hamilton и иглами NanoFil. Он также удерживает инъекционную смесь. |
| BD Precison Glide Needle, 25 G x 5/8" | Becton, Dickinson and Company | REF#305122 | Используется для введения физиологического раствора крысам и для изготовления изогнутой иглы. |
| Игла для скольжения BD Precison, 27 G x ½ " | Becton, Dickinson and Company | REF#301629 | Используется для заполнения стерильного физиологического раствора в внутрикожной трубке BD. |
| Бенчмарк Accuris » ДалееПетте" Микростартовый набор для пипеток переменного объема включает 4 пипетки: 10/20/200/1000 и мкм; L, плюс подставка | MilliporeSigma | BMSP7700S1 | Используется для пипетирования стерильного раствора. |
| Бетадин, Повидин Йод 10% | Honestmed | 67618015017 | Используется для дезинфекции операционной области. |
| Раствор карпрофена для инъекций 50 мг/мл | Предоставлено компанией Covtrus (6451506845) | SKU 591149 | В нашем случае мы использовали разведенный карпрофен в дозе 5 мг/кг, предоставленной Центром ресурсов для животных Юго-западного медицинского центра Техасского университета. |
| Изогнутая игла (изготовлена на заказ) | Becton, Dickinson and Company | REF#305122 | BD PrecisionGlide 25 G x 5/8" в игле изогнута на 90 градусов с помощью гемостата. Кончик иглы делается тупым. Перед использованием его нужно простерилизовать. Он используется для зацепления блуждающего нерва и удержания его в момент отделения и инъекции. |
| Препарирующий микроскоп | Motic | SMZ-171-BLED (Бинокль с подсветкой) | Используется для увеличения крификальной анатомической области в момент отделения блуждающего нерва, инжецитона, а также для проверки утечки инъекции. |
| Простыня | Dynarex | Reorder#8122 | Используется в качестве драпировки после стерилизации. |
| Аппликаторы Dukal с хлопковым наконечником, нестерильные | Dukal | Артикул 9003 | Используется для притупления разделения тканей, необходимо стерилизовать перед использованием. |
| Dumont #7 - Тонкие щипцы | Fine Science Tools | 11274-20 | Используется для отделения левого блуждающего нерва от общей сонной артерии. Он изогнутый, поэтому удобен в использовании. |
| Ethicon PDS II Шовная нить из неокрашенной мононити - ШОВ, 4/0 18 PDS II CLR MONO PS | Ethicon | VA - Z682G | Используется для наложения швов на рану. |
| Этилон нейлоновый шовный материал черная мононить | Ethicon | 1856G | Используется при наложении швов на рану, если используется неабсорбционный шов. Также используется для зацепления крысиного зуба для фиксации носа внутри носового конуса. |
| Тонкие щипцы - зеркальная отделка | Fine Science Tools | 11412-11 | Используется во время отделения блуждающего нерва от общей сонной артерии. Это прямо. |
| Тонкие ножницы - Острые | инструменты для тонкой науки | 14060-09 | для резки ткани. |
| Чистящий раствор Hamilton | Hamilton | HT18311 | Используется для очистки Hamilton после использования. |
| Игла Hamilton, 27G, маленькая игла Hub RN, 2", PT3, 6/PK | Hamilton | 7762-01 | Используется для подключения BD Intramedic™ Полиэтиленовые трубки. |
| Шприц Гамильтона, 710RN | Hamilton | 7638-01 | Используется для удержания препарата во время инъекции блуждающего нерва. |
| Инсулиновый шприц | EXEL INT, Comfort point | REF 26027 | Используется для инъекций карпрофена и местных анестетиков. |
| Лидокаин 2% Инъекции | Covetrus | Reorder#002468 | Используется для смешивания с Бупивакаином и введения в область разреза. |
| Luxol Fast Blue MBSN | Acros Organics | 212170250 | красителя, видимого внутри нерва, используется для смешивания с препаратом, чтобы была видна инъекционная смесь. |
| Стерилизатор микрошариков со стеклянными бусинами | Инструменты для тонкой науки | Артикул 18090-46 | Используется для стерилизации хирургических инструментов в перерывах между операциями на крысах. |
| Иглы NanoFil-NF35BV-2 | World Precision Instrument | NC9708956 | Используется для введения смеси лекарств и красителей внутрь блуждающего нерва. |
| Иглодержатели Olsen-Hegar с фрезами для швов | Fine Science Tools | 12002-12 | Используются при наложении швов на раны. |
| Лабораторная упаковочная пленка Parafilm M, 4 дюйма x 125 футов, 1 рулон в коробке, 12 штук | Honestmed | PM # 996 | Используется для удержания аликвотированных 5 мкл смеси лекарственного средства и красителя, чтобы загрузка смеси лекарственного средства и красителя во внутрикожную трубку BDTM была точной. |
| Спиртовые салфетки PDI | Honestmed | NDC 10819-3914-2 | Используются для дезинфекции хирургической области. |
| Марлевые губки Premium Care Sterile Type VII, 8-слойные, 2" x 2" | Dukal | Item C5119 | Используется в качестве кушона под шеей крысы во время операции. |
| Пресса n Пищевая пленка для тюленей | Glad | Используется для покрытия крысы во время операции в виде простыни. | |
| Набор ретракторов для крыс | Kent Scientific Corporation | Surgi 5002 | Используется для того, чтобы разрез оставался открытым, чтобы можно было легко отделить блуждающий нерв от сонной артерии. |
| RightTemp младший | Kent Scientific Corporation | 20,3 см Ш x 25,4 см Д (8 дюймов Ш x 10 дюймов Д), используется для согревания крыс. | |
| S& Т-образные щипцы - Наконечники SuperGrip | Fine Science Tools | 00632-11 | Используются во время наложения швов для удержания тканей без повреждений. |
| S& T Щипцы для завязывания швов | Fine Science Tools | 00272-13 | Используются для затягивания шва. |
| Лезвие скальпеля #15 | Fine Science Tools | 10015-00 | Используется для выполнения разреза на коже на вентральной стороне шеи. |
| Ручка скальпеля-#7 | Fine Science Tools | 10007-12 | Используется для удержания лезвия скальпеля. |
| Насос для шприцев& | nbsp; KD Scientific | 78-81-8052GL | Серийный #D107034, модель #LEGATO-180, представляет собой программируемый насос, который может перекачивать небольшой объем смеси по программе. |
| TipOne Filter Tip Refill Starter Systems | США Научный | предмет #1120-3510 | Используется для пипетирования смеси препарата и красителя. |
| Вапорайзер для изофлурана, заполненный воронкой | Kent Scientific Corporation | Vetflow 1231 | Используется для обезболивания крыс. |
| Тканевые клеи Vetbond | 3M Science Applied to Life | ID B00016067 | Используются для герметизации тканей на месте порезанной раны, если наложение швов не идеально. |
| Wahl BravMini+ Профессиональный набор аккумуляторных машинок для стрижки | Kent Scientific Corporation | CL7300-Kit | Используется для стрижки шерсти крыс. |
Ссылки
- Fischer, G., et al. Direct injection into the dorsal root ganglion: Technical, behavioral, and histological observations. J Neurosci Methods. 199 (1), 43-55 (2011).
- O'donnell, M., Fontaine, A., Caldwell, J., Weir, R. Direct dorsal root ganglia (drg) injection in mice for analysis of adeno-associated viral (AAV) gene transfer to peripheral somatosensory neurons. J Neurosci Methods. 411, 110268(2024).
- Puljak, L., Kojundzic, S. L., Hogan, Q. H., Sapunar, D. Targeted delivery of pharmacological agents into rat dorsal root ganglion. J Neurosci Methods. 177 (2), 397-402 (2009).
- Rueter, L. E., Kohlhaas, K. L., Curzon, P., Surowy, C. S., Meyer, M. D. Peripheral and central sites of action for a-85380 in the spinal nerve ligation model of neuropathic pain. Pain. 103 (3), 269-276 (2003).
- Ulusoy, A., et al. Neuron-to-neuron alpha-synuclein propagation in vivo is independent of neuronal injury. Acta Neuropathol Commun. 3, 13(2015).
- Helwig, M., et al. Brain propagation of transduced alpha-synuclein involves non-fibrillar protein species and is enhanced in alpha-synuclein null mice. Brain. 139 (Pt 3), 856-870 (2016).
- Chiang, B., et al. Development of a novel suprachoroidal-to-optic-nerve (scone) drug delivery system. Drug Deliv. 31 (1), 2379369(2024).
- Ferrari, L. F., Cunha, F. Q., Parada, C. A., Ferreira, S. H. A novel technique to perform direct intraganglionar injections in rats. J Neurosci Methods. 159 (2), 236-243 (2007).
- Yuan, X. M., et al. Rapid injection of lumbar dorsal root ganglia under direct vision: Relevant anatomy, protocol, and behaviors. Front. Neurol. 14, 1138933(2023).
- Mason, M. R., et al. Comparison of AAV serotypes for gene delivery to dorsal root ganglion neurons. Mol Ther. 18 (4), 715-724 (2010).
- Arjomandnejad, M., Dasgupta, I., Flotte, T. R., Keeler, A. M. Immunogenicity of recombinant adeno-associated virus (AAV) vectors for gene transfer. BioDrugs. 37 (3), 311-329 (2023).
- Ertl, H. C. J. Immunogenicity and toxicity of AAV gene therapy. Front Immunol. 13, 975803(2022).
- Wayman, C., et al. Performing permanent distal middle cerebral with common carotid artery occlusion in aged rats to study cortical ischemia with sustained disability. J Vis Exp. (108), e53106(2016).
Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.
Перепечатки и разрешения
