Методическая статья

Выделение и идентификация штаммов бактерий из кожи наземных амфибий

DOI:

10.3791/67862

⸱

17 июня 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1Department of Life, Health, and Environmental Sciences (MeSVA), University of L'Aquila

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Это метод отбора проб и выделения культивируемых бактерий из микробиоты кожи европейских плетонтидовых саламандр (род Speleomantes). Здесь мы представляем протокол отбора проб кожи саламандры с помощью тампонов и их обработки с использованием культивируемых подходов. Мы описываем отбор проб, выделение и создание аксенической культуры с характеристикой бактериального штамма.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Микробиота является жизненно важным элементом высших организмов, при этом микробиота кожи вносит значительный вклад в защиту организма от внешних факторов. Не существует стандартного метода отбора образцов кожных микробных сообществ Speleomantes (Amphibia: Plethodontidae) для подхода к культивированию микроорганизмов. Чтобы решить эту проблему, мы разработали практический протокол изоляции бактерий от кожи человека и передовую практику обработки и хранения образцов. Шаги просты: тампоны хранятся в физиологическом растворе с добавлением глицерина после взятия пробы. После переноса в лабораторию тампоны можно хранить при температуре +4 °C не более 10 дней, чтобы обеспечить целостность микробного сообщества. Это исследование дает интересные сведения об изучении кожной микробиоты наземных видов амфибий, таких как те, которые принадлежат к роду Speleomantes. Такой подход способствует внедрению, мониторингу и сохранению мер, находящихся под угрозой исчезновения, и может улучшить знания о функции микробиоты в здоровье и экологии амфибий. Этот протокол также может иметь более широкое значение для исследований микробиома во многих сценариях сохранения дикой природы.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Все организмы содержат на своих эпителиальных поверхностях, в тканяхи органах различные микробные симбионты. Кожа является основным связующим звеном между хозяином и окружающей средой, обеспечивая среду обитания для различных микроорганизмов. Кожа является самым крупным органом позвоночных животных и действует как барьер для механической, химической и микробной агрессии3. Тем не менее, такое широкое воздействие на кожу условий окружающей среды, вероятно, делает ее наиболее важным экологическим рубежом, который опосредует взаимодействие организма с внешними биотическими и абиотическимифакторами.

Микробиота кожи амфибий интенсивно изучалась в последнее десятилетие, и взаимоотношения между этим микробным сообществом и его хозяином были глубоко изучены 5,6,7,8,9,10. Биоразнообразие микробиоты кожи в значительной степени определяется типом хозяина (т.е. видоспецифичным сообществом), но дополнительные факторы окружающей среды могут способствовать более высокому межвидовому разнообразию11. Микробиота кожи земноводных имеет состав, отличающийся от других животных. Известно, что амфибии, как было показано, имеют мутуалистические отношения с микробами кожи, будучи способными биосинтезировать антимикробные соединения или защищать своего хозяина от новыхинфекционных заболеваний.

Выделение бактерий из кожи обычно достигается после выполнения различных этапов. Первый шаг включает в себя получение репрезентативной коллекции образцов с помощью тампонов и предотвращение внешнего загрязнения. Образцы микроорганизмов суспендируются в стерильном физиологическом растворе или буфере. Добавление суспензийных жидкостей продукторами (например, глицерином) может улучшить целостность бактериального сообщества во время лабораторного переноса13,14. После передачи в лабораторию образцы могут быть обработаны сразу или через короткое время для поддержания целостности микробного сообщества. Классический микробный подход включает в себя обработку образцов путем серийного разбавления для снижения микробной плотности и обеспечения лучшего разделения колоний на чашках Петри. Затем образцы и серийные разведения наносят на неспецифичные, неселективные среды, такие как агар Лурия-Бертани (LBA)15, триптическая соя (TSA)16, экстракт триптонных дрожжей агар (TYEA)17,18,19 или питательные вещества (NA)20, которые поддерживают рост широкого спектра бактерий. Неселективное обогащение при отборе проб и обработке используется, так как необходимо культивировать широкий спектр микробов. Полосчатый или раскидной пластинчатый метод равномерно распределяет микробную суспензию по поверхности агара21. Равномерное распределение позволяет различным видам микробов, присутствующим в образце, образовывать отдельные колонии. После инкубации при 20-37 °C в течение 2-7 дней колонии микробов подсчитывают и различают на основе морфологии. Морфологическая характеристика бактериальной колонии проводилась на основе пигментации, формы, рельефа, края, помутнения и поверхности. Хорошо изолированные колонии при самых высоких разведениях субкультивируются в свежие агаровые планшеты для очистки микробных культур. Чистота колоний обеспечивается на основе однородности клеток и сродства к окрашиванию по Граму. Также может быть проведен ряд биохимических или молекулярных тестов для проверки чистотыколоний22. Чистые культуры выделенных штаммов можно хранить либо на наклонных агарах при температуре 4°С для кратковременного использования, либо хранить в течение длительного времени при -80°С в криопротекторах (например, соотношение глицерина к среде 20:80 или 50:50)23.

В этом протоколе мы сообщаем о передовом подходе к выделению бактерий из микробиоты кожи пещерных саламандр Speleomantes , строго наземных амфибий, которые могут жить как в поверхностной, так и в подземной среде24. Учитывая отсутствие в литературе универсально применяемых протоколов, данное исследование было направлено на разработку передовой практики отбора проб и сохранения образцов кожной микробиоты этих наземных амфибий. Чтобы проверить этот протокол, мы использовали в качестве модели итальянскую пещерную саламандру (Speleomantes italicus), взяв образцы 12 особей из пещерной популяции, расположенной в Абруццо (Италия). Особей собирали вручную и многократно брали мазки (не менее 5 раз) с их спинных, брюшных сторон и боков. Использованные тампоны были замочены в стерильной дистиллированной воде. Затем тампоны погружали в физиологический 0,9% физиологический раствор с добавлением глицерина и без него. После передачи в лабораторию сохранность образца проверялась при различных условиях: при неконтролируемой комнатной температуре, 4 °C и -20 °C в течение 10 дней. Культивируемые микробные сообщества сравнивали с использованием культуральных методов на генерических и полуселективных средах (LBA, TSYEA, TSA, NA).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом протоколе представлены передовые методы получения и обработки образцов кожи спелеомантеса для микробиологического культивируемого подхода к выделению бактериальных штаммов. Материалы, полезные для выполнения следующих шагов, перечислены в таблице материалов. Протокол соответствует руководящим принципам по уходу за животными статьи 11 DPR 357/97 с разрешения Министерства окружающей среды Италии (PNM 74554 от 22.04.2024).

1. Подготовка СМИ

  1. Рассчитайте и взвесьте количество порошка из ингредиентов (см. инструкции производителя о количестве порошка, используемого для LBA, TSYEA, TSA, NA или других сред).
  2. Следуйте инструкциям производителя, чтобы растворить ингредиенты в дистиллированной воде. В зависимости от среды и приобретенного продукта могут потребоваться этапы кипячения.
  3. Доведите среду до конечного объема, когда ингредиенты полностью растворятся, и контролируйте pH. Если значение выше или ниже ожидаемого, отрегулируйте его с помощью решений, предложенных в инструкции производителя. Растворы HCl и NaOH обычно используются для снижения и повышения pH соответственно.
  4. Добавьте агар (2% по массе), нагрейте до 95 °C и кипятите около 1 минуты, чтобы агар растворился перед автоклавацией.
  5. Стерилизуйте среду путем автоклавирования, следуя инструкциям производителя. Обычные процессы автоклавирования включают 121-134 °C в течение 15-30 минут.
  6. После автоклавирования охладите агаровую среду примерно до 45-50°C и разлейте ее в стерильные чашки Петри под предварительно стерилизованной ламинарной вытяжкой
  7. После застывания наклейте этикетки на пластины в соответствии с типом среды и датой приготовления.

2. Забор образцов

  1. Промойте кожу саламандры (род Speleomantes) в стерильной дистиллированной воде, чтобы удалить переходные микробные сообщества.
  2. Соберите мазки с кожи амфибий с помощью стерильных ватных тампонов с наконечником в пробирке. Аккуратно протрите тампонами поверхность кожи, чтобы собрать образцы микроорганизмов, не причиняя вреда человеку.
    1. Проведите тампоном, смоченным в стерильной дистиллированной воде, с каждой стороны всего тела, включая все конечности, пять раз (пять движений вперед и назад), чтобы взять образцы индивидуумов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Добавки с добавками не рекомендуются, так как они могут нанести вред людям.
    2. Поместите тампоны в пробирки, содержащие физиологический раствор (0,9% NaCl) с добавлением глицерина (20%).
  3. Смешайте образец с раствором, проталкивая тампон к стенкам пробирки, сжимая пробирку и тщательно вращая тампон (10 раз по часовой стрелке и 10 раз против часовой стрелки).
  4. После смешивания закройте тампон внутри пробирки и перенесите микробиологические образцы в лабораторию, поддерживая в образце температуру 4 °C до проведения микробиологического анализа.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все этапы выполняются с использованием нового стерильного материала и перчаток для каждого человека, чтобы избежать загрязнения и воздействия биологических и химических загрязнителей на оператора.

3. Инокуляция и инкубация

  1. Перед обработкой микробиологический образец тщательно перемешать.
  2. Готовят серийные разведения кожного образца солевым раствором (0,9% NaCl), в диапазоне от 10-1 до 10-6.
  3. Заквашивайте 100 мкл образца «как есть» и серийных разведений на подготовленные агаровые планшеты. С помощью стерильной L-образной петли проведите образцом по поверхности агаровой среды, равномерно распределяя ее без чрезмерного давления, чтобы не повредить агар.
  4. Переверните привитые планшеты в инкубаторе при температуре 20-25 °С в течение 3-5 дней. Этот температурный диапазон благоприятен для размножения многих окружающих мезофильных и психотропных бактерий, населяющих кожу амфибий.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Все этапы выполняются с использованием стерильного материала под предварительно стерилизованным ламинарным колпаком. Для каждой экспериментальной установки подготавливается пять независимых повторов. Поскольку начальная плотность неизвестна и непредсказуема, всегда полезно включить широкий спектр разведений.

4. Очистка и идентификация штаммов

  1. Отбирайте колонии бактерий с различной морфологией для дальнейшего анализа после инкубации.
    1. Во-первых, выбирайте хорошо изолированные колонии, чтобы избежать загрязнения или перекрытия, а также избегайте многолюдных мест, где колонии могут слиться. Кроме того, выбирайте колонии с разным внешним видом (например, цветом, размером, формой, краем, поверхностью или текстурой), чтобы обеспечить отбор проб потенциально разных видов или штаммов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Этот шаг имеет решающее значение для выбора различных культивируемых бактериальных штаммов микробиоты кожи.
  2. Субкультура выбранных колоний.
    1. Перенесите хорошо изолированную колонию исходной агаровой пластины асептически на свежую агаровую пластину с помощью инокуляционной петли. Разрежьте колонию, чтобы изолировать ее, а затем инкубируйте соответствующим образом.
    2. Повторите этот шаг несколько раз на свежих агаровых планшетах, чтобы получить чистые культуры из каждого бактериального изолята, пока выделенные колонии не станут похожими. Повторите субкультурацию с использованием селективных и универсальных сред.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Сочетание асептической обработки, визуального и микроскопического осмотра и молекулярной идентификации обеспечивает отсутствие контаминации штамма.
  3. Проверяйте чистоту микробных культур с помощью микроскопических наблюдений (от 5-кратных до 100-кратных объективов), аффинности окрашивания по Граму (фиксация колоний, окрашивание и наблюдение) и биохимических тестов (например, тест каталазы, оксидазы, уреазы и ферментации сахара)21,25.
    Примечание: Чистые культуры должны демонстрировать однородную морфологию колоний, устойчивые микроскопические характеристики и биохимические признаки.
  4. Выполните молекулярную идентификацию.
    1. Извлеките ДНК из очищенных колоний бактерий и выполните секвенирование гена 16S рРНК для идентификации видов бактерий. Выполните ПЦР-амплификацию гена 16S рРНК с использованием универсальных бактериальных праймеров с последующим секвенированием и сравнением с известными последовательностями в базах данных, таких как GenBank26.
  5. Создание биобанка культур.
    1. Испытайте аксенические (или чистые) культуры на стерильность путем инокуляции их в неселективную среду и проверки на отсутствие роста загрязнений. Храните аксенические культуры для среднесрочного и долгосрочного применения.
      Стандартные методы включают полосатость колоний на агаровых наклонах селективной среды и хранение при комнатной температуре, суспендирование культуры в исходных растворах, приготовленных из смеси селективной среды и глицерина (20:80 или 50:50), или лиофилизацию бульонной культуры (лиофилизация) и замораживание при -80 °С.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Рабочий процесс экспериментального подхода проиллюстрирован на рисунке 1.

figure-results-1
Рисунок 1: Рабочий процесс отбора проб, обработки и обработки образцов кожи амфибий. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотрет...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы разработали протокол передовой практики для получения культивируемого бактериального сообщества из микробиоты кожи амфибий и продемонстрировали его на Speleomantes italicus. Как показано в приведенном выше приложении, необходимо предпринять несколько шагов для обеспечения успешного выделения микроорганизмов из кожи амфибий. Сбор с использованием щадящей техники тампона и стерильных материалов очень важен для сбора достаточного количества микробного материала и предот...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Мы выражаем признательность Университету Л'Акуила за финансовую поддержку в рамках проектов "Progetti di Ateneo per la Ricerca di base 2024 UNIVAQ: Экотоксикология находящихся под угрозой исчезновения европейских пещерных саламандр" и "Analisi delle divergenze inter- e intraspecifiche del microbiota dei pletodontidi europei - FFORIC24.35" Biodiversa+, Европейского партнерства по биоразнообразию, в контексте проекта Sub-BioMon - Разработка и тестирование подходов к мониторингу подземного биоразнообразия в карстовых условиях в рамках 2022–2023 Совместный конкурс BiodivMon и Национальный план восстановления и устойчивости (NRRP), Миссия 4, Компонент 2, Инвестиции 1.1, Конкурс No 1409, опубликованный 14.9.2022 Министерством университетов и исследований Италии (MUR), финансируемый Европейским союзом - NextGenerationEU- Код проекта: P2022CYF9L, Название проекта Являются ли факультативные пещерные виды движущей силой металлических загрязнителей в подземной среде? (METALCAVE) - КУБОК E53D23015380001.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Лаурия-Бертани агарMerk MilliporeL3027
Триптический соевый агарMerk Millipore22091
Триптон Экстракт соевых дрожжей АгарMerk Millipore17221
Питательный агарMerk Millipore70148
Раствор глицеринаMerk Millipore49781

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. McFall-Ngai, M., et al. Animals in a bacterial world, a new imperative for the life sciences. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (9), 3229-3236 (2013).
  2. Belkaid, Y., Tamoutounour, S. The influence of skin microorganisms on cutaneous immunity. Nat Rev Immunol. 16 (6), 353-366 (2016).
  3. Kligman, A. M. What is the 'true' function of skin. Exp Dermatol. 11 (2), 159-187 (2002).
  4. Ross, A. A., Rodrigues Hoffmann, A., Neufeld, J. D. The skin microbiome of vertebrates. Microbiome. 7 (1), 79(2019).
  5. Kueneman, J. G., et al. Community richness of amphibian skin bacteria correlates with bioclimate at the global scale. Nat Ecol Evol. 3 (3), 381-389 (2019).
  6. Rebollar, E. A., MartínezUgalde, E., Orta, A. H. The amphibian skin microbiome and its protective role against chytridiomycosis. Herpetologica. 76 (2), 167(2020).
  7. Wuerthner, V. P., HernándezGómez, O., Hua, J. Amphibian skin microbiota response to variable housing conditions and experimental treatment across space and time. J Herpetol. 53 (4), 324(2019).
  8. HernándezGómez, O., Wuerthner, V., Hua, J. Amphibian host and skin microbiota response to a common agricultural antimicrobial and internal parasite. Microb Ecol. 79 (1), 175-191 (2020).
  9. SotoCortés, E., et al. Host species and environment shape the skin microbiota of Mexican axolotls. Microb Ecol. 87 (1), 98(2024).
  10. Cramp, R. L., McPhee, R. K., Meyer, E. A., Ohmer, M. E., Franklin, C. E. First line of defence: the role of sloughing in the regulation of cutaneous microbes in frogs. Conserv Physiol. 2 (1), cou012-cou012 (2014).
  11. Colston, T. J., Jackson, C. R. Microbiome evolution along divergent branches of the vertebrate tree of life: what is known and unknown. Mol Ecol. 25 (16), 3776-3800 (2016).
  12. Rebollar, E. A., et al. The skin microbiome of the neotropical frog Craugastor fitzingeri: inferring potential bacterialhostpathogen interactions from metagenomic data. Front Microbiol. 9, 466(2018).
  13. Li, X., Ricke, S. C. Comparison of cryoprotectants for Escherichia coli lysine bioavailability assay culture. J Food Process Preserv. 28 (1), 39-50 (2004).
  14. Patra, J. K., Das, G., Das, S. K., Thatoi, H. Isolation, Culture, and Biochemical Characterization of Microbes. In A Practical Guide to Environmental Biotechnology. , Springer. Singapore. (2020).
  15. Bertani, G. Studies on lysogenesis i. J Bacteriol. 62 (3), 293-300 (1951).
  16. Forbes, B. A., Sahm, D. F., Weissfeld, A. S. Diagnostic Microbiology. , Mosby. St Louis. (2007).
  17. O'Reilly, T., Niven, D. F. Tryptoneyeast extract broth as a culture medium for Haemophilus pleuropneumoniae and Haemophilus parasuis to be used as challenge inocula. Can J Vet Res. 50 (3), 441(1986).
  18. O'Reilly, T., Rosendal, S., Niven, D. F. Porcine haemophili and actinobacilli: characterization by means of API test strips and possible taxonomic implications. Can J Microbiol. 30 (10), 1229-1238 (1984).
  19. Niven, D. F. The cytochrome complement of Haemophilus parasuis. Can J Microbiol. 30 (6), 763-773 (1984).
  20. Lapage, S., Shelton, J. E., Mitchell, T. Methods in Microbiology. , Academic Press. London. (1970).
  21. Smibert, R. M. General Characterization. Manual of Methods for General Bacteriology. , American Society for Microbiology. Washington, DC. (1981).
  22. Sharma, N., Sharma, N., Sharma, S., Sharma, P., Devi, B. Identification, Morphological, Biochemical, and Genetic Characterization of Microorganisms. Basic Biotechniques for Bioprocess and Bioentrepreneurship. , Elsevier, Academic Press. (2023).
  23. Hubálek, Z. Protectants used in the cryopreservation of microorganisms. Cryobiology. 46 (3), 205-229 (2003).
  24. Lanza, B., Pastorelli, C., Laghi, P., Cimmaruta, R. A review of systematics, taxonomy, genetics, biogeography and natural history of the genus Speleomantes Dubois, 1984 (amphibia caudata plethodontidae). Atti Museo Civ St Natl, Trieste. 52, 5-135 (1984).
  25. Cappuccino, J. G., Welsh, C. T. Microbiology: A Laboratory Manual, Global Edition. , Pearson Education Limited: Pearson. Essex, England. (2017).
  26. Farda, B., et al. The "Infernaccio" gorges: microbial diversity of black deposits and isolation of manganesesolubilizing bacteria. Biology (Basel). 11 (8), 1204(2022).
  27. Lunghi, E., et al. Thermal equilibrium and temperature differences among body regions in European plethodontid salamanders. J Therm Biol. 60, 79-85 (2016).
  28. Woodhams, D. C., et al. Hostassociated microbiomes are predicted by immune system complexity and climate. Genome Biol. 21 (1), 23(2020).
  29. Stolp, H., Starr, M. P. Principles of Isolation, Cultivation, and Conservation of Bacteria. The Prokaryotes. , Springer. Berlin, Heidelberg. (1981).
  30. El Baz, S., et al. Resistance to and accumulation of heavy metals by actinobacteria isolated from abandoned mining areas. Sci World J. 2015 (1), 761834(2015).
  31. Le Pioufle, O., Declerck, S. Reducing water availability impacts the development of the arbuscular mycorrhizal fungus Rhizophagus irregularis MUCL 41833 and its ability to take up and transport phosphorus under in vitro conditions. Front Microbiol. 9, 1254(2018).
  32. Freitas, F., Alves, V. D., Reis, M. A. M. Advances in bacterial exopolysaccharides: from production to biotechnological applications. Trends Biotechnol. 29 (8), 388-398 (2011).
  33. Sanders, E. R. Aseptic laboratory techniques: plating methods. J Vis Exp. (63), e3064(2012).
  34. De Paoli, P. Biobanking in microbiology: from sample collection to epidemiology, diagnosis and research. FEMS Microbiol Rev. 29 (5), 897-910 (2005).
  35. Dal Pizzol, M., et al. Antifungal efficacy and safety of cycloheximide as a supplement in OptisolGS. Drug Des Devel Ther. 15, 2091-2098 (2021).
  36. Overmann, J. Principles of Enrichment, Isolation, Cultivation, and Preservation of Prokaryotes. The Prokaryotes. , Springer. Berlin, Heidelberg. (2013).
  37. Madhuri, R. J., et al. Recent Approaches in the Production of Novel Enzymes from Environmental Samples by Enrichment Culture and Metagenomic Approach. Recent Developments in Applied Microbiology and Biochemistry. , Elsevier, Academic Press. (2019).
  38. BaichmanKass, A., Song, T., Friedman, J. Competitive interactions between culturable bacteria are highly nonadditive. Elife. 12, e83398(2023).
  39. Cevallos, M. A., et al. Genomic characterization of antifungal Acinetobacter bacteria isolated from the skin of the frogs Agalychnis callidryas and Craugastor fitzingeri. FEMS Microbiol Ecol. 98 (12), fiac126(2022).
  40. Lauer, A., Simon, M. A., Banning, J. L., Lam, B. A., Harris, R. N. Diversity of cutaneous bacteria with antifungal activity isolated from female fourtoed salamanders. ISME J. 2 (2), 145-157 (2008).
  41. Niederle, M. V., et al. Skinassociated lactic acid bacteria from North American bullfrogs as potential control agents of Batrachochytrium dendrobatidis. PLoS One. 14 (9), e0223020(2019).
  42. MuletzWolz, C. R., et al. Antifungal bacteria on woodland salamander skin exhibit high taxonomic diversity and geographic variability. Appl Environ Microbiol. 83 (9), e00186-e00217 (2017).
  43. Woodhams, D. C., et al. Antifungal isolates database of amphibian skin-associated bacteria and function against emerging fungal pathogens. Ecology. 96 (2), 595-595 (2015).
  44. Woodhams, D. C., et al. Interacting symbionts and immunity in the amphibian skin mucosome predict disease risk and probiotic effectiveness. PLoS One. 9 (4), e96375(2014).
  45. Pessier, A. P. An overview of amphibian skin disease. Sem Avian Exot Pet Med. 11 (3), 162-174 (2002).
  46. HernándezGómez, O., Hua, J. From the organismal to biosphere levels: environmental impacts on the amphibian microbiota. FEMS Microbiol Rev. 47 (1), fuad002(2023).
  47. Stevens, E. J., Bates, K. A., King, K. C. Host microbiota can facilitate pathogen infection. PLoS Pathog. 17 (5), e1009514(2021).
  48. Kostanjšek, R., Prodan, Y., Stres, B., Trontelj, P. Composition of the cutaneous bacterial community of a cave amphibian, Proteus anguinus. FEMS Microbiol Ecol. 95 (3), fiz007(2019).
  49. Indriani, S., Karnjanapratum, S., Nirmal, N. P., Nalinanon, S. Amphibian skin and skin secretion: an exotic source of bioactive peptides and its application. Foods. 12 (6), 1282(2023).
  50. Gao, Y., et al. Targeted modification of a novel amphibian antimicrobial peptide from Phyllomedusa tarsius to enhance its activity against MRSA and microbial biofilm. Front Microbiol. 8, 628(2017).
  51. Wang, Y., Zhang, Y., Lee, W., Yang, X., Zhang, Y. Novel peptides from skins of amphibians showed broad-spectrum antimicrobial activities. Chem Biol Drug Des. 87 (3), 419-424 (2016).
  52. Barra, D., Simmaco, M. Amphibian skin: a promising resource for antimicrobial peptides. Trends Biotechnol. 13 (6), 205-209 (1995).
  53. RollinsSmith, L. A. The importance of antimicrobial peptides (AMPs) in amphibian skin defense. Dev Comp Immunol. 142, 104657(2023).
  54. RomeroContreras, Y. J., et al. Bacteria from the skin of amphibians promote growth of Arabidopsis thaliana and Solanum lycopersicum by modifying hormonerelated transcriptome response. Plant Mol Biol. 114 (3), 39(2024).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи