Методическая статья

Техника хронического краниального окна для повторных записей коры головного мозга во время анестезии у свиней

DOI:

10.3791/67931

⸱

6 июня 2025 г.

 ,  ,  ,  , 
1Center for Neuroplasticity and Pain, Department of health, science and technology, Aalborg University, 2Department of Cardiovascular Surgery, Department of Clinical Medicine, Aalborg University Hospital

В этой статье

Краткое содержание

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В этом исследовании представлен масштабируемый, надежный и воспроизводимый метод повторных хронических записей коры головного мозга в модели свиньи. Метод находит применение в различных областях нейробиологии, включая исследования боли и диагностику неврологических заболеваний.

Аннотация

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Записи коры головного мозга необходимы для извлечения нейронных сигналов для информирования различных приложений, включая интерфейсы мозг-компьютер и диагностику заболеваний. Каждая область применения предъявляет определенные требования к технике записи, и для длительной записи часто выбираются инвазивные решения. Однако инвазивные методы записи осложняются отказом устройства и неблагоприятными реакциями тканей, которые ставят под угрозу качество сигнала в долгосрочной перспективе.

Чтобы повысить надежность и качество хронических записей коры головного мозга при минимизации рисков, связанных с отказом устройства и тканевыми реакциями, мы разработали технику краниального окна. В этом протоколе мы рассказываем о методах имплантации и доступа к краниальному окну у молодых свиней ландрас, что облегчает временное размещение матрицы электрокортикографии (ЭКоГ) на твердой мозговой оболочке. Далее мы опишем, как корковые сигналы могут быть записаны с помощью метода краниального окна. Доступ к краниальному окну можно повторять несколько раз, но рекомендуется минимум 2 недели между операциями по имплантации и доступу, чтобы облегчить восстановление и заживление тканей.

Подход с использованием краниального окна успешно минимизировал распространенные режимы отказа электродов и реакцию тканей, что привело к стабильным и надежным корковым записям с течением времени. В качестве примера мы регистрировали потенциалы, связанные с событиями (ERP) из первичной соматосенсорной коры. Метод обеспечил высоконадежные записи, что также позволило оценить влияние вмешательства (высокочастотной стимуляции) на ERP. Отсутствие значительных отказов устройств и уменьшенное количество используемых электродов (два электрода, 43 сеанса записи, 16 животных) свидетельствуют об улучшении экономики исследований. Несмотря на то, что для установки электродов требуется незначительный хирургический доступ, этот метод дает такие преимущества, как снижение риска инфицирования и улучшение условий содержания животных.

В этом исследовании представлен масштабируемый, надежный и воспроизводимый метод хронических записей коры головного мозга с потенциальными приложениями в различных областях неврологии, включая исследования боли и диагностику неврологических заболеваний. Будущие адаптации могут распространить его использование на другие виды и методы записи, такие как внутрикорковые записи и методы визуализации.

Введение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

В целом, цель записей коры головного мозга заключается в извлечении информации из нейронных сигналов в мозге. Эта информация может быть использована различными способами - управление внешним устройством, связь, диагностика заболеваний или реабилитация 1,2,3,4. Каждое приложение предъявляет уникальные требования к требуемому информационному содержанию и пространственному разрешению, а также к степени инвазивности, которая считается приемлемой. Таким образом, с момента открытия электроэнцефалограммы в 1929 году были разработаны записывающие решения с диапазоном инвазивности и пространственногоразрешения5.

В целом, их можно разделить на электроэнцефалографию (ЭЭГ), электрокортикографию (ЭКоГ) и внутрикорковую запись. ЭЭГ — это неинвазивный метод записи, который захватывает нейронные колебания и связанные с событиями потенциалы (ERP) всего мозга. Однако его способность определять источники этой активности ограничена из-за его низкого пространственного разрешения. ЭКоГ является более инвазивным методом, при котором электроды размещаются эпи- или субдурально, обычно охватывая меньшую часть коры головного мозга. Он имеет более высокое пространственное разрешение и может регистрировать ERP и поверхностные локальные полевые потенциалы (LFP). Таким образом, он может более точно локализовать источник мозговой активности, что делает его полезным, например, при выявлении происхождения очаговой эпилепсии. Внутрикортикальная запись является наиболее инвазивным методом записи и может регистрировать спайковую активность от отдельных нейронов, расположенных поверхностно или глубоко внутри мозга, и LFP от объема нейронов вокруг электродов. Эти сигналы имеют очень высокое пространственное разрешение и информативность, но производятся ограниченным подмножеством нейронов (1-10 нейронов на канал)6.

Чтобы извлекать информацию из мозга в течение длительных периодов времени (месяцы-годы), интерфейс должен быть стабильным и надежным, чтобы полученные сигналы продолжали представлять одну и ту же информацию в течение всего периода. Записи ЭЭГ требуют частой замены электродов, в результате чего их надежность варьируется от очень низкой до очень высокой 7,8,9,10. Поэтому для длительной записи часто выбирают ЭКоГ и интракортикальные методы. Тем не менее, оба эти метода требуют, чтобы состояние записывающего электрода, а также ткани, оставалось стабильным с течением времени. В то время как электрод обычно остается на одном и том же месте, граница электрод-ткань может изменяться из-за тканевых реакций или режимов разрушения электродов 11,12,13,14. Тканевые реакции включают гибель нейронов, кровоизлияние, биообрастание, реакцию на инородные тела, глиоз, инкапсуляцию, инфекцию, менингит и экструзию менингеальногослоя 15. Эти реакции ставят под угрозу регистрирующие возможности электродов 12,13. Распространенными видами разрушения электродов являются расслоение или утечка на изолированных деталях, расслоение или растрескивание поверхностного покрытия электрода, повреждение провода и дислокация электродов11,12.

Чтобы преодолеть режимы отказа электродов, мы рассмотрели жизнеспособность решения для временной установки электродов, которое также решает многие проблемы, связанные с тканевыми реакциями, а именно гибель нейронов, реакцию инородного тела, глиоз, инкапсуляцию и экструзию менингеа. Кроме того, последовательное размещение электродов было требованием для получения надежных и воспроизводимых нейронных записей. Поскольку электрод был размещен эпидурально на расстоянии нескольких миллиметров от нервной ткани, перемещение электрода не должно превышать 1 мм. Краниальное окно было спроектировано с размерами, предотвращающими чрезмерное перемещение между электродами. Развивая технику краниального окна, мы стремимся повысить надежность и качество сигнала в долгосрочной перспективе, а также устранить риск выхода из строя электрода.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Данный протокол утвержден Датским ветеринарным и продовольственным управлением при Министерстве продовольствия, сельского хозяйства и рыболовства Дании (протокол No 2020-15-0201-00514). В общей сложности 16 самок свиней породы ландрас прошли процедуры. По прибытии на объект животные весили около 20 кг, то есть им было около 2 месяцев. Они весили около 30 кг на момент имплантации и 40-60 кг в конце исследования. Процедуры состоят из операции по имплантации, хирургии доступа и терминальной хирургии (Рисунок 1).

figure-protocol-1
Рисунок 1: Хронология экспериментальных процедур. Операция доступа (фаза II) может повторяться несколько раз. Рекомендуется интервал не менее 2 недель между операциями для восстановления и заживления ран между операциями. Аббревиатура: ERP = потенциал, связанный с событием. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

1. Операция по имплантации (Фаза I)

Примечание: Напечатанное на 3D-принтере окно черепа с полимолочной кислотой (PLA) (Рисунок 2) имплантировано для облегчения повторных записей из первичной соматосенсорной коры свиньи. Регистрируются ВП из-за электрической стимуляции локтевого нерва. Хирургическое вмешательство и закрытие раны проводятся таким образом, чтобы можно было получить доступ к краниальному окну и впоследствии его закрыть.

figure-protocol-2
Рисунок 2: Дизайн черепного окна. (А) Вид сбоку на черепное окно с указанием высоты стен и основания, которое крепится к черепу. (B) Вид сверху с указанием диаметра черепной вдовы, отверстий для винтов, пространства для колпачка и окна. Краниальный оконный колпачок представляет собой цилиндр диаметром 22 мм и высотой 1 мм, который точно помещается в пространство колпачка. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

  1. Имплантация краниальных окон
    1. Подготовка к операции
      ПРИМЕЧАНИЕ: Процессор данных (RZ2), рабочая станция (WS8) и ПК включаются перед началом операции. Заметки об операции делаются в электронной таблице не реже одного раза в 15 минут нестерильным исследователем, чтобы зафиксировать жизненно важные показатели (частоту сердечных сокращений,spO2,CO2 в конце выдоха, температуру тела), уровни анестезии (скорость инфузии пропофола, скорость инфузии фентанила, процент севофлурана), стадию операции и любые отклонения.
      1. Транквилизацию животного проводят с помощью внутримышечной инъекции 5-7 мл смеси Золетила (в 1 мл содержалось 8,3 мг Тилетамина, 8,3 мг Золазепама, 8,3 мг Ксилацина и 1,7 мг Бутофанола).
        Примечание: В этом конкретном исследовании кетамин был исключен из смеси Золетил, чтобы избежать блокирования NMDA-рецепторов.
      2. Транспортировка животного в операционную. Интубируйте животное и подключите его к аппарату искусственной вентиляции легких.
      3. Установите катетер в ушную вену для введения пропофола, фентанила и физиологического раствора.
      4. Применение хирургической анестезии: севофлуран 1-2%, пропофол (10 мг/мл при введении при дозе 8 мг∙кг-1∙ч-1), фентанил (50 мкг/мл при введении при дозе 20 мкг∙кг-1∙ч-1).
      5. Отметьте место разреза стерильным маркером перед стерильным драпированием. Определите точку брегмы, проведя прямые линии между каждым ухом и контралатеральным глазом; точка брегмы находится на пересечении этих линий (рис. 3А). Следите за тем, чтобы разрез был немного латеральнее средней линии на стороне, контралатеральной к стимулируемой передней конечности.
      6. Поместите металлическую пластину под простыни и убедитесь в правильном размещении и стабильности перед началом операции.
    2. Доступ к черепу
      ПРИМЕЧАНИЕ: В этой и последующих частях протокола все процедуры выполняются стерильным хирургом, если не указано иное.
      1. Сделайте первоначальный разрез в дерме скальпелем немного латеральнее средней линии, как указано в шаге 1.1.1.5. Продолжайте разрез через кожу с помощью прижигания.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Не расширяйте разрез слишком далеко вперед, чтобы избежать больших лобных пазух свиньи. Если требуется больше места, продлите разрез с задней стороны.
      2. Поместите ретрактор и удерживайте кожу с помощью щипцов и разрежьте аваскулярную соединительную ткань между надкостницей и подкожным участком (рис. 3B), чтобы обеспечить большую гибкость кожи и облегчить наложение швов на шаге 1.4. Отрегулируйте втягивающее устройство в соответствии с достигнутой гибкостью.
      3. Надрезать надкостницу и отделить ее от черепа с помощью надкостницыного элеватора. Отложите надкостницу в сторону с помощью ретрактора.
    3. Доступ к твердой мозговой оболочке
      1. Просверлите отверстие диаметром 10 мм спереди к линии сагиттального шва и сбоку от средней линии шва (рис. 3C). Начните с диаметра 15 мм, чтобы получить отверстие диаметром 10 мм на уровне твердой мозговой оболочки, поскольку закругленное сверло приведет к слегка сужающемуся отверстию.
      2. Установите краниальное окно в отверстие на ранней стадии, чтобы обеспечить хорошее прилегание.
      3. Переключитесь на сверло меньшего размера, когда твердая мозговая оболочка станет видимой, чтобы добиться максимальной ширины отверстия на уровне твердой мозговой оболочки. Обрежьте края с помощью Rongeurs.
    4. Имплантация краниальных окон
      1. Убедитесь, что краниальное окно помещается внутри и до дна отверстия и определите его глубину. Хотя это зависит от животных, убедитесь, что стенки краниального окна достигают твердой мозговой оболочки для хорошего прилегания, но не оказывают давления на мозг в любом месте.
      2. Отметьте отверстия для винтов с помощью ручной дрели, удерживая черепное окно на месте.
      3. Снимите черепное окно и просверлите отверстия глубиной не менее 4 мм. Проникните в череп для одного из винтов, чтобы использовать его в качестве заземления/ориентира для корковых записей.
      4. Поместите черепное окно (рисунок 3) и извлеките иглу из набора для инфузии бабочек. Измерьте глубину отверстий для винтов через краниальное окно с помощью тупой бабочки. Вставьте и закрепите в отверстие винт соответствующей длины.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Слишком длинный винт не сможет эффективно закрепить колпачок краниального окна.
      5. Поместите U-образный соединитель под один винт, который перфорирует череп и касается твердой мозговой оболочки.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Важно, чтобы длина этого винта была больше толщины черепа, чтобы отрастающая кость не препятствовала контакту с твердой мозговой оболочкой.
  2. Имплантация периферическим проводом
    ПРИМЕЧАНИЕ: Эта процедура может быть выполнена одновременно с имплантацией краниального окна. Это стерильная процедура. Чтобы предотвратить загрязнение места операции или области черепа, следует носить стерильную одежду.
    1. Имплантация проводов рядом с локтевым нервом
      1. Применяйте электростимуляцию на уровне 5 мА к коже, касаясь кожи в задней дистальной части передней конечности двумя иглами (не проникающими) или другим стерильным куском металла, разделенным на 2 см. Ищите четкое сгибание копыта, которое указывает на то, что нерв проходит между этими двумя точками.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Конечность может потребоваться повернуть назад, чтобы задняя часть была более доступной.
      2. Введите две иглы перпендикулярно ходу нерва на расстоянии примерно 2 см друг от друга. Снова проткните кожу примерно в 3 см от точки введения (рисунок 4A).
      3. Проверьте местоположение с помощью тестового стимула, приложенного к иглам с температурой 2 мА; Убедитесь, что видно четкое движение копыта.
      4. Пропустите проволоку Кунера через иглы и удалите иглы, оставив проволоку Кунера частично под кожей. Убедитесь, что неизолированная часть в середине провода находится под кожей для обоих проводов (рисунок 4B).
        ПРИМЕЧАНИЕ: Если конечность была повернута назад, осторожно поверните ее вперед.
      5. Прикрепите каждый разъем типа «крокодил» к изолированному концу двух проводов Кунера.
    2. Установление порога двигателя
      1. Найдите порог двигателя методом вверх-вниз16,17; начните с 100 мкА, увеличивая с шагом 50 мкА, наблюдая и ощущая двигательную реакцию в области копыт. Пороговое значение ниже 1 мА обычно является допустимым.
      2. Запрограммируйте STG на выдачу 100 прямоугольных двухфазных симметричных стимулов с длительностью импульса 200 мкс при 2-кратном моторном пороге, за которым следует 100 стимулов с 10-кратным моторным порогом.
  3. Запись сигналов коры головного мозга
    1. Попросите нестерильного исследователя установить предусилитель в нужное положение и подключить его к процессору данных (RZ2) с помощью оптоволоконных кабелей.
    2. Уменьшите дозу севофлурана до 0,5-1% (половина от его хирургического уровня) и контролируйте частоту сердечных сокращений, выдыхаемыйCO2 и артериальное давление (если доступно) для обеспечения адекватной и стабильной глубины анестезии. Увеличьте дозу пропофола и фентанила по мере необходимости.
    3. Попросите нестерильного исследователя прикрепить подставку к предусилителю (SI8) и поместить подставку (ZIF-clip) в держатель подставки, который установлен на магнитной подставке для микроманипулятора.
    4. Поместите стерильную драпировку вокруг микроманипулятора и прикрепите клейкую часть к сцене и держателю для сцены (рисунок 5A).
    5. Попросите нестерильного исследователя закрепить микроманипулятор с помощью магнитной подставки, окуните электрод μECoG в спирт и поместите его в головной стол (ZIF-clip).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Дайте электроду высохнуть, прежде чем устанавливать его на твердую мозговую оболочку. Обязательно прикасайтесь только к стерильной драпировке, покрывающей сцену, так как электрод μECoG не является стерильным.
    6. Установите μECoG на место с помощью микроманипулятора и направляйте ватной палочкой. Подсоедините провода заземления μECoG к винту заземления с помощью разъема типа «крокодил».
    7. Уменьшите дозу севофлурана до 0%, контролируйте частоту сердечных сокращений, уровень CO2 с истекшим срокомгодности и артериальное давление (если доступно) для обеспечения адекватной и стабильной глубины анестезии, увеличивайте дозу пропофола и фентанила по мере необходимости.
    8. Предварительный просмотр сигналов в синапсе; Типичный диапазон сигнала составляет до ±100 мкВ.
      1. Если сигнал выглядит как жирная линия (указывающая на шум линии), попросите стерильного человека выполнить следующие действия: исследовать схему заземления и держать винт заземления и соединения сухими и изолированными от близлежащих тканей. Выясните, изолированы ли другие кабели от тела свиньи и хирургических инструментов. Если нет, используйте стерильную марлю, чтобы изолировать кабели от тела или хирургических инструментов.
      2. Если амплитуда сигнала превышает ±100 мкВ (что указывает на артефакты движения), убедитесь, что электрод подвешен и лежит на мозге, а кабели не перемещаются при движении свиньи из-за вентиляции или электрической стимуляции локтевого нерва.
      3. Если амплитуда сигнала меньше ± 20 мВ (что свидетельствует о плохом контакте или глубокой анестезии), убедитесь, что μECoG находится на головном мозге, а твердая мозговая оболочка и электрод гидратированы; При необходимости капните на электрод немного физиологического раствора. Убедитесь, что севофлуран был выключен, и уменьшите скорость инфузии пропофола (и, возможно, фентанила). Проведите тестовую стимуляцию и проверьте, видны ли вызванные реакции. Убедитесь, что неизолированная часть периферийного провода полностью находится под кожей.
        ПРИМЕЧАНИЕ: Вызванные реакции обычно можно различить в одиночных развертках в режиме онлайн, но их также можно оценить в автономном режиме, используя в среднем 5-10 стимулов. Если пик виден в момент срабатывания, это артефакт стимуляции. Артефакт стимуляции будет мешать анализу данных.
    9. Положите на электрод стерильную марлю для поддержания хорошего контакта с тканями. Капните на марлю физраствор температуры тела, чтобы предотвратить высыхание тканей.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Поскольку эти записи являются эпидуральными, точная температура не имеет значения. С субдуральной записью это более критично.
    10. Дайте электроду осесть (30 минут) и задокументируйте размещение электрода и настройку разъема заземления, чтобы обеспечить аналогичные последующие записи (рис. 5B-D). Начните запись и подождите 30 секунд перед началом программы стимуляции каждые 10 минут.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Регулярно проверяйте между записями, чтобы марля на электроде оставалась увлажненной, и при необходимости капайте физиологический раствор температуры тела.
    11. Проведите вмешательство после трех раундов стимуляции (в качестве исходного уровня перед вмешательством). Повторяйте стимуляцию еще девять раундов.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Продолжайте регулярно проверять между записями, чтобы марля на электроде оставалась увлажненной, и при необходимости капайте физиологический раствор.
  4. Закрытие места установки имплантата
    1. Снимите марлю с электрода и снимите электрод с помощью микроманипулятора, аккуратно направляя его ватной палочкой.
    2. Попросите нестерильного исследователя извлечь и убрать на хранение микроманипулятор, электрод, головную часть и предусилитель и очистить электрод в соответствии с инструкциями производителя с помощью быстрого промывания деионизированной водой для удаления остатков ткани. Замочите электрод на срок до 4 часов в очистителе для линз, чтобы удалить ткани и белки с поверхности электрода, после чего промывайте его деионизированной водой, чтобы удалить очиститель линз с поверхности электрода. Перед хранением окуните электрод в изопропиловый спирт.
    3. Установите колпачок краниального окна, чтобы закрыть краниальное окно, убедившись, что он точно входит в краниальное окно. Не требует дополнительного крепления; Давление кожи на имплантат будет удерживать его на месте.
    4. Поместите мешочек с антибиотиком поверх колпачка краниального окна и закройте кожу подкожно одиночными рассасывающимися швами, используя технику наложения заглубленных вертикальных матрасных швов (рисунок 6A). Накладывайте швы на расстоянии 5-10 мм, что дает пространство для наложения кожных швов. Не завязывайте последние три шва после их наложения. Вместо этого завяжите эти три шва, когда все швы будут наложены.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Наложение последних трех швов после наложения всех трех гарантирует, что останется достаточно места для наложения последних швов.
    5. Наложите на кожу непрерывные внутрикожные швы. Начните наложение внутрикожного шва на 1-2 см латеральнее места разреза и проложите туннель под кожей к дермальному слою кожи, но ниже его поверхности (рис. 6В), чтобы избежать чрезмерного расчесывания и ослабления швов. Завяжите узел на боковом конце шва.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Пропофол и фентанил можно отключить во время этой процедуры, так как у них есть несколько минут времени пробуждения.
    6. Наложите непрерывный шов между подкожными швами до тех пор, пока не будет достигнута другая сторона разреза.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Важно, чтобы шов выходил из дермы, но не прокалывал кожу, чтобы животное меньше могло поцарапать швы.
    7. Проложите шов на 1-2 см латеральнее разреза к месту бокового выхода и завяжите узел (рис. 6B). Нанесите тканевый клей на место разреза.
  5. Возвращение животного в домашний загон
    1. Снимите стерильные простыни с животного и отлучите животное от аппарата искусственной вентиляции легких, как только заметите движение.
    2. Переведите животное в домашний загон и держите его отдельно от соседа по загону в течение одной ночи.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Свиней разделяют после операции, так как для них нормально яростно пытаться разбудить партнера по загону, что приводит к ранам от укусов. Свиньи должны иметь возможность контактировать с мордой.

figure-protocol-3
Рисунок 3: Имплантация черепного окна. (А) Предполагаемое местоположение точки брегмы определяется и отмечается на свинье до стерильной драпировки, так как впоследствии его может быть трудно различить. (В) После разреза кожи аваскулярный подкожный слой ослабляется с помощью ножниц. (C) В черепе просверливается отверстие диаметром 15 мм, а края удаляются с помощью ронжеров. Линии коронального и сагиттального швов выделены. (D) Черепное окно имплантируется и крепится с помощью винтов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-protocol-4
Рисунок 4: Имплантация периферических проводов. (A) Две иглы 23 G помещаются в кожу, и через них вставляются провода Кунера. (В) Иглы удаляются, а провода остаются в коже, подключенной к стимулятору с помощью зажимов типа «крокодил». Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-protocol-5
Рисунок 5: Настройка записи в кору головного мозга. (A) Электродная решетка размещается на твердой мозговой оболочке, а держатель головной сцены и микроманипулятор находятся в стерильной втулке во время операции по имплантации, где разрез длиннее и латеральнее. (B) Крупный план μECoG в записывающей установке во время операции доступа, где разрез более медиальный. (C) Настройка заземления, при которой все заземляющие и опорные провода на ECoG замыкаются и подключаются через U-образный разъем к перикраниальному винту. (D) Крупный план головной сцены и держателя сцены во время операции доступа. μECoG размещается на твердой мозговой оболочке. Сокращения: ЭКоГ = электрокортикография; μECoG = микроECoG. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

figure-protocol-6
Рисунок 6: Техника наложения швов. (А) Схема подкожного заглубленного вертикального матраса. (B) Схема техники наложения непрерывных внутрикожных швов. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.

2. Доступная хирургия (II фаза)

Примечание: Через 2-4 недели краниальное окно открывается для последующей записи сигналов коры головного мозга от S1. Хирургическое вмешательство и закрытие раны снова выполняются таким образом, чтобы можно было получить доступ к краниальному окну и снова закрыть.

  1. Подготовка к операции
    ПРИМЕЧАНИЕ: Шаги 2.1.1-2.1.6 аналогичны шагам 1.1.1.1-1.1.1.6.
    1. Успокойте животное с помощью смеси золетила (5 мл золетила [тилетамин 25 мг/мл и золазепам 25 мг/мл], 6,25 мл ксилазина (20 мг/мл) и 2,5 мл буторфанола (10 мг/мл)).
      Примечание: В этом конкретном исследовании кетамин был исключен из смеси золетила, чтобы избежать блокировки NMDA-рецепторов.
    2. Транспортируйте животное в операционную, интубируйте и проветривайте его.
    3. Установите катетер в ушную вену. Введите пропофол, фентанил и физиологический раствор через катетер.
    4. Применение хирургической анестезии: севофлуран 1-2%, пропофол (10 мг/мл при введении при дозе 8 мг∙кг-1∙ч-1), фентанил (50 мкг/мл при введении при дозе 20 мкг∙кг-1∙ч-1).
    5. При необходимости отметьте место разреза стерильным маркером перед стерильным драпированием. Определите точку брегмы, проведя прямые линии между каждым ухом и контралатеральным глазом; брегма находится на пересечении этих линий (рис. 3А).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Первоначальный разрез обычно все еще виден. Новый разрез должен быть сделан на расстоянии не менее 30 мм от первоначального разреза, чтобы избежать большей части рубцовой ткани и облегчить закрытие раны.
    6. Поместите металлическую пластину под простыни и убедитесь в правильном размещении и стабильности перед началом операции.
  2. Доступ к краниальному окну
    ПРИМЕЧАНИЕ: Шаги 2.2.1-2.2.3 аналогичны шагам 1.1.2.1-1.1.2.3.
    1. Сделайте первоначальный разрез в дерме скальпелем немного латеральнее средней линии, как отмечено в шаге 2.1.5. Продолжайте разрез через кожу с помощью прижигания.
      ПРИМЕЧАНИЕ: В случае терминального эксперимента разрез может быть сделан в том же месте, что и первоначальный разрез.
    2. Поместите ретрактор и удерживайте кожу с помощью щипцов и разрежьте аваскулярную соединительную ткань между надкостницей и подкожным участком (рис. 3B), чтобы обеспечить большую гибкость кожи и облегчить наложение швов на шаге 1.4. Отрегулируйте втягивающее устройство в соответствии с достигнутой гибкостью.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если это терминальный эксперимент, этот шаг можно пропустить.
    3. Надрезать надкостницу и отделить ее от черепа с помощью надкостницыного подъемника. Отложите надкостницу в сторону с помощью ретрактора.
    4. Снимите колпачок краниального окна и удалите все соединительные вещества из отверстия легкими круговыми движениями ватной палочки, пока не будет достигнута твердая мозговая оболочка.
  3. Имплантация периферическим проводом
    1. Повторите шаг 1.2.
  4. Запись сигналов коры головного мозга
    1. Повторите шаг 1.3.
  5. Закрытие места установки имплантата
    1. Повторите шаг 1.4.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Если это терминальный эксперимент, этот шаг можно пропустить.

3. Терминальная хирургия (фаза III)

Примечание: Через 2-4 недели краниальное окно открывается для последующей записи сигналов коры головного мозга от S1. Шаги 2.2-2.5 повторяются, как описано выше, за ними следует шаг 3.1.

  1. Эвтаназия
    ПРИМЕЧАНИЕ: Трубку катетера ушной вены необходимо промыть физиологическим раствором, чтобы предотвратить окисление барбитуратов.
    1. Промойте катетер ушной вены физиологическим раствором.
    2. Прикрепите шприц с передозировкой пентобарбитала (10 мл, 400 мг/мл) и введите пентобарбитал через катетер ушной вены.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

С помощью техники краниального окна корковые сигналы были зарегистрированы в 43 сеансах у 16 животных. Животные выздоравливали после операции и содержались в парах на протяжении всего исследования и ежедневно контролировались с использованием схемы благополучия, приведенной в Дополнительной таблице S1. Все животные всегда получали оценку 0, что указывает на отличное благополучие. На рисунке 7 показано, что окна действительно были расположены над областью S1 коры головного мо...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Значимость разработки этой методики заключается в устранении режимов отказа электродов, снижении реакций тканей и тем самым повышении надежности инвазивных методов записи коры головного мозга. Во время исследования не было никаких режимов отказа электродов, и в общей сложности на протяжении всего исследования использовались две матрицы ЭКоГ, включая 16 животных и 43 сеанса записи. Это оказывает дополнительное положительное влияние на экономику науки. При использовании традиционных полнос...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Авторы хотели бы поблагодарить специалистов по уходу за животными и техников в помещении для лабораторных животных в Университетской больнице Ольборга. Центр нейропластичности и боли (CNAP) поддерживается Датским национальным исследовательским фондом (DNRF121). Рисунок 6 и Рисунок 8 были созданы в BioRender.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
Имплантация краниальных окон
Скальпельодноразовый, лезвие 10
Пинцет
Марля
Прижигание
Элеватор Periosteumплоский, ширина 10 мм
Втягивающее устройство Weitlaner3x4 зубец, тупой, 16,5 см
Система хирургического сверла Midas Rex Legend EHS stylusMedtronic Powered Surgical Solutions, Форт-Уэрт, США
Легендарный шар Тонкие сверла Medtronic Powered Surgical Solutions, Форт-Уэрт, США7БА40Ф-МН и 7БА60Ф-МНMedNext тип 4 и 6 мм диаметр головки
Стерильный чехол для дрели
Шприц5 мл
Соляной
Всасывание
Линейка
Ватные палочки
Ронжерпрямая губка, 15 см, размер бит 3 x 20 мм
Ручная дрель и ручка 2,5 мм
Набор для инфузий бабочек
Шесть винтов M3 длиной 6-14 мм
Отвертка 
Напечатанное на 3D-принтере черепное окно трех размеров (глубина 4, 5 и 6 мм) и колпачок
Изолированный U-образный соединитель
Соединитель типа «крокодил»
Genta-coll резорбируемая губка с антибиотиком
VYCRIL рассасывающийся шовный материал Этикон2-0 26 мм круглый корпус
Монокрил нерассасывающийся шовный материалЭтикон3-0 24 мм обратная резка
Иглодержатель
Ножницы
Клей для адгезивной ткани для местного примененияЛейкосан
Имплантация периферическим проводом
Два частично неизолированных провода Кунера
ПРИМЕЧАНИЕ: 1-2 см проводов не изолированы посередине и на одном из концов
Две стрелки 23 калибра
Марля
Программируемый стимулятор, управляемый ПК под управлением MC_stimulusМногоканальные системы, Ройтлинген, ГерманияSTG4008
Два соединителя типа «крокодил»
Записи коры головного мозга
Металлическая пластина для магнитного микроманипулятора 
Стенд для магнитного микроманипулятора
Микроманипулятор
Держатель для подголовника
32-канальный ZIF-клип HeadstageTDT, Алачуа, Флорида, США
32-канальная микроэлектрокортикография (& ECoG) array Neuronexus, Энн-Арбор, СШАЭ32-1000-30-200
Записывающее оборудование TDT, включая предусилитель SI8, процессор данных RZ2 и рабочую станцию WS8 TDT, Алачуа, Флорида, США
Анестезия и Обезболивание
Золетил 50 ВетVirbac, Каррос, Франция
Ромпун (Zxylacin)Elanco Animal Health Monheim; Германия
Торбугезик (Буторфанол)Intervet International, Боксмеер, НидерландыСегодня используется другая рецептура (долорекс)
КетаминолIntervet International, Боксмеер, Нидерланды
ПропофолБакстер Холдинг, Утрехт, Нидерланды
ФентанилБ. Браун, Мельзунген, Германия
МетакамBorhringer Ingelheim Vetmedica, Ингельхайм, Германия
НоромоксScanvet Animal Health, Фреденсборг, Дания
ПентобарбLeVet, Oudewater, Нидерланды

Ссылки

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Mitchell, P., et al. Assessment of safety of a fully implanted endovascular brain-computer interface for severe paralysis in 4 patients: the Stentrode with thought-controlled digital switch (switch) study. JAMA Neurol. 80 (3), 270(2023).
  2. Steinmetz, N. A., et al. Neuropixels 2.0: a miniaturized high-density probe for stable, long-term brain recordings. Science. 372 (6539), eabf4588(2021).
  3. Neuralink's first-in-human clinical trial is open for recruitment. , Neuralink. https://neuralink.com/blog/first-clinical-trial-open-for-recruitment/ (2023).
  4. Duun-Henriksen, J., et al. A new era in electroencephalographic monitoring? Subscalp devices for ultra-long-term recordings. Epilepsia. 61 (9), 1805-1817 (2020).
  5. Szostak, K. M., Grand, L., Constandinou, T. G. Neural interfaces for intracortical recording: requirements, fabrication methods, and characteristics. Front Neurosci. 11, 665(2017).
  6. Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents EEG, ECoG, LFP and spikes. Nat Rev Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
  7. Morand-Beaulieu, S., Perrault, M. -A., Lavoie, M. E. Test-retest reliability of event-related potentials across three tasks. Journal of Psychophysiology. 36 (2), 100-117 (2022).
  8. Ip, C. -T., et al. Pre-intervention test-retest reliability of EEG and ERP over four recording intervals. Int J Psychophysiol. 134, 30-43 (2018).
  9. Qin, H., Ding, L., Duan, W., Lei, X. Test-retest reliability of EEG: a comparison across multiple resting-state and task-state experiments. Xin Li Xue Bao. 55 (10), 1587(2023).
  10. Höller, Y., et al. Reliability of EEG measures of interaction: a paradigm shift is needed to fight the reproducibility crisis. Front Hum Neurosci. 11, 441(2017).
  11. Colachis, S. C., et al. Long-term intracortical microelectrode array performance in a human: a 5 year retrospective analysis. J Neural Eng. 18 (4), 0460d7(2021).
  12. Barrese, J. C., et al. Failure mode analysis of silicon-based intracortical microelectrode arrays in non-human primates. J Neural Eng. 10 (6), 066014(2013).
  13. Szymanski, L. J., et al. Neuropathological effects of chronically implanted, intracortical microelectrodes in a tetraplegic patient. J Neural Eng. 18 (4), 0460b9(2021).
  14. Meijs, S., et al. Influence of fibrous encapsulation on electro-chemical properties of TiN electrodes. Med Eng Phys. 38 (5), 468-476 (2016).
  15. Kim, A., et al. Investigating immunomodulatory biomaterials for preventing the foreign body response. Bioengineering. 10 (12), 1411(2023).
  16. Janjua, T. A. M., et al. The effect of peripheral high-frequency electrical stimulation on the primary somatosensory cortex in pigs. IBRO Neurosci Rep. 11, 112-118 (2021).
  17. Meijs, S., Andreis, F. R., Janjua, T. A. M., Graven-Nielsen, T., Jensen, W. High-frequency electrical stimulation increases cortical excitability and mechanical sensitivity in a chronic large animal model. Pain. 166 (2), e18-e26 (2025).
  18. Branco, M. P., Geukes, S. H., Aarnoutse, E. J., Ramsey, N. F., Vansteensel, M. J. Nine decades of electrocorticography: a comparison between epidural and subdural recordings. Eur J Neurosci. 57 (8), 1260-1288 (2023).
  19. Meijs, S., Andreis, F. R., Janjua, T. A. M., Jensen, W. Reliability of a cranial window for chronic epidural recordings from the pig primary somatosensory cortex. Annu Int Conf IEEE Eng Med Biol Soc. 2024, 1-4 (2024).
  20. García, A., Calleja, J., Antolín, F. M., Berciano, J. Peripheral motor and sensory nerve conduction studies in normal infants and children. Clin Neurophysiol. 111 (3), 513-520 (2000).
  21. Thomas, J. E., Lambert, E. H. Ulnar nerve conduction velocity and H-reflex in infants and children. J Appl Physiol. 15 (1), 1-9 (1960).
  22. Liu, X. -G., Sandkühler, J. Characterization of long-term potentiation of C-fiber-evoked potentials in spinal dorsal horn of adult rat: essential role of NK1 and NK2 receptors. J Neurophysiol. 78 (4), 1973-1982 (1997).
  23. Sandkühler, J., Liu, X. Induction of long-term potentiation at spinal synapses by noxious stimulation or nerve injury: LTP in spinal cord induced by noxious stimulation. Eur J Neurosci. 10 (7), 2476-2480 (1998).
  24. van den Broeke, E. N., et al. The effect of high-frequency conditioning stimulation of human skin on reported pain intensity and event-related potentials. J Neurophysiol. 108 (8), 2276-2281 (2012).
  25. van den Broeke, E. N., Lambert, J., Huang, G., Mouraux, A. Central sensitization of mechanical nociceptive pathways is associated with a long-lasting increase of pinprick-evoked brain potentials. Front Hum Neurosci. 10, 531(2016).
  26. Fallegger, F., Trouillet, A., Lacour, S. P. Subdural soft electrocorticography (ECoG) array implantation and long-term cortical recording in minipigs. J Vis Exp. (193), e64997(2023).
  27. Palma, M., et al. Chronic recording of cortical activity underlying vocalization in awake minipigs. J Neurosci Methods. 366, 109427(2022).
  28. Salatino, J. W., Ludwig, K. A., Kozai, T. D. Y., Purcell, E. K. Glial responses to implanted electrodes in the brain. Nat Biomed Eng. 1 (11), 862-877 (2017).
  29. Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes. J Neurosci Methods. 148 (1), 1-18 (2005).
  30. Meijs, S., et al. Biofouling resistance of boron-doped diamond neural stimulation electrodes is superior to titanium nitride electrodes in vivo. J Neural Eng. 13 (5), 056011(2016).
  31. Cramer, S. W., et al. Through the looking glass: a review of cranial window technology for optical access to the brain. J Neurosci Methods. 354, 109100(2021).
  32. O'Sullivan, K. P., Orazem, M. E., Otto, K. J., Butson, C. R., Baker, J. L. Electrical rejuvenation of chronically implanted macroelectrodes in nonhuman primates. J Neural Eng. 21 (3), 036056(2024).
  33. Holdgraf, C., et al. iEEG-BIDS, extending the Brain Imaging Data Structure specification to human intracranial electrophysiology. Sci Data. 6 (1), 102(2019).
  34. Mercier, M. R., et al. Advances in human intracranial electroencephalography research, guidelines and good practices. Neuroimage. 260, 119438(2022).
  35. Löscher, W., Worrell, G. A. Novel subscalp and intracranial devices to wirelessly record and analyze continuous EEG in unsedated, behaving dogs in their natural environments: a new paradigm in canine epilepsy research. Front Vet Sci. 9, 1014269(2022).
  36. Waziri, A., et al. Intracortical electroencephalography in acute brain injury. Ann Neurol. 66 (3), 366-377 (2009).
  37. Hartings, J. A., et al. Prognostic value of spreading depolarizations in patients with severe traumatic brain injury. JAMA Neurol. 77 (4), 489(2020).
  38. Takara, S., Kida, H., Inoue, T. Development of implantable devices for epilepsy: research with cats, dogs, and macaques in biomedical engineering. Advanced Robotics. 38 (14), 983-1007 (2024).
  39. Gierthmuehlen, M., et al. Mapping of sheep sensory cortex with a novel microelectrocorticography grid. J Comp Neurol. 522 (16), 3590-3608 (2014).
  40. Thielen, B., Meng, E. A comparison of insertion methods for surgical placement of penetrating neural interfaces. J Neural Eng. 18 (4), 041003(2021).
  41. MaassenVanDenBrink, A., Chan, K. Y. Neurovascular pharmacology of migraine. Eur J Pharmacol. 585 (2-3), 313-319 (2008).
  42. Costine-Bartell, B. A., et al. 2-photon imaging of fluorescent proteins in living swine. Sci Rep. 13 (1), 14158(2023).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на повторное использование текста или иллюстраций этой статьи JoVE

Запросить разрешение

Теги

Похожие статьи