Для просмотра этого контента требуется подписка на JoVE. Войдите или начните свой бесплатный пробный период.

Методическая статья

Мышиная модель хирургического повреждения матки и последующих исходов беременности

1.8K просмотров

⸱

DOI:

10.3791/67977

⸱

27 июня 2025 г.

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

В этой статье

Краткое содержание

Этот протокол описывает процедуру индуцирования повреждения матки на мышиной модели с последующим анализом во время последующей беременности.

Аннотация

Повреждение матки в результате кесарева сечения (кесарева сечения) и других процедур (расширение и выскабливание, миомэктомия и т. д.) может привести к ряду осложнений при последующих беременностях, включая предлежание плаценты, спектр приращения плаценты (PAS), беременность с рубцом при кесаревом сечении и разрыв матки. Кесарево сечение составляет примерно 30% родов в США, и, по прогнозам, эти показатели будут расти. Таким образом, необходимо более глубокое понимание механизмов, с помощью которых возникают расстройства беременности, связанные с травмами, и платформа для тестирования возможных вмешательств. Для достижения этих целей существует острая потребность в животных моделях повреждения матки, особенно в тех, которые учитывают влияние травмы на последующие внутриутробные исходы. В этом протоколе описывается новая хирургическая процедура для модели механически индуцированного повреждения матки у лабораторной мыши (Mus musculus). Демонстрируются шаги, предпринятые для подготовки к операции, индукции самой травмы матки и процедур послеоперационного восстановления. Представлена дополнительная информация о вскрытии как небеременных, так и беременных мышей. В целом, подробно описывая набор процедур для индуцирования повреждения матки в модели in vivo , этот протокол представляет собой удобный метод для выяснения молекулярных и клеточных событий заживления ран матки и их влияния на последующую беременность.

Введение

Хотя 1 из 3 родов в США проводится с помощью кесарева сечения (Кесарево сечение), мало что известно о том, как заживает матка и как поврежденная матка приводит к осложнениям при последующих беременностях 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12, 13. Эти осложнения включают разрыв матки, предлежание плаценты, PAS и беременность с рубцом от кесарева сечения, которые в совокупности затрагивают ~2,5% пациенток, перенесших одно или несколько кесаревых сечений 1,2,6,8,12,14,15,16,17. Предлежание плаценты характеризуется аномальным расположением плаценты в нижней части матки 4,16. Это не только вызывает физическую обструкцию шейки матки и повышенный риск кровотечения во время беременности, но также является значительным фактором риска для более тяжелого, инвазивного состояния PAS 8,12. СППВ характеризуется чрезмерной инвазией плаценты слишком глубоко в материнские ткани, вплоть до мочевого пузыря или прямой кишки, и часто требует гистерэктомии с помощью кесарева сечения для предотвращения угрожающего жизни материнского кровотечения12,17. Беременность с рубцом кесарева сечения, хотя и редкая, сопровождается высоким уровнем сопутствующих заболеваний, включая выкидыши, гибель плода и преждевременные роды18,19. В дополнение к осложнениям, связанным с предыдущими кесаревыми сечениями в анамнезе, другие маточные процедуры, такие как миомэктомия или дилатация и кюретаж (D&C), также приводят к заболеваемости пациентки. Например, у ~30% пациенток, перенесших D&C после позднего самопроизвольного аборта, и у 46% пациенток, перенесших вторую гистероскопическую резекцию по поводу лейомиомы, развиваются внутриматочные спайки, характерные для синдрома Ашермана (АС)20,21. АС поражает ~2% женщин, вызывая аменорею, дисменорею, неудачную имплантацию эмбриона, повторяющуюся потерю беременности, преждевременные роды и/или PAS21,22. Таким образом, учитывая значительную заболеваемость и смертность, связанную с предшествующей травмой матки, экспериментальная модель на животных имеет решающее значение не только для выяснения механизмов заживления ран матки и того, как повреждение матки влияет на последующие исходы беременности, но и в качестве платформы для разработки новых диагностических итерапевтических средств.

Таким образом, в нескольких исследованиях были разработаны мышиные модели повреждения матки. Тем не менее, в ранних исследованиях либо не изучались последствия повреждения матки для последующихбеременностей25, либо ограничивались повреждением просветной поверхности матки для изучения имплантации эмбриона за пределами окна рецептивности эндометрия у овариэктомированных мышей26. Чтобы восполнить эти пробелы в знаниях, модель, описанная в этом протоколе, наряду с другими недавними исследованиями, представляет новую хирургическую методологию введения травмы матки у мышей27,28. В этом протоколе в качестве модельного организма используется обычная лабораторная мышь из-за ее широкой доступности, генетической управляемости, короткой беременности, быстрого времени от рождения до полового созревания, больших размеров помета и экономической эффективности. Кроме того, анатомическая особенность двух маточных рогов у мышей позволяет осуществлять внутренний контроль с неповрежденным рогом у каждого экспериментального животного, а также возможность отделять локальные дефекты непосредственно в рубце от . глобальные дефекты по всей маточной среде. Подход, описанный в этом протоколе, включает в себя простую дорсальную лапаротомию с последующим использованием иглы с заусенцем для создания разреза через как эндометриальный, так и миометрийный слои одного маточного рога. Эта методология наиболее точно имитирует травмы, наблюдаемые во время кесарева сечения и миомэктомии, хотя она может быть легко модифицирована для исследования неинцизионных травм, таких как D&C, которые предшествуют AS29,30. После травмы животным дают восстановиться, а затем скрещивают с самцами-производителями для временной беременности для изучения последствий травмы на последующие внутриутробные исходы27,28.

Несмотря на то, что общая стратегия этого протокола схожа с другими недавними исследованиями, есть аспекты этого протокола, которые обеспечивают явные преимущества. Например, как Li et al., так и Burke et al. осуществляли доступ к матке абдоминально, а не дорсально, как описано здесь31,32. Дорсальный подход является более простым в выполнении и более благоприятным для быстрого послеоперационного восстановления животного. Для небеременных мышей в исследовании Burke et al. для выскабливания эндометрия использовались изогнутые иглы или кюретки, таким образом, более точно имитируя D&C, в отличие от полнослойных инцизионных повреждений в этом протоколе, которые более точно моделируют кесарево сечение и миомэктомию. У перинатальных мышей Burke et al. вводили разрезы на мезотриале, а не на антимезотриальной поверхности, где эмбрионы имплантируются, как описано здесь. Используя иглу с заусенцами, в отличие от ножниц, используемых Li et al.31, этот подход можно легче модифицировать от полноразмерных до ограниченных эндометрием травм для моделирования как D&C, так и кесарева сечения и миомэктомии. Как Li et al., так и Burke et al. закрыли маточные раны швами, которые, хотя и более точно соответствуют событиям во время кесарева сечения, вносят дополнительную вариабельность в процесс заживления, а также потенциальную возможность воздействия инородного тела 31,32,33,34,35,36. В аналогичных исследованиях на крысах использовались брюшные пути для создания полнослойных разрезных37,38 или иссеченных39 маточных ран, которые закрывались с помощью швов 37,38,39 как у небеременных 38,39, так и у беременных37 животных. Таким образом, представленный здесь протокол особенно подходит для исследователей, заинтересованных в легком и воспроизводимом подходе, который требует минимального хирургического опыта, учитывает события, связанные с имплантацией эмбриона и плацентацией после полнослойной травмы матки, и легко адаптируется к широкому спектру вопросов, включая D&C-подобные повреждения эндометрия27,28.

В шаге 1 этого протокола изложены предоперационные шаги. Шаг 2 описывает хирургическую процедуру для индуцирования травмы маточного рога. Наконец, в Шаге 3 подробно описывается вскрытие беременной матери для изучения влияния операции на матку на последующую беременность. В целом, это исследование представляет собой уникальную хирургическую модель заживления ран матки и связанных с этим исходов беременности на грызунах, которая быстро выполняется и проста в применении.

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Протокол

Все процедуры, представленные в этом протоколе, были одобрены Комитетом по институциональному уходу за животными и их использованию (IACUC) Калифорнийского университета в Дэвисе (протокол IACUC #23985). Процедуры, описанные в этом протоколе, обычно выполняются на самках C3H в возрасте от 7-10 недель до 19-25 г веса, хотя этот протокол подходит для самок мышей всех линий, возрастов и веса, в зависимости от вопроса исследователя. Наблюдайте за животными перед операцией, чтобы убедиться, что для исследований используются только здоровые животные без признаков травм или стресса. Подробная информация об используемых реагентах и оборудовании приведена в Таблице материалов.

1. Подготовка операционной зоны

  1. До дня операции поместите все хирургические инструменты (тонкие щипцы (#5 или #55), иглодержатель, изогнутые ножницы радужной оболочки глаза и аппликатор с зажимами для кожи (с зажимами)) в стерилизационные пакеты и автоклав.
  2. При использовании инъекционного анестетика необходимо приготовить рабочее разведение 10 мг/мл кетамина и 1 мг/мл ксилазина в 0,9% физиологическом растворе хлорида натрия.
    Примечание: В качестве альтернативы, изофлуран, вводимый через носовой конус, является приемлемой формой анестезии40.
  3. Непосредственно перед операцией наденьте средства индивидуальной защиты (СИЗ): лабораторный халат, хирургическую шапочку для волос, хирургическую маску для лица и перчатки.
  4. Подготовьте предоперационную зону.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Она может состоять из одной впитывающей скамьи, выстланной бумажными полотенцами, и клетки, в которой животное может отдохнуть после получения анестезии перед операцией. Застелите клетку для животных бумажными полотенцами и поставьте ее рядом с предоперационной площадкой для скамейки.
  5. Взвесьте животное, предназначенное для хирургического вмешательства, в тарелированном пластиковом стакане или аналогичном контейнере на весах (рисунок 1А). Запишите вес, чтобы рассчитать подходящее количество анестетика, анальгетика и физиологического раствора.
  6. Введите животному инъекционную анестезию с помощью следующих этапов:
    1. Наполните инсулиновый шприц соответствующим объемом рабочего разведения кетамина/ксилазина (см. шаг 1.1) для достижения дозы 100 мг/кг кетамина и 10 мг/кг ксилазина (рисунок 1B).
      Примечание: Например, животному весом 22 г потребуется 0,22 мл 10 мг/мл кетамина и 1 мг/мл раствора ксилазина.
    2. Введите соответствующую дозу кетамина/ксилазина внутрибрюшинно (в/в) после надежного потирания и переворачивания животного в положение лежа на спине41 (рисунок 1C).
      ПРИМЕЧАНИЕ: При необходимости можно использовать защиту от натертостей.
  7. Наблюдайте за животным в течение примерно 3 минут. Введите дополнительно 0,02 мл раствора кетамина/ксилазина I.P.41 , если в течение этого промежутка времени наблюдается движение.
  8. Проверьте наличие адекватной седации, выполнив щипокорение переднего пальца ноги через ~10 минут после введения анестезии40,42.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Животные обычно достигают хирургической плоскости анестезии в течение 10-15 минут. Мышам C3H обычно требуется на ~20% больше анестетика, чем животным, принимавшим C57BL/6 или BALB/c (например, 0,24 мл раствора кетамина/ксилазина для животного 20 г). Дозировку может потребоваться определить эмпирически на основе каждого отдельного штамма.
  9. После прекращения движения подкожно (S.C.) введите животному 0,5 мг/кг бупренорфина с пролонгированным высвобождением (рисунок 1D).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Учитывая небольшой объем и вязкую природу бупренорфина с пролонгированным высвобождением, рекомендуется вводить его вблизи лопатки, одновременно удерживая кожу другой рукой.
  10. Чтобы защитить глаза животного, нанесите офтальмологическую мазь с помощью стерильного ватного тампона (рисунок 2А).
  11. Поместите животное под наркозом на предоперационную абсорбирующую прокладку, выстланную бумажными полотенцами.
  12. Осторожно выбрейте место разреза от нижней до средней части спины с помощью триммера для меха (Рисунок 2B). Удалите излишки шерсти с помощью бумажных полотенец, а затем валиком для ворса (Рисунок 2C).1.12
    ПРИМЕЧАНИЕ: Крем для удаления волос можно наносить с помощью стерильного ватного тампона для полного удаления шерсти.
  13. Продезинфицируйте место разреза с помощью спиртовых салфеток и тампонов с повидон-йодом следующим образом:
    1. Начиная с центра предполагаемого места разреза, круговыми движениями протрите наружу спиртовой салфеткой (Рисунок 2D).
    2. Далее протрите место разреза тампоном с повидон-йодом аналогичным образом (рисунок 2Е).
    3. Чередуйте подушечки со свежим алкоголем и тампоны с повидон-йодом в общей сложности 3 раунда.
  14. Подготовьте операционную область следующим образом (см. рисунок 3А):
    1. Поместите вторую абсорбирующую прокладку под осветитель, а затем стерильную хирургическую простыню поверх абсорбирующей прокладки.
    2. Стерилизуйте перчатки и осветитель с 70% этанолом.
    3. Поместите стерильные хирургические инструменты по краям хирургической простыни и поместите животное в центр операционной области.
  15. Создайте стерильное поле, наложив на животное стерильную простыню (например, Glad Press 'n Seal), оставив открытой только морду (рис. 3B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Во время использования чистые хирургические инструменты могут быть размещены на стерильных поверхностях, таких как стерильная простыня в операционной зоне.
  16. Вырежьте небольшой квадрат над выбритой областью, готовясь к разрезу на этом месте (Рисунок 3C, D). Смотрите ПРИМЕЧАНИЕ к шагу 2.1 (ниже) для конкретного места разреза.

2. Хирургическая индукция травмы матки

ПРИМЕЧАНИЕ: В этом разделе описывается хирургическое вмешательство и процедура введения травмы в один маточный рог небеременной самки мыши. Сначала проводится дорсальная лапаротомия, чтобы обнажить верхнюю часть маточного рога. Затем в просвет матки вводится игла с заусенцем 25 G, чтобы повредить эндометрий матки и, при желании, прорезать миометрий. Это создает продольную рану в поврежденном роге матки, что позволяет проводить дальнейшие эксперименты для решения таких вопросов, как заживление матки и как травма влияет на последующую беременность. Важно, чтобы животное было должным образом усыплено перед проведением операции. Как описано в Шаге 1, несколько параметров указывают на то, что животное находится под адекватной анестезией. К ним относятся прекращение движения, снижение частоты дыхания, отсутствие рефлекса передних конечностей. Кроме того, рефлекс задних конечностей при легком прикосновении должен отсутствовать, хотя этот рефлекс иногда сохраняется, несмотря на адекватную анестезию, при достаточном давлении40,42.

  1. Сделайте разрез 2-3 мм на тыльной стороне кожи мыши с помощью ножниц (прямых или изогнутых ножниц с радужной оболочкой), удерживая кожу тонкими щипцами (#5 или #55).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Отрежьте ~1/3 расстояния между основанием хвоста и шеей и ~0,5 см от средней линии. Смотрите рисунок 4А.
  2. Сделайте разрез 2-3 мм в фасции, непосредственно перекрывающей жировой пакет яичника (рисунок 4В).
  3. Аккуратно возьмитесь за жировую подушку яичника с помощью щипцов и извлеките ее из разрезов на фасции и коже (рисунок 4C).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Части жировой подушки могут быть разрезаны, чтобы яичник и матка могли быть удалены из полости тела. Избегайте травмирования любой части самого женского репродуктивного тракта, а также селезенки и любых крупных кровеносных сосудов рядом с жировым пакетом.
  4. После обнажения верхней трети матки выполните следующие действия (рисунок 4D):
    1. Аккуратно закрепите перевязку матки щипцами (рис. 5A, B).
    2. Острым концом иглы с заусенцами создайте небольшое отверстие в верхней части матки (рис. 5A, B).
    3. Осторожно введите иглу и начните соскабливать антимезометрическую поверхность маточного рога (рисунок 5C).
    4. Продолжайте выскабливать до тех пор, пока не будет достигнута полная перфорация как эндометриального, так и миометриального слоев (Рисунок 5D).
      ПРИМЕЧАНИЕ: Чрезмерное давление щипцами и/или введение иглы может привести к разрыву матки в месте перевязки матки, что приведет к отделению маточного рога от яйцевода и яичника. Если с помощью заусенной иглы трудно создать входное отверстие в матку без повреждения маточно-трубочной вязки, в качестве альтернативы можно использовать незаусенцевую иглу 25 G или 27 G. Затем игла с заусенцами может быть вставлена в это отверстие для создания разреза, как описано выше. При описанном здесь подходе в маточном роге делаются разрезы на всю толщину. Однако, если требуется менее обширное повреждение матки, игла 25 G с заусенцем может быть использована для выскабливания только самых внутренних слоев матки, таких как эндометрий. Кроме того, в этой процедуре не используются швы для закрытия матки, чтобы избежать введения реакции инородного тела в качестве дополнительной переменной; Тем не менее, наложение швов на матку является приемлемой альтернативой этой процедуре.
  5. Аккуратно верните поврежденный маточный рог в полость тела с помощью щипцов (рисунок 6А, Б).
  6. Наложите шов43 на фасцию размером 4-0 и удалите лишнюю нить (рисунок 6C-E).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Обычно достаточно одного шва для закрытия разреза в фасции.
  7. Закройте разрез кожи зажимами с помощью аппликатора с зажимами для кожи (рисунок 6F).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Для закрытия разреза необходимы один-два зажима.
  8. Подкожно вводят41 10 мг/кг карпрофена в качестве анальгезии и 0,5 мл физиологического раствора (0,9% NaCl) для послеоперационной поддерживающей терапии. Смотрите рисунок 7А.
  9. Используйте ушной прокол или пронумерованные металлические ушные бирки для идентификации животного44.
  10. Поместите животное в отапливаемую клетку для послеоперационного восстановления (рисунок 7B).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Как только животное сможет поднять голову, верните его в обычную клетку с подстилкой. Смотрите шаг 2.12 ниже.
  11. Если проводить дополнительные операции с использованием тех же хирургических инструментов, то выполнить следующие действия:
    1. Сначала очистите 70% этанолом и бумажными полотенцами.
    2. Затем повторно простерилизуйте инструменты, поместив их в стерилизатор для сухих стеклянных шариков на 30 секунд.
    3. Перед дальнейшим использованием дайте инструментам остыть до комнатной температуры.
  12. Верните животное (животных) в помещение для животных после возобновления движения, через ~1-2 часа после восстановления после операции, если использовался кетамин/ксилазин, или через ~5 минут после анестезии изофлураном.
  13. Ежедневно наблюдайте за животными на предмет признаков боли и дистресса и делайте ежедневные инъекции 10 мг/кг карпрофена по мере необходимости в течение 3 дней после операции.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Шкала гримас45 и оценка упитанности46 баллов являются стандартными ветеринарными оценками благополучия животных.

3. Спаривание и вскрытие беременных мышей для оценки последствий травмы матки

ПРИМЕЧАНИЕ: В зависимости от конкретного исследовательского вопроса, могут быть проведены различные анализы конечных точек после повреждения матки. Например, небеременные животные могут быть вскрыты в разные моменты времени после травмы для изучения кинетики заживления ран27. Кроме того, травмированные животные могут быть оплодотворены путем естественного спаривания или переноса эмбрионов для изучения влияния травмы на последующиебеременности. На этом этапе описывается оценка эмбрионального и плацентарного развития в поврежденной среде матки. В частности, на этом этапе подробно описывается организация спаривания по времени и вскрытия животных на 12,5-й день беременности эмбриона (E12.5, с утренним днем вагинальной пробки, определяемой как E0.5; более подробная информация о выявлении вагинальных пробок на шаге 3.2 ниже). В целом, Шаг 3 представляет собой пример последующих анализов, которые могут быть проведены после травмы для изучения конкретного набора экспериментальных вопросов.

  1. После послеоперационного восстановления проводят спаривание47 по времени путем совместного проживания травмированной самки с кобелем-производителем в возрасте 11 недель и старше.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Продолжительность восстановления после травмы будет определяться конкретным вопросом исследования. Исследования с использованием этого протокола обычно предусматривают 30 дней восстановления (с диапазоном от 5 до 105 дней) до начала спаривания по времени. Трио или гаремные спаривания снижают стоимость содержания и повышают эффективность этого экспериментального подхода. Однако обратите внимание, что такие конфигурации спаривания требуют одобрения учреждения и предназначены исключительно для целей вскрытия во время беременности; Живорождение от трио или гаремных браков вызывает стресс у животных и, как правило, не рекомендуется и не разрешается.
  2. Проводите проверку вагинальных пробок каждое утро до тех пор, пока пробка не будет обнаружена (см. Рисунок 8), после чего самку можно содержать отдельно от кобеля-производителя.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Пробки будут проявляться либо в виде белой массы во влагалищном канале (Рисунок 8A), либо в виде выпячивания всей области влагалища. Если внешне не видно никаких признаков пробки, во вагинальный канал можно медленно ввести зонд (рис. 8C, D). Любое сопротивление до полного введения наконечника вплоть до изгиба в ГСН щупа является признаком наличия заглушки. Проверку вилок следует проводить в ~7 утра или как можно раньше утром, так как вилки выпадают в течение дня. Более подробно о проверке вагинальных пробок см. Behringer et al.48. Для дополнительного и более достоверного подтверждения беременности можно использовать высокочастотное ультразвуковое исследование49,50. Если ультразвуковое исследование недоступно или нежелательно, было продемонстрировано, что увеличение веса предсказывает беременность с разумной точностью до E7,7551.
  3. Принесите животное в жертву (в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами) в желаемый срок беременности. Смотрите ПРИМЕЧАНИЕ ниже для получения подробной информации о том, как проводить эвтаназию животных и как выбрать срок беременности для вскрытия.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Дата подключения обозначается как E0.5. Выберите срок беременности на момент жертвоприношения, основываясь на рассматриваемом экспериментальном вопросе. Например, E4.5-E5.5 подходит для исследования периимплантационной биологии. Е11.5-Е14.5 рекомендуется для исследования среднегестационных плацентарных дефектов, включая наличие сросшихся плацент. Следуйте рекомендациям учреждения по эвтаназии животных. Приемлемой процедурой является 8-минутный инкубационный периодСО2 , за которым следует 2-минутный период ожидания и наблюдения, и, наконец, вторичное подтверждение эвтаназии через вывих шейки матки.
  4. После эвтаназии подготовьтесь к вскрытию следующим образом (см. рисунок 9А):
    1. Поместите животное в лежачее положение на поверхность для вскрытия.
    2. Приобретите необходимые инструменты для препарирования (щипцы, ножницы), а также чашки Петри, наполненные 1× PBS.
    3. Чтобы предотвратить прилипание выпавших прядей шерсти к месту вскрытия, перед вскрытием сначала намочите брюшную шерсть 70% этанолом, водой или 1× PBS.
  5. Сделайте надрез в нижней части живота, проведя щипцами за кожу живота и разрезая ножницами V-образную форму по длине живота до дна грудной клетки (разрез ~2 см на каждый удар буквой «V»). Смотрите рисунок 9B-D.
  6. Сделайте V-образный разрез в нижней стенке мышц живота (~2 см разрез для каждого штриха буквы «V»), удерживая его щипцами и разрезая V-образную форму до тех пор, пока не станет видна брюшная полость. Смотрите рисунок 9E,F.
  7. Обнажите матку, осторожно отодвинув в сторону кишечник и другое содержимое брюшной полости. Вытащите матку, содержащую эмбрионы, из брюшной полости и окажите на виду. Смотрите рисунок 9G.
  8. Извлеките матку вместе с заключенными в нее эмбрионами из брюшной полости. Поместите матку в чашку Петри, предварительно заполненную 1× PBS. Смотрите рисунок 9H.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Используйте щипцы, чтобы сначала захватить жировой пакет яичника. Затем с помощью ножниц отделите матку от остальной полости тела, сначала отрезав жир от яичников, затем мезометриальные артерии, влагалище, мезометриальные артерии вдоль другого маточного рога и, наконец, вторую жировую подушку яичников. Дальнейшая диссекция может быть проведена по мере необходимости для желаемого последующего анализа, такого как микроскопия или гистология. Пример данных приведен на рисунке 10 .

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Результаты

После хирургического вмешательства с использованием кетамина/ксилазина в качестве анестетика животные, как правило, частично подвижны в течение ~1 ч. и полностью подвижны в течение ~4-6 ч. Восстановление после изофлурановой анестезии обычно происходит в течение нескольких минут. Любые осложнения, которые могут возникнуть, такие как расхождение раны или боль, обычно проявляются в течение 1-3 дней после операции. Проводите ежедневные проверки состояния здоровья для отслеживания боли или осложнений до тех пор, пока разрез к...

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Обсуждение

Кесарево сечение составляет ~33% родов в США и до 55%-65% родов в таких странах, как Бразилия и Египет12,52, и все же мало что известно о том, как заживает матка после травмы или как эти травмы влияют на последующие беременности. В то время как предшествующее кесарево сечение является основным фактором риска таких нарушений беременности, как спектр приращения плаценты (PAS) и предлежание плаценты, механизмы, с

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, о котором можно было бы заявить.

Благодарности

Мы благодарим Службу по уходу за учебными и исследовательскими животными Калифорнийского университета в Дэвисе (TRACS) за их постоянную поддержку в области животноводства, процедурной и материально-технической поддержки. Мы благодарим Институт сердечно-сосудистых исследований Калифорнийского университета в Дэвисе (CVRI) Animal Model Core и директора ядра доктора Йи-Дже (Джея) Чена, доктора ветеринарных наук, доктора философии, за техническое руководство и поддержку, а также за использование хирургического комплекса для съемок. Мы благодарим всех сотрудников лаборатории Чжана за поддержку этой работы. Рисунок 5A был создан с помощью BioRender.com (https://BioRender.com/ig9sfon).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Материалы

Список материалов, использованных в этой статье
ИмяКомпанияКаталожный номерКомментарии
0,9% NaCl для инъекций, стерильныйФрезениус Каби63323-186-10
25 г x 5/8 дюйма BD PrecisionGlide™ ИглаБД305122
70% этанолНаучный центр ФишераBP82031GAL
Рассасывающийся шовный материал 4-0 из викрилаЭтиконДж214
Клетки для животныхВВР10712-110 и 10715-323Клетки, предоставленные животным объекта исследователя, приемлемы
Пробойник для животныхНаучный центр Фишера13-812-201
Система закрытия ран AutoClipИнструменты для точной науки12020-00
Инсулиновый шприц U-100Научный центр Фишера14-826-79Бренд BD
Тампоны с бетадиномМедлайнMDS093901
Бупренорфин с пролонгированным высвобождением, 1,3 мг/мл (Ethiqa XR)Фиделис Фармасьютикалз099114Приемлемы альтернативные препараты Бупренорфин или Бупренорфин гидрохлорид с пролонгированным высвобождением
Карпрофен (RIMADYL) 50 мг/мл ЗоетисRIM-00284R1
Изогнутые ножницы для радужной оболочки глазаМировые прецизионные приборы501759Г
Стерилизатор хирургических инструментов с сухими стеклянными шарикамиVWR ИНТЕРНЭШНЛ75999-324
Сухой стержень для стеклянных шариковVWR ИНТЕРНЭШНЛ75999-332
Самки мышей, обычно в возрасте от 8 до 12 недель, например, штамм C3HЧарльз Ривер025
Тонкие ножницы - изогнутые 10,5 смИнструменты для точной науки14370-23
Триммер для мехаНаучный центр Фишера50-195-4544
Рад Пресс ' n ПечатьНаучный центр ФишераNC1089054
Перчатки, нитриловыеНаучный центр Фишера19-130-1597С
H2O, стерильная дистиллированнаяИнструменты для точной науки15230170
Осветитель для операцийАмСкопХЛ150-АЙ
Кетамин, 100 мг/мл (зетамин)Дехра501072
ХалатеУлинеС-15376W-50
Оптический микроскопНаучный центр ФишераС13039
Валик для ворсаНаучный центр Фишера17-018-329
Nair Крем для удаления волосЦель049-06-3304
ИглодержательИнструменты для точной науки12500-12
Бумажные полотенцаСкотт1804
Чашка ПетриНаучный центр Фишера08-757-100
Фосфатно-солевой буфер (PBS)Thermo Fisher Scientific10010023
Пластиковый стаканThermo Fisher Scientific12010250
Искатель зонда с загнутым концомНаучный центр Фишера08-995
Fisherbrand™ Пакеты для стерилизации с мгновенной запайкой 9 см (Ш) x 13,3 см (В)Научный центр Фишера181250
Fisherbrand™ Пакеты для стерилизации с мгновенной запайкой 9 см (Ш) x 23 см (В)Научный центр Фишера181251
Щипцы, Fine, #5Инструменты для точной науки11254-20
Щипцы, Fine, #55 Инструменты для точной науки11295-51
ШкалаНаучный центр ФишераС93805
Ножницы хирургическиеИнструменты для точной науки14060-09
РаспылительНаучный центр ФишераS413505P
Прокладки для приготовления стерильного спиртаНаучный центр Фишера22-363-750
Стерильная офтальмологическая ветеринарная мазьПралубейPH-PURALUBE-VET
Стерильные тампоны для нанесения глазной мазиНаучный центр Фишера18-366-472
Стерилизационные пакетыНаучный центр Фишера19-910-673
Хирургическая простыняНаучный центр Фишера50-209-1792
Хирургическая шапочка для волосУлинеС-10480БЛУ
Хирургические маскиНаучный центр Фишера18-048-010
Thomas Scientific Absorbent Bench Underpad, подушечки для скамейки, 16,5 x 23 дюйма/42 x 58 смНаучный центр ФишераNC1588452
Нагревательная/индукционная камера с полным подогревом полаНаучный центр Фишера14-370-302
Стержни для зажимов для ранИнструменты для точной науки12022-09
100 мг/мл ксилазинДехраРомпун 100 мг/мл ксилазина

Ссылки

  1. Bowman, Z. S., et al. Risk factors for placenta accreta: A large prospective cohort. Am J Perinatol. 31 (9), 799-804 (2014).
  2. Miller, D. A., Chollet, J. A., Goodwin, T. M. Clinical risk factors for placenta previa-placenta accreta. Am J Obstet Gynecol. 177 (1), 210-214 (1997).
  3. Solheim, K. N., et al. The effect of cesarean delivery rates on the future incidence of placenta previa, placenta accreta, and maternal mortality. J Matern Fetal Neonatal Med. 24 (11), 1341-1346 (2011).
  4. Biswas, R., Sawhney, H., Dass, R., Saran, R. K., Vasishta, K. Histopathological study of placental bed biopsy in placenta previa. Acta Obstet Gynecol Scand. 78 (3), 173-179 (1999).
  5. Cramer, S. F., Heller, D. s Placenta accreta and placenta increta: An approach to pathogenesis based on the trophoblastic differentiation pathway. Pediatr Dev Pathol. 19 (4), 320-333 (2016).
  6. Khong, T. Y., Robertson, W. B. Placenta creta and placenta praevia creta. Placenta. 8 (4), 399-409 (1987).
  7. Khong, T. Y., Cramer, S. F., Heller, D. S. Chorion laeve accreta - Another manifestation of morbid adherence. Placenta. 74, 32-35 (2018).
  8. Silver, R. M., Barbour, K. D. Placenta accreta spectrum: Accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 42 (2), 381-402 (2015).
  9. Stanek, J., Drummond, Z. Occult placenta accreta: The missing link in the diagnosis of abnormal placentation. Pediatr Dev Pathol. 10 (4), 266-273 (2007).
  10. Tantbirojn, P., Crum, C. P., Parast, M. M. Pathophysiology of placenta creta: The role of decidua and extravillous trophoblast. Placenta. 29 (7), 639-645 (2008).
  11. Zhang, E. T., et al. PRG2 and AQPEP are misexpressed in fetal membranes in placenta previa and percretadagger. Biol Reprod. 105 (1), 244-257 (2021).
  12. Wortman, A. C., Alexander, J. M. Placenta accreta, increta, and percreta. Obstet Gynecol Clin North Am. 40 (1), 137-154 (2013).
  13. Wu, S., Kocherginsky, M., Hibbard, J. U. Abnormal placentation: Twenty-year analysis. Am J Obstet Gynecol. 192 (5), 1458-1461 (2005).
  14. Chazotte, C., Cohen, W. R. Catastrophic complications of previous cesarean section. Am J Obstet Gynecol. 163 (3), 738-742 (1990).
  15. Jurkovic, D., et al. First-trimester diagnosis and management of pregnancies implanted into the lower uterine segment cesarean section scar. Ultrasound Obstet Gynecol. 21 (3), 220-227 (2003).
  16. Fitzpatrick, K. E., et al. Incidence and risk factors for placenta accreta/increta/percreta in the UK: A national case-control study. PLoS One. 7 (12), e52893(2012).
  17. Jauniaux, E., Gronbeck, L., Bunce, C., Langhoff-Roos, J., Collins, S. L. Epidemiology of placenta previa accreta: A systematic review and meta-analysis. BMJ Open. 9 (11), e031193(2019).
  18. Silva, B., Viana Pinto, P., Costa, M. A. Cesarean scar pregnancy: A systematic review on expectant management. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 288, 36-43 (2023).
  19. Kaelin Agten, A., et al. First-trimester cesarean scar pregnancy: A comparative analysis of treatment options from the international registry. Am J Obstet Gynecol. 230 (6), 669.e1-669.e9 (2024).
  20. Gilman, A. R., Dewar, K. M., Rhone, S. A., Fluker, M. R. Intrauterine adhesions following miscarriage: Look and learn. J Obstet Gynaecol Can. 38 (5), 453-457 (2016).
  21. Smikle, C., Yarrarapu, S. N. S., Khetarpal, S. Statpearls. , Treasure Island (FL). (2024).
  22. Dreisler, E., Kjer, J. J. Asherman's syndrome: Current perspectives on diagnosis and management. Int J Womens Health. 11, 191-198 (2019).
  23. Hanuman, S., Pande, G., Nune, M. Current status and challenges in uterine myometrial tissue engineering. Bioengineered. 14 (1), 2251847(2023).
  24. Hanuman, S., B, H. K., Pai, K. S. R., Nune, M. Surface-conjugated galactose on electrospun polycaprolactone nanofibers: An innovative scaffold for uterine tissue engineering. ACS Omega. 9 (32), 34314-34328 (2024).
  25. Buhimschi, C. S., Zhao, G., Sora, N., Madri, J. A., Buhimschi, I. A. Myometrial wound healing post-cesarean delivery in the MRL/MPJ mouse model of uterine scarring. Am J Pathol. 177 (1), 197-207 (2010).
  26. Cowell, T. P. Implantation and development of mouse eggs transferred to the uteri of non-progestational mice. J Reprod Fertil. 19 (2), 239-245 (1969).
  27. Zhang, E. T., et al. Uterine injury during diestrus leads to placental and embryonic defects in future pregnancies in mice. Biol Reprod. , (2024).
  28. Zhang, E. T. Mouse surgical model of mechanical uterine injury and subsequent embryo defects. Curr Protoc. 4 (4), e1044(2024).
  29. Freedman, M. F., Schlaff, W. D. Avoiding Asherman's syndrome: Refining our approach to uterine evacuation. Fertil Steril. 116 (4), 961-962 (2021).
  30. Jensen, P. A., Stromme, W. B. Amenorrhea secondary to puerperal curettage (Asherman's syndrome). Am J Obstet Gynecol. 113 (2), 150-157 (1972).
  31. Li, Z., et al. Uterine scarring leads to adverse pregnant consequences by impairing the endometrium response to steroids. Endocrinology. 161 (11), bqaa174(2020).
  32. Burke, S. D., Zsengeller, Z. K., Karumanchi, S. A., Shainker, S. A. A mouse model of placenta accreta spectrum. Placenta. 99, 8-15 (2020).
  33. Anderson, J. M., Rodriguez, A., Chang, D. T. Foreign body reaction to biomaterials. Semin Immunol. 20 (2), 86-100 (2008).
  34. Carnicer-Lombarte, A., Chen, S. T., Malliaras, G. G., Barone, D. G. Foreign body reaction to implanted biomaterials and its impact in nerve neuroprosthetics. Front Bioeng Biotechnol. 9, 622524(2021).
  35. Klopfleisch, R., Jung, F. The pathology of the foreign body reaction against biomaterials. J Biomed Mater Res A. 105 (3), 927-940 (2017).
  36. Itoga, R., et al. Delayed onset of infectious foreign body granuloma for nonabsorbable sutures after open Achilles tendon repair: A case report. J Foot Ankle Surg. 60 (6), 1297-1300 (2021).
  37. Bowers, D., Mckenzie, D., Dutta, D., Wheeless, C. R., Cohen, W. R. Growth hormone treatment after cesarean delivery in rats increases the strength of the uterine scar. Am J Obstet Gynecol. 185 (3), 614-617 (2001).
  38. Kuramoto, G., et al. Human mesenchymal stem cell sheets improve uterine incision repair in a rodent hysterotomy model. Am J Perinatol. 39 (11), 1212-1222 (2022).
  39. Lin, N., et al. The effect of collagen-binding vascular endothelial growth factor on the remodeling of scarred rat uterus following full-thickness injury. Biomaterials. 33 (6), 1801-1807 (2012).
  40. Oh, S. S., Narver, H. L. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc. 4 (2), e995(2024).
  41. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (5), 600-613 (2011).
  42. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. Ilar Journal. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  43. Hoogstraten-Miller, S. L., Brown, P. A. Techniques in aseptic rodent surgery. Curr Protoc Immunol. Chapter 1 (Unit 1), 12-14 (2008).
  44. Stewart, K., Schroeder, V. A. Rodent identification I. J Vis Exp. , e10189(2023).
  45. Langford, D. J., et al. Coding of facial expressions of pain in the laboratory mouse. Nat Methods. 7 (6), 447-449 (2010).
  46. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: A rapid and accurate method for assessing health status in mice. Lab Anim Sci. 49 (3), 319-323 (1999).
  47. Stewart, K., Schroeder, V. A. Fundamentals of breeding and weaning. J Vis Exp. , e10293(2023).
  48. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting female mice in estrus and checking plugs. Cold Spring Harb Protoc. 2016 (8), prot092387(2016).
  49. Phoon, C. K. L., Ren, M. Is my mouse pregnant? High-frequency ultrasound assessment. J Vis Exp. (169), e61893(2021).
  50. Greco, A., et al. High-frequency ultrasound for in vivo pregnancy diagnosis and staging of placental and fetal development in mice. PLoS One. 8 (10), e77205(2013).
  51. Heyne, G. W., et al. A simple and reliable method for early pregnancy detection in inbred mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 54 (4), 368-371 (2015).
  52. Boerma, T., Ronsmans, C. Global epidemiology of use of and disparities in cesarean sections - Authors' reply. Lancet. 394 (10192), 25(2019).
  53. Alawadhi, F., Du, H., Cakmak, H., Taylor, H. S. Bone marrow-derived stem cell (BMDSC) transplantation improves fertility in a murine model of Asherman's syndrome. PLoS One. 9 (5), e96662(2014).
  54. Park, M., et al. Perivascular stem cell-derived cyclophilin A improves uterine environment with Asherman's syndrome via hif1alpha-dependent angiogenesis. Mol Ther. 28 (8), 1818-1832 (2020).
  55. Kim, J. H., et al. Intrauterine infusion of human platelet-rich plasma improves endometrial regeneration and pregnancy outcomes in a murine model of Asherman's syndrome. Front Physiol. 11, 105(2020).
  56. Feng, Q., et al. Establishment of an animal model of intrauterine adhesions after surgical abortion and curettage in pregnant rats. Ann Transl Med. 8 (4), 56(2020).
  57. Mansouri-Kivaj, N., et al. Homogenous subpopulation of human mesenchymal stem cells and their extracellular vesicles restore function of endometrium in an experimental rat model of Asherman syndrome. Stem Cell Res Ther. 14 (1), 61(2023).
  58. Gan, L., et al. Human amniotic mesenchymal stromal cell transplantation improves endometrial regeneration in rodent models of intrauterine adhesions. Cytotherapy. 19 (5), 603-616 (2017).

Доступ ограничен. Войдите в систему или начните пробный период, чтобы просмотреть этот контент.

Перепечатки и разрешения

Теги

Кесарево сечениеврастание плацентыпредлежание плацентызаживление ран маткиимплантация эмбрионахирургическая процедурарубцевание матки
Мышиная модель хирургического повреждения матки и последующих исходов беременности
Связаться с нами
Порекомендовать библиотеке

Конфиденциальность

Условия использования

Политики

© 2026 MyJoVE Corporation. Все права защищены.